In Vivo Evaluatie van de fractuur Callus ontwikkeling tijdens het bot genezing in muizen met behulp van een MRI-compatibele osteosynthese apparaat voor de muis dijbeen
Summary
De evaluatie van de ontwikkeling van het weefsel in de breuk eelt tijdens het endochondral bot genezing is essentieel voor het controleren van het genezingsproces. Hier, rapporteren we het gebruik van een magnetische resonantie imaging (MRI)-compatibele externe fixator voor de muis dijbeen toe MRI scans tijdens bot regeneratie in muizen.
Abstract
Endochondral fractuur genezing is een complex proces met betrekking tot de ontwikkeling van vezelig, kraakbeenachtige en ossaal weefsel in de breuk eelt. Het bedrag van de verschillende weefsels in de eelt bevat belangrijke informatie over de breuk genezing vooruitgang. Beschikbaar in vivo technieken lengterichting de ontwikkeling te volgen eelt weefsel in preklinische fractuur-genezende studies met kleine dieren omvatten digitale radiografie en µCT imaging. Beide technieken zijn echter alleen onderscheid kunnen maken tussen gemineraliseerde en niet-gemineraliseerde weefsel. Daarom is het onmogelijk om te discrimineren kraakbeen uit vezelig weefsel. In tegenstelling, magnetische resonantie beeldvorming (MRI) visualiseert anatomische structuren op basis van de waterinhoud van hun en zou daarom kunnen identificeren noninvasively weke delen en het kraakbeen in de breuk eelt. Wij rapporteren hier, het gebruik van een MRI-compatibele externe fixator voor de muis dijbeen toe MRI-scans tijdens bot regeneratie in muizen. De experimenten aangetoond dat het fixatiemiddel en een op maat gemaakte montage apparaat toestaan repetitieve MRI-scans, waardoor longitudinale analyse van breuk-eelt weefsel ontwikkeling.
Introduction
Secundaire fractuur genezing is de meest voorkomende vorm van bot genezing. Het is een complex proces nabootsen van specifieke aspecten van de ontogenic endochondral ossificatie1,2,3. De vroege fractuur hematoom bestaat voornamelijk uit immune cellen, granulatie en fibreus weefsel. Lage zuurstof-spanning en hoge biomechanische stammen belemmeren osteoblast differentiatie op de breuk kloof, maar bevorderen de differentiatie van voorlopercellen in chondrocyten4,5,6. Deze cellen beginnen te verspreiden op de site van schade aan het vormen van een kraakbeenachtige matrix eerste stabiliteit van het gebroken bot. Tijdens de rijping van de eelt, chondrocyten worden hypertrofische, ondergaan apoptosis of trans-differentiëren in botcellen. Neovascularization op het overgangsgebied van kraakbeen naar bot zorgt voor verhoogde zuurstofniveaus, waardoor de vorming van benige weefsel7. Na het benige overbrugging van de kloof van de fractuur, biomechanische stabiliteit wordt verhoogd en treedt op osteoclastic verbouwing van de externe fractuur eelt te winnen van fysiologische bot contour en structuur3. Dus leveren de hoeveelheid vezelig, kraakbeenachtige en bony weefsel in de breuk eelt belangrijke informatie over het bot genezingsproces. Verstoorde of vertraagde genezing wordt zichtbaar door wijzigingen van eelt weefsel ontwikkeling zowel in mens en muizen8,9,10,11. Beschikbaar in vivo technieken lengterichting volgen eelt weefsel ontwikkeling in preklinische fractuur genezing studies met kleine dieren omvatten digitale radiografie en imaging12,13µCT. Beide technieken kunnen echter alleen te discrimineren tussen gemineraliseerde en niet-gemineraliseerde weefsel. In tegenstelling, MRI biedt uitstekende weke contrast en zou daarom kunnen identificeren van de weke delen en het kraakbeen in de breuk eelt.
Vorige werk toonde veelbelovende resultaten voor postmortem MRI in muizen met14 en in vivo MRI van de articulaire fracturen in muizen tijdens intramembranous bot-defect helende15. Beide studies wordt echter ook een beperkte ruimtelijke resolutie en weefsel contrast opgemerkt. Wij eerder blijk gegeven van de haalbaarheid van hoge resolutie in vivo MRI voor longitudinale beoordeling van zachte callus formatie tijdens lymfkliertest endochondral fractuur genezing van16. Wij rapporteren hier, het protocol voor het gebruik van een MRI-compatibele externe fixator voor dijbeen osteotomie bij muizen om te controleren van eelt weefsel ontwikkeling lengterichting tijdens de endochondral breuk genezingsproces. Het ontwerp van een op maat gemaakte montage apparaat voor het inbrengen van de externe fixator gezorgd voor een gestandaardiseerde positie tijdens herhaalde scans.
Protocol
Representative Results
Discussion
Wijzigingen en probleemoplossing:
Het belangrijkste doel van deze studie was om te beschrijven van een protocol voor het gebruik van een MRI-compatibele externe fixator voor dijbeen osteotomie in de muis met de mogelijkheid om eelt weefsel ontwikkeling lengterichting tijdens het endochondral fractuur-genezing te controleren. Het ontwerp van een op maat gemaakte montage apparaat voor het inbrengen van de externe fixator gezorgd voor een gestandaardiseerde positie tijdens herhaa…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wij danken Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele en Anne Subgang voor uitstekende technische ondersteuning. Wij danken ook de Duitse Research Foundation (CRC1149, INST40/499-1) en de AO Trauma Stichting Duitsland voor de financiering van deze studie.
Materials
| Anaesthesia tube | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-ANA-TUB-Mouse | |
| Anaesthetic machine | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-GME-MA | |
| Artery forceps | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH104R | |
| Autoclave | Systec, Wettenberg, Germany | DX-150 | |
| Autoclaving packaging | Stericlin, Feuchtwangen, Germany | 2301-04/06/10/12/16 | |
| Avizo software | FEI, Burlington, USA | – | Version 8.0.1 |
| BioSpec 117/16 magnetic resonance imaging system | Bruker Biospin, Ettlingen, Germany | 117/16 | |
| Bulldog clamp | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH 021R | |
| Carbon steel scalpel no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BA211/215 | |
| Ceramic mounting pin 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS691490 | |
| Clindamycin (300 mg / 2ml) | Ratiopharm, Ulm, Germany | – | |
| Dressing forceps 115 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD210R | |
| Dressing forceps 130 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD025R | |
| Drill bit coated 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS820420 | |
| Durogrip needle holder 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BM024R | |
| Foliodrape | Hartmann, Heidenheim, Germany | 2513026 | |
| Frekaderm | Fresenius, Bad Homburg, Germany | 4928211 | |
| Gigli saw 0.44 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.590.110.25 | |
| Hand drill | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.390.130-01 | |
| Heating plate | FMI, Seeheim, Germany | IOW-3704 | |
| Hygonorm gloves | Hygi, Telgte, Germany | 2706 | |
| Isoflurane | Abbot, London, UK | Forene | |
| Micro forceps 155 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD343R | |
| Micro scissors 120 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | FD013R | |
| Mouse FixEx L 0.7 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.611.300-10 | |
| Needle case for drills | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BL911R | |
| Needle holder | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB078R | |
| Octenisept | Schülke, Norderstedt, Germany | 121403 | |
| Osirix software | Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland | – | Version 4.0 |
| Oxygen, medical grade | MTI, Ulm, Germany | – | |
| Resolon 5/0 | Resorba, Nürnberg, Germany | 88143 | |
| Saline 0.9% | Braun, Melsungen, Germany | 3570350 | |
| Scalpel handle 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB073R | |
| Scissors 150 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BC006R | |
| Sealer for autoclave packaging | Hawo GmbH, Obrigheim, Germany | HM500 | |
| Sterican 27 G | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| Sterile surgical blades no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB511/515 | |
| Surgical gloves | Hartmann, Heidenheim, Germany | Peha-micron 9425712 | |
| Surgical light | Maquet SA, Ardon, France | Blue line 80 | |
| Syringes 5 ml | Braun, Melsungen, Germany | Injekt 4606051V | |
| Tissue forceps 80 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | OC091R | |
| Tramadol 25 mg/l | Grünenthal, Aachen, Germany | 100mg/ml | |
| Vasofix Safety | Braun, Melsungen, Germany | 4268113S-01 | |
| Vicryl 5-0 | Ethicon, Norderstedt, Germany | V30371 | |
| Visdisic eye ointment | Bausch & Lomb, Berlin, Germany | 3099559 |
References
- Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
- Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), S7-S21 (1998).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
- Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
- Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
- Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), 132-147 (1998).
- Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
- Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, 8-15 (2014).
- Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
- Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
- Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
- Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
- Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
- Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283 (2017).
- Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
- Al Faraj, ., Shaik A, S. u. l. t. a. n. a., Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829 (2014).
- Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
- Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).
