Summary

Laboratorio di allevamento di mosche stabili e altri ditteri muscoidi

Published: August 03, 2018
doi:

Summary

Una procedura per l’allevamento di mosche stabili (Stomoxys calcitrans) è presentata. La procedura utilizza materiali localmente disponibili per dieta componenti, attrezzature e forniture.

Abstract

Mosche stabili, Stomoxys calcitrans, sono parassiti gravi di bestiame, gli esseri umani, animali da compagnia e animali selvatici in tutto il mondo. Durante gli ultimi 20 + anni, cambiamenti nelle pratiche agronomiche ha provocato gravi epidemie di mosche stabili in diversi paesi. Questi focolai perturbato produzione zootecnica e ricreazione umana conseguente richieste pubbliche per aumentare gli sforzi di ricerca e gestione per questo parassita. Una procedura semplice e poco costoso per l’allevamento di mosche stabili per le ricerche di laboratorio è presentata. La procedura utilizza componenti localmente disponibili dieta, attrezzature e forniture. La procedura può essere adattata per l’allevamento di altre mosche muscoidi inclusi viso volare (Musca autumnalis), corno fly (da schistosoma haematobium irritans) e Mosca domestica (Musca domestica). La procedura produce puparia Vola stabile con una media di 12,5 mg e ~ 35% uovo alla sopravvivenza adulto. Circa 3000 mosche sono prodotte in ogni vaschetta.

Introduction

Mosche stabili, Stomoxys calcitrans (L.), sono ematofagi mosche cui punture dolorose può interferire il comportamento al pascolo del bestiame, causano dolore e sofferenza per animali da compagnia e interferire con attività ricreative umane in tutto il mondo. Mosche stabili immaturi sviluppano nella fermentazione materia vegetativa, spesso contaminato da rifiuti di origine animale. Colture e mutevoli pratiche agronomiche hanno prodotto gravi episodi di mosche stabili in presenza di residui colturali, verdure in Australia1, canna da zucchero in Brasile2e l’ananas in Costa Rica3. Anche se solo 14 mosche stabili per animale sono considerati la soglia economica4, sono state fatte osservazioni di più di 2.000 mosche per animale durante recenti focolai5. Tali livelli di infestazione riducono la produttività di host per vicino allo zero e possono causare mortalità6. A seguito di focolai agronomico associati, mosche stabili stanno ricevendo rinnovato interesse e domanda per colonie di laboratorio è aumentato drammaticamente.

Per quanto riguarda tutti gli insetti holometamorphic, mosche stabili ottenere tutti i nutrienti necessari per la crescita durante la fase larvale o immatura. Pertanto, una componente importante di un sistema di allevamento è la dieta larvale o substrato. Le larve del Mosca stabile sono state osservate lo sviluppo in un’ampia gamma di substrati in campo7 e sono dipendente della comunità microbica del substrato8,9. Substrati naturali larvali sono principalmente composte di decomposizione o vegetativi materiali spesso contaminati con rifiuti azotati di fermentazione.

Per l’allevamento di laboratorio, substrati larvale volare stabile sono di solito composte da un materiale vegetativo e una fonte di azoto aggiunto. Numerosi materiali sono stati usati per le diete larvale volare stabile. Le diete larvale prime ha imitato substrati naturali e incluso di fermentazione paglia di avena e letame di cavallo o mucca10,11. Fonti di carboidrati includono frumento crusca12,13,14, erba medica pasto12,13,14 e una formulazione commerciale sviluppato da specialità chimiche Produttori Association (CSMA, crusca di grano 33%, 27% di farina di erba medica, lievito di birra 40% granuli)13,14,15,16. Fonti di azoto includono lievito sospensione12, farina di pesce e di bicarbonato di ammonio17. Materiali inerti volumizzanti sono spesso inclusi nelle diete tra cui avena scafi12, bagassa13, vermiculite16, trucioli di legno13,18 e gusci di arachidi pellettato14.

Un obiettivo primario di laboratorio allevamento è quello di produrre un prodotto che è come fisiologicamente simile a “wild type” possibile in modo che gli esperimenti del laboratorio produrrà risultati riflettono quelle delle popolazioni di campo. Ciò richiede che essere minimizzato in allevamento e selezione per mantenere genetica diversità e risorse nutritive essere paragonabili a quelle nel campo. Gli obiettivi secondari sono per ridurre al minimo il lavoro e le spese. Una componente importante di minimizzare le spese è l’utilizzo di componenti di alimentazione disponibile localmente. Al volo stabile del sistema presentato di allevamento è stato sviluppato per raggiungere questi obiettivi.

Protocol

1. uovo insieme (Figura 1) Preparare tazza incita, inserire un’estremità del panno in Becher ~ 500 mL riempita con acqua calda (~ 40 ° C). Si sovrappongono i lati della tazza e fissare con un elastico. Piegare l’estremità libera del panno indietro sopra la parte superiore della Coppa. Posto Coppa incita in gabbia di mosche di 8 – 10 giorni vecchio per femmina Gravid h. ~ 2 stabile vola sarà oviposit sul panno. Allontana da uova in gabbia e risciacquare fuo…

Representative Results

Pupariate 10 – 14 giorni di larve e adulti emergono 14 – 16 giorni dopo la deposizione delle uova. Tempo di generazione, uovo, è ~ 24 giorni. Allevamento dei dati per maggio 2013 al gennaio 2017 con tre diversi agenti volumizzanti e due colonie sono presentati nella Figura 5. Cottonwood ha dato il miglior rendimento, 3867 ±1442 ( ± deviazione standard) pupe peso 12,5 ± 1,6 mg con 74…

Discussion

Mosche stabili possono trovare lo sviluppo in un’ampia varietà di substrati in natura e possono essere allevati in molti tipi di media in laboratorio. Abbiamo usato dei trucioli di legno e vermiculite come agenti volumizzanti. La vermiculite ha funzionato bene, ma fatto puparia separazione da allevamento medio difficile ed era costoso (~$0.60/pan). Forse a causa il rigore aggiunto di separare puparia dal mezzo, eclosion era inoltre più basso con vermiculite, 57% vs 75% per trucioli di legno. Trucioli di Cottonwood eran…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vorremmo ringraziare Anthony Weinhold e i numerosi studenti che hanno lavorato con noi nel corso degli anni per il supporto tecnico, nonché suggerimenti per migliorare il nostro insetto procedure di allevamento.

Materials

Diamalt Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ 2540
CSMA Fly media Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN 5S6Z
Thin Maxi Pad The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA 5001M
Calf Manna MannaPro, Chesterfield, MO, USA Manna Pro
Ammonium Bicarbonate Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA A1125
Wheat bran, Coarse Siemer Milling Company, Teutopolis, IL
Wood shavings Tractor Supply Company, Brentwood, TN 502770699
Fishmeal Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD F1550
Adult cages All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne Custom 45 × 45 × 45 cm, 18 × 16 mesh aluminum screen, stockinette access
9 × 28 cm black cotton cloth Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA K040-114 Egging cloth
10 liter plastic dish pans Rubbermaid, Saratoga Springs, NY FG2951ARWHT Larval pans
Stockinette, Cotton, 12" X 25 yd roll Tex-Care Medical Company, Burlington, NC 91311-225

References

  1. Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
  2. Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
  3. Solórzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).
  4. Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
  5. Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. , (2017).
  6. Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
  7. Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
  8. Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
  9. Romero, A., Broce, A., Zurek, L. Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies. Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).
  10. Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
  11. Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
  12. Doty, A. E. Convenient method of rearing the stable fly. J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).
  13. Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
  14. Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
  15. McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
  16. Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. The use of vermiculite in medium for stable fly larvae. J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).
  17. Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts. J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).
  18. Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age. Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).
  19. Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
  20. Zumpt, F. . The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).
  21. Wienhold, B. J., Taylor, D. B. Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska. Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).
  22. Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
  23. Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
  24. Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
  25. Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).
check_url/57341?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera. J. Vis. Exp. (138), e57341, doi:10.3791/57341 (2018).

View Video