Summary

Percutane Contrast echocardiografie geleide Intramyocardial injectie en cel levering in een grote preklinische Model

Published: January 21, 2018
doi:

Summary

Nieuwe therapeutische strategieën in cardiale regeneratieve geneeskunde vereisen uitgebreide en gedetailleerde studies in grote preklinische diermodellen voordat zij kunnen worden beschouwd voor gebruik bij de mens. We laten hier zien een percutane contrast echocardiografie geleide intramyocardial injectietechniek bij konijnen, die is waardevol voor de hypothese testen van de werkzaamheid van dergelijke nieuwe therapieën.

Abstract

Cel en genetische therapie zijn spannende en veelbelovende strategieën met het oog op cardiale regeneratie in de omgeving van hartfalen met verminderd ejectie fractie (HFrEF). Voordat ze kunnen worden beschouwd voor gebruik en ten uitvoer gelegd bij de mens, zijn uitgebreide Preklinische studies verplicht in grote diermodellen te evalueren van de veiligheid, werkzaamheid, en het lot van de injectate (b.v., stamcellen) eenmaal in het myocardium overgeleverd. Kleine knaagdieren modellen bieden voordelen (bijvoorbeeld, kosteneffectiviteit, inschikkelijkheid voor genetische manipulatie); echter, gezien de inherente beperkingen van deze modellen, de bevindingen in dit zelden vertalen naar de kliniek. Omgekeerd, grote dierlijke modellen zoals konijnen, hebben voordelen (bijvoorbeeld, soortgelijke cardiale electrofysiologie t.o.v. mensen en andere grote dieren), met behoud van een goede kosteneffectieve balans. Hier, we laten zien hoe u kunt uitvoeren een percutane contrast echocardiografie geleide intramyocardial injectie (IMI) techniek, die minimaal invasieve, veilig, goed getolereerd, zeer effectief zijn in de beoogde levering van injectates en, met inbegrip van cellen, op verschillende locaties binnen het myocardium van een konijn-model. Voor de uitvoering van deze techniek, hebben wij ook geprofiteerd van een algemeen beschikbare klinische echocardiografie systeem. Na de invoering in de praktijk het protocol hier beschreven, een onderzoeker met fundamentele echografie kennis zal worden bevoegd zijn op de prestaties van deze veelzijdige en minimaal invasieve techniek voor routinematig gebruik in experimenten, gericht op de hypothese testen van de mogelijkheden van cardiale regeneratieve therapeutics in het konijn-model. Zodra competentie is bereikt, kan de hele procedure kan worden uitgevoerd binnen 25 minuten na het konijn te verdoven.

Introduction

Cel en gen-therapieën zijn spannend en ooit het uitwerken van strategieën voor het regenereren/repareren van de gewonde myocard in HFrEF. Een paar studies vergeleken de effectiviteit (b.v., cel retentie tarief) van de verschillende routes van cel levering, die consequent is gebleken dat de superioriteit van IMI over intracoronary of intraveneuze routes1,2 , 3 , 4 , 5. het is dus niet verwonderlijk dat een groot aantal studies over translationeel modellen van stamcel therapie van de gewonde myocard, leveren de injectate via het IIM uitgevoerd onder directe weergave in een open borst procedure6,7 . Deze benadering heeft echter verschillende beperkingen, met inbegrip van het invasieve karakter van de procedure, die het risico van peri-procedurele sterfte (vaak onder-gerapporteerd)8 draagt. Daarnaast elimineert een IMI onder direct zicht niet de mogelijkheid voor onbedoelde injectie in de ventriculaire holte. In de klinische praktijk kan een IMI tijdens open borst chirurgie een geschikte methode voor therapeutische cel levering, bijvoorbeeld, tijdens de coronaire bypassoperatie graft (CABG); echter, deze aanpak mogelijk niet geschikt is voor de levering van de cel in global cardiomyopathie van niet-ischemische herkomst (b.v.HFrEF ondergeschikt aan anthracycline-geïnduceerde cardiomyopathie (AICM)).

Er is geen twijfel dat de ischemische hartziekte (IHD) is de meest voorkomende oorzaak van HFrEF (~ 66%)9,10; echter niet-ischemische cardiomyopathie, met inbegrip van AICM, geldt nog steeds een aanzienlijk deel van de patiënten met HFrEF (33%)9 . Inderdaad, de recente vooruitgang in klinische oncologie hebben geresulteerd in meer dan 10 miljoen overlevenden van kanker in de VS alleen al11, met schattingen van een vergelijkbaar aantal in Europa, consistent met een algemene trend naar betere overleving van kankerpatiënten12 ,,13. Dus, het verkennen van de voordelen van nieuwe therapieën, zoals stamcel transplantatie voor niet-ischemische cardiomyopathie, evenals de trialing van een doeltreffende en minimaal invasieve route van levering van de cel van de stam is van het allergrootste belang, gezien het toenemende aantal patiënten beïnvloed door cardiotoxicity ondergeschikt aan geneesmiddelen tegen kanker.

Van de nota impliceert hypothese testen studies met stamcel therapie gericht op het herstellen/regenereren de gewonde myocard vaak het gebruik van kleine knaagdieren (b.v., muizen en ratten). Deze modellen vereisen vaak dure hoogfrequente ultrasone systemen voor evaluatie van myocardiale functie, meestal uitgerust met lineaire matrix omvormers hebben sommige inherente bijbehorende beperkingen (bv, galm)14. Andere modellen zoals konijnen, dat een grote preklinische model, echter sommige voordelen voor hypothese testen van stamcellen therapieën in HFrEF. Dus, in tegenstelling tot de ratten en muizen, konijnen houden een Ca+ 2 vervoerssysteem en cellulaire electrofysiologie die lijkt op die van de mens en andere grote dieren (bijvoorbeeld, honden en varkens)15,16,17 ,18,19. Een ander voordeel, is hun inschikkelijkheid voor cardiale echografie beeldvorming met behulp van relatief goedkoop en overal verkrijgbaar klinische echocardiografie systemen uitgerust met relatief hoge frequentie fase matrix omvormers, bijvoorbeeld, 12 MHz, zoals die veelvuldig worden gebruikt bij Neonatale en pediatrische cardiologie. Deze systemen kunnen uitstekende echocardiographic beeldbewerking met state of the art technologie en zij profiteren van de superioriteit van harmonic imaging20. Bovendien uitgebreide hypothese testen van het potentieel van cardiale regeneratieve therapie (b.v., stamcel therapie), hun veiligheid, werkzaamheid, cardiomyogenic potentieel, alsmede evaluatie van het lot van de injectate eenmaal afgeleverd in de myocard, is verplicht, voordat ze voor menselijk gebruik kunnen worden beschouwd, en ze vereisen het gebruik van grote preklinische diermodellen, zoals het konijn17,19. Hier beschrijven we een minimaal invasieve techniek voor cel levering via percutane contrast-echocardiografie begeleide IMI een klinische echocardiografie-systeem, dat is gericht op stamcel transplantatie gebaseerde therapie voor niet-ischemische cardiomyopathie20 . Ook beschrijven we de voordelen van de Oost-Indische inkt (InI, ook bekend als China inkt) als een echografie contrast agent en in situ tracer van de injectate in het hart van het konijn.

Protocol

De experimenten die hierin worden beschreven werden goedgekeurd door de ethische commissie van het onderzoek van de Universiteit van Murcia, Spanje, en werden uitgevoerd overeenkomstig richtlijn 2010/63/EG van de EuropeseCommissie. De stappen die beschreven werden uitgevoerd onder operationele standaardprotocollen die deel uitmaakten van het werkplan en niet uitsluitend met het oog op het filmen van de begeleidende video op dit papier zijn uitgevoerd. 1. bereiding van de cellen en zoogdieren exp…

Representative Results

Percutane Contrast echocardiografie geleide IMI met InI: Hierboven beschreven met behulp van het protocol, en zodra de optimale positionering van de punt van de naald werd bevestigd door echocardiografie en de injectie gestart, transmurale hyperechogenicity werd waargenomen tijdens de levering van InI (10% v/v in PBS) (figuur 2E) , ook zo kort na het IMI aan de target-regio (<strong…

Discussion

Het primaire doel was het ontwikkelen van een minimaal invasieve techniek die worden voor de levering van stamcellen in het myocardium van konijnen (een groot formaat preklinische diermodel)17,18, gebruikt kan terwijl profiteren van het gebruik van een relatief goedkoop imaging systeem beschikbaar in veel klinische en onderzoekscentra. Hier laten we zien dat met behulp van een systeem van klinische echocardiografie, en geholpen door InI, een algemeen beschikbare …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs bedanken Sheila Monfort, Brenda Martínez, Carlos Micó, Alberto Muñoz en Manuel Molina voor uitstekende ondersteuning geboden bij het verzamelen van gegevens en Carlos Bueno voor het verstrekken van de EGFP(+) HEK-293-cellen. Dit werk werd gedeeltelijk door ondersteund: Fundación Séneca, Agencia de Ciencia y Tecnología, Región de Murcia, Spanje (JT) (verlenen van nummer: 11935/PI/09); Red de Terapia Celular, ISCIII-Sub. Gral. Redes, VI PN de ik + D + ik 2008-2011 (verlenen neen. RD12/0019/0001) (JMM), mede gefinancierd met de structuurfondsen van de Europese Unie (EFRO) (JMM); en, de Universiteit van Reading, Verenigd Koninkrijk (AG, GB) (centrale financiering). De financiers had geen rol in de studie ontwerp, gegevensverzameling en analyse, besloten tot bekendmaking of voorbereiding van het manuscript.

Materials

HD11 XE Ultrasound System Philips 10670267 Echocardiography system.
S12-4 Philips B01YgG 4-12 MHz phase array transducer
Ultrasound Transmision Gel (Aquasone) Parket laboratories Inc N 01-08
Vasovet 24G Braun REF 381212  over-the-needle catheter
Omnifix-F 1 ml syringe Braun 9161406V
Imalgene (Ketamine) Merial RN 9767 Veterinary prescription is necessary
Domtor (Medetomidine) Esteve CN 570686.3 Veterinary prescription is necessary
Heating Pad
Faber-Castel TG1 Faber-Castel 16 33 99 India (China) Ink
Holter Syneflash Ela medical SF0003044S 24 h Holter ECG system.
Electrodes Blue Sensor® Ambu (NUMED) VLC-00-S Holter ECG electrodes.
Microtome Leica Biosystems RM2155
Microscope Olimpus CO11
ABC Vector Elite Vector Laboratories PK-6200 Avidin Biotin Complex Kit.
Chicken anti-GFP antibody Invitrogen A10262 Primary antibody.
Biotinylated goat-anti-chicken IgG Antibody Vector Laboratories BA-9010 Secondary Antibody.
3,30-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB) DAKO (Agilent) S3000
Fluorescence Microscope Carl Zeiss
MicroImaging
Zeiss AX10 Axioskop
Holter ECG Elamedical Syneflash SF0003044S
Dulbecco’s modified Eagle medium (DMEM)  Fisher Scientific 11965084
10% fetal calf serum (FCS) Fisher Scientific 11573397
0.05% Trypsin-Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Fisher Scientific 25300054
Lipofectamine 2000 (Lipid transfection reagent) Fisher Scientific 11668019
Reduced serum medium (Opti-MEM) Fisher Scientific 31985070
Hygromycin B Calbiochem (MERCK) 400051
Xylene (histological) Fisher Scientific X3S-4
Hydrogen Peroxide Solution (H2O2) Sigma H1009
Pronase Fisher Scientific 53-702-250KU

References

  1. Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, I150-I156 (2005).
  2. Freyman, T., et al. A quantitative, randomized study evaluating three methods of mesenchymal stem cell delivery following myocardial infarction. Eur Heart J. 27, 1114-1122 (2006).
  3. Perin, E. C., et al. Comparison of intracoronary and transendocardial delivery of allogeneic mesenchymal cells in a canine model of acute myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 44, 486-495 (2008).
  4. Dib, N., Khawaja, H., Varner, S., McCarthy, M., Campbell, A. Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery. J Cardiovasc Transl Res. 4, 177-181 (2011).
  5. Li, S. H., et al. Tracking cardiac engraftment and distribution of implanted bone marrow cells: Comparing intra-aortic, intravenous, and intramyocardial delivery. J Thorac Cardiovasc Surg. 137, 1225-1233 (2009).
  6. Shiba, Y., et al. Human ES-cell-derived cardiomyocytes electrically couple and suppress arrhythmias in injured hearts. Nature. 489, 322-325 (2012).
  7. Chong, J. J., et al. Human embryonic-stem-cell-derived cardiomyocytes regenerate non-human primate hearts. Nature. 510, 273-277 (2014).
  8. Lu, C., et al. Autologous bone marrow cell transplantation improves left ventricular function in rabbit hearts with cardiomyopathy via myocardial regeneration-unrelated mechanisms. Heart vessels. 21, 180-187 (2006).
  9. McMurray, J. J., et al. ESC guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure 2012: The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Acute and Chronic Heart Failure 2012 of the European Society of Cardiology. Developed in collaboration with the Heart Failure Association (HFA) of the ESC . Eur J Heart Fail. 14, 803-869 (2012).
  10. Sueta, C. A. The life cycle of the heart failure patient. Curr Cardiol Rev. 11, 2-3 (2015).
  11. Carver, J. R., et al. American Society of Clinical Oncology clinical evidence review on the ongoing care of adult cancer survivors: cardiac and pulmonary late effects. J Clin Oncol. 25, 3991-4008 (2007).
  12. Verdecchia, A., et al. Recent cancer survival in Europe: a 2000-02 period analysis of EUROCARE-4 data. Lancet Oncol. 8, 784-796 (2007).
  13. De Angelis, R., et al. Cancer survival in Europe 1999-2007 by country and age: results of EUROCARE–5-a population-based study. Lancet Oncol. 15, 23-34 (2014).
  14. Abu-Zidan, F. M., Hefny, A. F., Corr, P. Clinical ultrasound physics. J Emerg Trauma Shock. 4, 501-503 (2011).
  15. Del, M. F., Mynett, J. R., Sugden, P. H., Poole-Wilson, P. A., Harding, S. E. Subcellular mechanism of the species difference in the contractile response of ventricular myocytes to endothelin-1. Cardioscience. 4, 185-191 (1993).
  16. Pogwizd, S. M., Bers, D. M. Rabbit models of heart disease. Drug Discov Today Dis Mod. 5, 185-193 (2008).
  17. Gandolfi, F., et al. Large animal models for cardiac stem cell therapies. Theriogenology. 75, 1416-1425 (2011).
  18. Harding, J., Roberts, R. M., Mirochnitchenko, O. Large animal models for stem cell therapy. Stem Cell Res Ther. 4, 23 (2013).
  19. Chong, J. J., Murry, C. E. Cardiac regeneration using pluripotent stem cells–progression to large animal models. Stem Cell Res. 13, 654-665 (2014).
  20. Talavera, J., et al. An Upgrade on the Rabbit Model of Anthracycline-Induced Cardiomyopathy: Shorter Protocol, Reduced Mortality, and Higher Incidence of Overt Dilated Cardiomyopathy. BioMed Res Int. 2015, 465342 (2015).
  21. Bueno, C., et al. Human adult periodontal ligament-derived cells integrate and differentiate after implantation into the adult mammalian brain. Cell Transplant. 22, 2017-2028 (2013).
  22. Sahn, D. J., DeMaria, A., Kisslo, J., Weyman, A. Recommendations regarding quantitation in M-mode echocardiography: results of a survey of echocardiographic measurements. Circulation. 58, 1072-1083 (1978).
  23. Thomas, W. P., et al. Recommendations for standards in transthoracic two-dimensional echocardiography in the dog and cat. Echocardiography Committee of the Specialty of Cardiology, American College of Veterinary Internal Medicine. J Vet Intern Med. 7, 247-252 (1993).
  24. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).
  25. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  26. Howat, W. J., Wilson, B. A. Tissue fixation and the effect of molecular fixatives on downstream staining procedures. Methods. 70, 12-19 (2014).
  27. Cohen, A. H. Masson’s trichrome stain in the evaluation of renal biopsies. An appraisal. Am J Clin Pathol. 65, 631-643 (1976).
  28. Corti, R., et al. Real time magnetic resonance guided endomyocardial local delivery. Heart. 91, 348-353 (2005).
  29. Springer, M. L., et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289, H1307-H1314 (2005).
  30. Aoki, M., et al. Efficient in vivo gene transfer into the heart in the rat myocardial infarction model using the HVJ (Hemagglutinating Virus of Japan)–liposome method. J Mol Cell Cardiol. 29, 949-959 (1997).
  31. Guzman, R. J., Lemarchand, P., Crystal, R. G., Epstein, S. E., Finkel, T. Efficient gene transfer into myocardium by direct injection of adenovirus vectors. Circ Res. 73, 1202-1207 (1993).
  32. Magovern, C. J., et al. Direct in vivo gene transfer to canine myocardium using a replication-deficient adenovirus vector. Ann Thorac Surg. 62, 425-433 (1996).
  33. Suzuki, K., et al. Role of interleukin-1beta in acute inflammation and graft death after cell transplantation to the heart. Circulation. 110, II219-II224 (2004).
  34. Fukushima, S., et al. Direct intramyocardial but not intracoronary injection of bone marrow cells induces ventricular arrhythmias in a rat chronic ischemic heart failure model. Circulation. 115, 2254-2261 (2007).
  35. Vela, D., Maximilian Buja, L., Miller, L. W., Taylor, D. A., Willerson, J. T. . Stem Cell and Gene Therapy for Cardiovascular Disease. , 13-23 (2016).
  36. Fargas, A., Roma, J., Gratacos, M., Roig, M. Distribution and effects of a single intramuscular injection of India ink in mice. Ann Anat. 185, 183-187 (2003).
  37. Dib, N., et al. Recommendations for successful training on methods of delivery of biologics for cardiac regeneration: a report of the International Society for Cardiovascular Translational Research. JACC Cardiovasc Interv. 3, 265-275 (2010).
  38. Mu, Y., Cao, G., Zeng, Q., Li, Y. Transplantation of induced bone marrow mesenchymal stem cells improves the cardiac function of rabbits with dilated cardiomyopathy via upregulation of vascular endothelial growth factor and its receptors. Exp Biol Med (Maywood). 236, 1100-1107 (2011).
  39. Giraldo, A., et al. Percutaneous intramyocardial injection of amniotic membrane-derived mesenchymal stem cells improves ventricular function and survival in non-ischaemic cardiomyopathy in rabbits. Eur Heart J. 36, 149 (2015).
  40. Giraldo, A., et al. Allogeneic amniotic membrane-derived mesenchymal stem cell therapy is cardioprotective, restores myocardial function, and improves survival in a model of anthracycline-induced cardiomyopathy. Eur J Heart Fail. 19, 594 (2017).
  41. Prendiville, T. W., et al. Ultrasound-guided transthoracic intramyocardial injection in mice. J Vis Exp. , e51566 (2014).
  42. Laakmann, S., et al. Minimally invasive closed-chest ultrasound-guided substance delivery into the pericardial space in mice. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 386, 227-238 (2013).
  43. Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovasc Res. 39, 60-76 (1998).
  44. Ponikowski, P., et al. Depressed heart rate variability as an independent predictor of death in chronic congestive heart failure secondary to ischemic or idiopathic dilated cardiomyopathy. Am J Cardiol. 79, 1645-1650 (1997).
  45. Nolan, J., et al. Prospective study of heart rate variability and mortality in chronic heart failure: results of the United Kingdom heart failure evaluation and assessment of risk trial (UK-heart). Circulation. 98, 1510-1516 (1998).
  46. Galinier, M., et al. Depressed low frequency power of heart rate variability as an independent predictor of sudden death in chronic heart failure. Eur Heart J. 21, 475-482 (2000).
  47. Sheng, C. C., Zhou, L., Hao, J. Current stem cell delivery methods for myocardial repair. BioMed Res Int. 2013, 547902 (2013).
  48. Kim, R. J., et al. The use of contrast-enhanced magnetic resonance imaging to identify reversible myocardial dysfunction. N Engl J Med. 343, 1445-1453 (2000).
  49. Perin, E. C., et al. Transendocardial, autologous bone marrow cell transplantation for severe, chronic ischemic heart failure. Circulation. 107, 2294-2302 (2003).
check_url/56699?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Giraldo, A., Talavera López, J., Fernandez-Del-Palacio, M. J., García-Nicolás, O., Seva, J., Brooks, G., Moraleda, J. M. Percutaneous Contrast Echocardiography-guided Intramyocardial Injection and Cell Delivery in a Large Preclinical Model. J. Vis. Exp. (131), e56699, doi:10.3791/56699 (2018).

View Video