Ячеечная модель культуры сопротивления артерий
Summary
Описан ячеечная модель культуры сопротивления артерий, позволяя для рассечения сигнальные пути в эндотелия, гладких мышц, или между эндотелия и гладкой мускулатуры (myoendothelial-Джанкшн). Избирательное применение агонистов или белка изоляции, электронной микроскопии, иммунофлюоресценции могут быть использованы с помощью этой модели культуры клеток.
Abstract
Myoendothelial соединения (меж), уникальный сигнализации microdomain в артериях сопротивления малого диаметра, экспонаты локализации специфических белков и сигнальных процессов, которые можно контролировать тонус сосудов и кровяного давления. Как это проекция либо из клеток эндотелия и гладкой мускулатуры и из-за его небольшой размер (в среднем, площадь ~ 1 мкм2), меж трудно изучать в изоляции. Однако мы разработали модель культуры клеток называется Сопредседатель культуры клеток сосудистой (VCCC), которая позволяет в vitro меж формирования, эндотелиальных клеток поляризации и рассечение сигнализации белков и процессов в стенке сосудистого сопротивления артерии. VCCC имеет множество приложений и могут быть адаптированы с учетом различных типов клеток. Модель состоит из двух типов клеток, выращиваемых на противоположных сторонах фильтра с 0,4 мкм поры, в которые в пробирке MEJs могут образовывать. Здесь мы опишем, как для создания VCCC через покрытие клеток и изоляции эндотелия, меж и гладких мышц фракции, которые затем могут быть использованы для изоляции белка или деятельность анализов. Фильтр с нетронутым клеток слои могут устанавливаться, встраиваемых и секционного для immunofluorescent анализа. Важно отметить, что многие из открытий от этой модели были подтверждены с помощью нетронутыми сопротивления артерий, подчеркивая ее физиологической значимости.
Introduction
В артериях сопротивления малого диаметра тонкой внутренней упругой пластинки (IEL) отделяет эндотелия (ЕК) и гладкомышечные клетки (SMC). Клетки могут проекта через отверстия в этом эластичной матрице и устанавливают прямые соединения цитоплазматических через разрыв соединения каналы1,2. Эта уникальная структура называется перекрестка myoendothelial (меж). МЕЖ-это небольшой (примерно 0,5 мкм x 0,5 мкм, в зависимости от сосудистого русла), сотовой проекция состоит преимущественно из эндотелиальных клеток, но могут происходить из гладких мышц, а также3,4. Ряд исследователей продемонстрировали огромную сложность сигнальной сети, которые происходят выборочно на меж, делает его особенно важное место для содействия двунаправленной передачи сигналов между эндотелия и гладкой мускулатуры5 ,6,,78,9,10.
Однако механистических рассечение сигнальных путей на меж трудно в артерии, нетронутыми. Потому что меж проекцию сотовый, это не возможно в настоящее время изолировать в vivo меж от сосудистой стенки. По этой причине была разработана модель VCCC1 . Важно отметить, что VCCC реплицирует физиологических эндотелиальной морфология11 и поляризации сигнализации между апикальной и меж части клетки12. Именно эта уникальная модель, которая облегчает открытие, альфа-гемоглобина в эндотелиальных клеток, поляризованных меж. Это в отличие от условно культивировали эндотелиальных клеток, которые не выражают альфа-гемоглобин13. Для исследователей, заинтересованных в микрососудистой эндотелия она может быть более целесообразно использовать эндотелиальных клеток, которые были культивировали в VCCC, особенно если цель состоит в том, чтобы вскрыть сигнальных путей, которые происходят в артериях сопротивления малого диаметра.
Использование прочные пластиковые вставки, содержащий фильтр с малого диаметра поры (0,4 мкм в диаметре) для совместного культуры двух типов различных клеток предотвращает клетки мигрируют между слоями. Это приводит к 10 мкм расстояние между клетками, которые значительно больше, чем в естественных условиях, но по-прежнему реплицирует многие из характеристик в vivo MEJs, включая локализация протеина и второй messenger сигнализации1 , 14. Кроме того, VCCC позволяет для ориентации клетки сигнализации через добавлением агонистов или антагонист конкретных клеточных отделения для конкретного типа. Например загрузка ЕК с BAPTA-AM в хелатной кальция и стимулирования РРХВ фенилэфрин14. В отличие от других описаний Сопредседатель культура модели15,16,,1718,19,20,21это обеспечивает Инструкция по изоляции отдельных фракций для мРНК и белков, включая собственный меж фракция в поры фильтра. Добавление этой методики VCCC позволяет для расследования конкретных изменений в мРНК локализации или транскрипции22, фосфорилирование белков12,23и активность белка12. Этой статье будет описано нанесение EC верхней части фильтра и SMC на дне, хотя возможна культура типы двух клеток в разных конформации11,18,24.
Protocol
Representative Results
Discussion
VCCC имеет ряд преимуществ с точки зрения изложив MEJs в пробирке, но есть точки обсуждения, при определении, если VCCC может использоваться для конкретного приложения. Например если различных типов клеток, которые будут использоваться с этой моделью, он будет нужно быть оптимизированы. …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана национальной сердца, легких и крови Институт предоставляет лектор стипендий 14PRE20420024 R01088554, T32HL007284 и Американской ассоциации сердца. Мы особенно благодарим Санкт Джуд сотовой Imaging общих исследований ядро, включая Рэндалл Уэйкфилд и Линда Хорнер для изображений, электронной микроскопии, Адам Straub для помощи с изображениями представитель иммунофлюоресценции и Pooneh Багер для нее ценную информацию о протоколе рукопись.
Materials
| 24mm diameter, 0.4µm Transwell Polyester membrane filter insert | Corning | 3450 | This is one 6 well plate of inserts |
| 225cm2 flask | Corning | 431082 | |
| 6 well plates (without filter inserts) | Corning | 3506 | |
| Primary human coronary artery endothelial cells | Lonza | CC-2585 | |
| Primary human coronary artery smooth muscle cells | Lonza | CC-2583 | |
| EBM-2 EC Basal media | Lonza | CC-3156 | |
| EC growth factors (EGM2 MV Single quots) | Lonza | CC-4147 | Add to basal media before use |
| SmBM SMC basal media | Lonza | CC-3181 | |
| SMC growth factors (SmGM-2 SingleQuot) | Lonza | CC-4149 | Add to basal media before use |
| 0.5% Trypsin-EDTA 10X | Gibco | 15400-054 | Dilute to 2X with sterile dPBS |
| Hemocytometer | VWR | 15170-208 | |
| large petri dishes for SMC Plating (150mm) | Corning | 353025 | |
| Bovine gelatin | Sigma | G-9382 | |
| Human fibronectin | Corning | 356008 | 5µg/ml of fibronectin and store at -20 |
| 10X Hanks' Buffered salt solution (HBSS) | Gibco | 14065-056 | Dilute to 1x with sterile water |
| 10X Dulbecco's Phosphate buffered saline (dPBS) | Gibco | 14200-075 | Dilute to 1x with sterile water |
| Disposable Curved Scalpel (30mm cutting edge) with handle | Amazon | MDS15210 | |
| Forceps | Fisher | 17-467-201 | |
| Cell lifter | Corning | 3008 | |
| Cell scraper | BD Falcon | 353085 | |
| 50mL conical tube | Corning | 352070 | |
| 10mm petri dishes | Falcon | 35-1008 | |
| Rneasy mini kit | Qiagen | 74104 | |
| RNA lysis reagent | Qiagen | 79306 | |
| Paraformaldehyde | Sigma | 158127 | Make 4% solution with dPBS |
| 70% ethanol | Fisher | 04-355-305 | |
| Cavicide disinfectant | Fisher | 131000 | |
| RIPA protein lysis buffer | Sigma | R0278 | |
| Sonic dismembranator | Fisher | Model 50 | |
| 1X PBS for harvesting EC/SMC and immunocytochemistry | Gibco | 10010023 | does not need to be sterile |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Embedding/Sectioning/Staining | |||
| Paraffin | Fisher | P31-500 | |
| Automated tissue processer | Excelsior | ES | |
| Embedding station + cold plate | Leica | HistoCore Arcadia | |
| Tissue Tek Accu-Edge Microtome blade | VWR | 25608-961 or 25608-964 | |
| Microscope slides | Thermo Fisher | 22-230-900 | |
| Coverslips | Thermo Fisher | 12-548-5E | |
| Prolong Gold mounting medium | Thermo Fisher | P36931 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Other Solutions | **Perform all steps in sterile conditions if using the solution on live cells | ||
| Sterile dPBS | Autoclave water to sterilize. Using the sterile water make DPBS (450mL sterile water: 50mL 10X DPBS), mix and filter sterilize (0.2µm filter). Final concentration: 1X |
||
| sterile HBSS | Autoclave water to sterilize. Using the sterile water make HBSS (450mL sterile water: 50mL 10X HBSS), mix and filter sterilize (0.2µm filter). Final concentration: 1X |
||
| Fibronectin stock solution | Use 50mL of sterile water to fibronectin to make stock of 1mL aliquots, then freeze until needed Final concentration: 100µg/mL |
||
| Fibronectin to coat SMC side of VCCC | thaw one aliquot and add 1mL of fibronectin (100µg/mL) to 19mLs of 1X HBSS to reach a final concentration of 5µg/mL. Final concentration: 5µg/mL |
||
| 2x Trypsin EDTA solution | Dilute the 10X 0.5% Trypsin-EDTA to 2X with 1X dPBS (40mL DPBS: 10mL 10X Trypsin) . Final concentration: 2X |
||
| Blocking/antibody solution | (9mL 1X PBS, 25mL Triton X100, 50mg bovine serum albumin, 500mL normal serum) | ||
| Bovine gelatin to coat EC VCCC | Mix 0.5g bovine gelatin into 100mL distilled water. Autoclave prior to first use and store at room temperature. Keep in sterile conditions. Final concentration: 0.50% |
||
| 1X PBS for harvesting cells | does not need to be sterile |
References
- Isakson, B. E., Duling, B. R. Heterocellular contact at the myoendothelial junction influences gap junction organization. Circ Res. 97 (1), 44-51 (2005).
- Little, T. L., Xia, J., Duling, B. R. Dye tracers define differential endothelial and smooth muscle coupling patterns within the arteriolar wall. Circ Res. 76 (3), 498-504 (1995).
- Heberlein, K. R., Straub, A. C., Isakson, B. E. The myoendothelial junction: breaking through the matrix?. Microcirculation. 16 (4), 307-322 (2009).
- Straub, A. C., Zeigler, A. C., Isakson, B. E. The myoendothelial junction: connections that deliver the message. Physiology (Bethesda). 29 (4), 242-249 (2014).
- Isakson, B. E., Ramos, S. I., Duling, B. R. Ca2+ and inositol 1,4,5-trisphosphate-mediated signaling across the myoendothelial junction. Circ Res. 100 (2), 246-254 (2007).
- Dora, K. A., Doyle, M. P., Duling, B. R. Elevation of intracellular calcium in smooth muscle causes endothelial cell generation of NO in arterioles. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (12), 6529-6534 (1997).
- Sonkusare, S. K., et al. Elementary Ca2+ signals through endothelial TRPV4 channels regulate vascular function. Science. 336 (6081), 597-601 (2012).
- Ledoux, J., et al. Functional architecture of inositol 1,4,5-trisphosphate signaling in restricted spaces of myoendothelial projections. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (28), 9627-9632 (2008).
- Boerman, E. M., Everhart, J. E., Segal, S. S. Advanced age decreases local calcium signaling in endothelium of mouse mesenteric arteries in vivo. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 310 (9), H1091-H1096 (2016).
- Toussaint, F., Charbel, C., Blanchette, A., Ledoux, J. CaMKII regulates intracellular Ca(2)(+) dynamics in native endothelial cells. Cell Calcium. 58 (3), 275-285 (2015).
- Truskey, G. A. Endothelial Cell Vascular Smooth Muscle Cell Co-Culture Assay For High Throughput Screening Assays For Discovery of Anti-Angiogenesis Agents and Other Therapeutic Molecules. Int J High Throughput Screen. 2010 (1), 171-181 (2010).
- Biwer, L. A., et al. Two functionally distinct pools of eNOS in endothelium are facilitated by myoendothelial junction lipid composition. Biochim Biophys Acta. 1861 (7), 671-679 (2016).
- Straub, A. C., et al. Endothelial cell expression of haemoglobin alpha regulates nitric oxide signalling. Nature. 491 (7424), 473-477 (2012).
- Isakson, B. E. Localized expression of an Ins(1,4,5)P3 receptor at the myoendothelial junction selectively regulates heterocellular Ca2+ communication. J Cell Sci. 121 (Pt 21), 3664-3673 (2008).
- Axel, D. I., et al. Induction of cell-rich and lipid-rich plaques in a transfilter coculture system with human vascular cells. J Vasc Res. 33 (4), 327-339 (1996).
- Hastings, N. E., Simmers, M. B., McDonald, O. G., Wamhoff, B. R., Blackman, B. R. Atherosclerosis-prone hemodynamics differentially regulates endothelial and smooth muscle cell phenotypes and promotes pro-inflammatory priming. Am J Physiol Cell Physiol. 293 (6), C1824-C1833 (2007).
- Herzog, D. P., Dohle, E., Bischoff, I., Kirkpatrick, C. J. Cell communication in a coculture system consisting of outgrowth endothelial cells and primary osteoblasts. Biomed Res Int. , 320123 (2014).
- Jacot, J. G., Wong, J. Y. Endothelial injury induces vascular smooth muscle cell proliferation in highly localized regions of a direct contact co-culture system. Cell Biochem Biophys. 52 (1), 37-46 (2008).
- Scott-Drechsel, D., et al. A new flow co-culture system for studying mechanobiology effects of pulse flow waves. Cytotechnology. 64 (6), 649-666 (2012).
- van Buul-Wortelboer, M. F., et al. Reconstitution of the vascular wall in vitro. A novel model to study interactions between endothelial and smooth muscle cells. Exp Cell Res. 162 (1), 151-158 (1986).
- Wilhelm, I., Fazakas, C., Krizbai, I. A. In vitro models of the blood-brain barrier. Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (1), 113-128 (2011).
- Heberlein, K. R., et al. A novel mRNA binding protein complex promotes localized plasminogen activator inhibitor-1 accumulation at the myoendothelial junction. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 32 (5), 1271-1279 (2012).
- Straub, A. C., et al. Compartmentalized connexin 43 s-nitrosylation/denitrosylation regulates heterocellular communication in the vessel wall. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31 (2), 399-407 (2011).
- Cucina, A., et al. Vascular endothelial growth factor increases the migration and proliferation of smooth muscle cells through the mediation of growth factors released by endothelial cells. J Surg Res. 109 (1), 16-23 (2003).
- Heberlein, K. R., et al. Plasminogen activator inhibitor-1 regulates myoendothelial junction formation. Circ Res. 106 (6), 1092-1102 (2010).
- Isakson, B. E., Best, A. K., Duling, B. R. Incidence of protein on actin bridges between endothelium and smooth muscle in arterioles demonstrates heterogeneous connexin expression and phosphorylation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (6), H2898-H2904 (2008).
- Biwer, L. A., Isakson, B. E. Endoplasmic reticulum-mediated signalling in cellular microdomains. Acta Physiol (Oxf). 219 (1), 162-175 (2017).
