Summary

עצם תלת-ממדי מטריצה חוץ-תאית מודל אוסטאוסרקומה

Published: April 12, 2019
doi:

Summary

המודל מטריצה חוץ-תאית (טוב) עצם אוסטאוסרקומה (OS) הוא מבוסס היטב שמוצג כאן. זה יכול לשמש בדומה לפיגום מתאימים מחקה הגידול העיקרי לצמיחה במבחנה , מתן מודל אידיאלי ללמוד את הטרוגניות היסטולוגית ו cytogenic של מערכת ההפעלה.

Abstract

אוסטאוסרקומה (OS) היא הנפוצה ביותר של סרטן העצמות העיקרי אגרסיבי ביותר. הוא מאופיין עם שינויים אנטומיים היסטולוגיים יחד עם האבחון או prognostic בקשיים. מערכת ההפעלה כוללת תאים סרטניים genotypically ו phenotypically הטרוגנית. עצם microenvironment רכיבים הם הוכיחו לחשבון עבור התקדמות הגידול הטרוגניות ומחלות. מטריצה חוץ-תאית עצם (טוב) שומר על מטריצות microstructural ומרכיבים ביוכימיים של יליד מטריצה חוץ-תאית. הגומחה רקמות ספציפיות מספק לפיגום חיובית ולטווח תא OS זריעה והתפשטות. מאמר זה מספק פרוטוקול עבור הכנת מודל טוב והן ביישום נסיוני נוסף. מערכת ההפעלה התאים יכולים לגדול, להבדיל לתוך עקבית עם המורכבות histopathological של דגימות קליניות OS מרובים פנוטיפים. המודל מאפשר גם ויזואליזציה של מורפולוגיות מגוונות והקשר שלהן עם שינויים גנטיים, מנגנוני הרגולציה המשמש כבסיס. כמו הומולוגי ל OS אנושי, מודל טוב-OS זה יכול להתפתח והחיל פתולוגיה, מחקר קליני של מערכת ההפעלה.

Introduction

אוסטאוסרקומה (OS) מתרחשת בדרך כלל באופן פעיל גדל באזורים, metaphysis של עצמות ארוכות, במהלך גיל ההתבגרות. יותר מ- 80% מהאתרים מושפעות OS יש העדפה metaphysis של שוקה הפרוקסימלית ואת הזרוע proximal, כמו גם עצם הירך דיסטלי והן צינתור, המתאים למיקום של לוחית הצמיחה1. מערכת ההפעלה כוללת תת תא מרובים עם מאפיינים mesenchymal והמגוון ניכר ב כיתה ותכונות היסטולוגית. עדויות תומכות גזע mesenchymal (MSCs), מבשרי מחויבת תאי העצם, pericytes של התאים של מקור2,3,4,5. תאים אלה ניתן לצבור שינויים גנטיים או epigenetic, להצמיח OS תחת השפעת מסוימים אותות microenvironmental של העצם. מנגנונים הן פנימי והן חיצוני התוצאה אי יציבות גנומית והטרוגניות של מערכת ההפעלה, עם פנוטיפים מורפולוגי ומחקרים קליניים מרובים6,7. עבור טיפולים בפעוט או הקרנה של תרופות חדשות, מודלים חדשניים צריך להיווצר אל מול הטרוגניות או הפרעות קליניות אחרות.

מערכת ההפעלה היא גידול מוצק אינטרה-osseous ממאירים. המורכבות ואת הפעילות של המקיפים אלמנטים microenvironment להיוועץ ההבדלים פנוטיפי ו פונקציונלי על תאים OS במקומות שונים של הגידול. מטריצה חוץ-תאית עצם (טוב) מספק לפיגום הביוכימי מבניים עבור התצהיר מינרלים ו עצם שיפוץ. החלק האורגני של מטריצה חוץ-תאית (ECM) מורכבת בעיקר סוג אני הקולגן מופרש על ידי תאי השושלת osteoblastic, בעוד חלק mineralized שלה מורכב סידן פוספט בצורה של היידרוקסיאפטיט8. התפקיד דינמי של רשתות ה-ECM לווסת אדהזיה תא, בידול, צולבות לדבר ורקמות לתפקד תחזוקה9.

Demineralized hydrogels טוב, ECM שימשו בהצלחה בתרבות תא ולשפר תא התפשטות10,11. ECM דמוי עצם מסונתז יכול לווסת את גודל מאגר, גורל החלטות והתקדמות שושלת היוחסין של MSCs12,13,14. יתר על כן, תוצאות ראיות חשיבותו הקלינית לספק פעילות osteogenic על ידי עירור תהליכים תאיים במהלך עצם היווצרות והתחדשות15,16,17.

במאמר זה, הקבוצה שלנו יוצר מודל שונה עם חלופה חיובית לתרבות לטווח ארוך תלת מימדי. תאים OS מוזרק טוב הרקמה-derived מציגים פנוטיפ heterogeneously mesenchymal בקלות לעומת תרבויות מימדי פלסטיק. טוב נגזר מן הרקמה הומולוגי בייעודי לאתר הצג יתרונה דרמטי כמו להיות נישה מקורית עבור מערכת ההפעלה תאים במבחנה , יש פוטנציאל אדיר במחקר תיאורטית וקלינית OS. הפלטפורמה טוב מאופיין פשוטה אך יעילה למחקר במבחנה , יורחב ב דוגמנות סרטן מרובים.

Protocol

טיפול בבעלי חיים ושימוש מתנהלים על פי מוסדות לאומיים של בריאות המדריך על טיפוח ועל שימוש של חיות מעבדה (NIH הפרסום NO.80-23, תוקן בשנת 1996) לאחר אישור מהאוניברסיטה חיה אתיקה הוועדה של סאן יאט-סן. 1. עצם ההכנה להשיג 4 כדי 6 בת עכברים BALB/c (ללא דרישה ספציפית סקס). המתת חסד של עכבר גיל?…

Representative Results

לאחר העלמות המינרלים, decellularization, טוב נראה שקוף עם חוסן ויותר אחיזה לעומת עצם העכבר מקורית. משקע שריר קטן ואת הרווח של חלל מדולרי ניתן בבירור לראות (איור 1א’, ב’). כדי לקבוע את decellularization יעיל של טוב, טוב נעוץ פרפין לאחר קיבוע, ואז חתוכים למקטעים μm 3-5 עבור hematoxylin-אאוזין (H & …

Discussion

באופן כללי, OS ניתן לסווג כמו osteoblastic, chondroblastic, fibroblastic תת בהתאם רכיב היסטולוגית הדומיננטי שלו. הפרוגנוזה שלה תלויה לא רק פרמטרים היסטולוגית אלא גם באתר שלה אנטומיים. זה עלול להתרחש בתוך העצמות (בתיבה אורתופדיים או תא intracortical), על המשטחים של עצמות, ובעוד אתרים extraosseous19. הופעתה והטר?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים ערך התמיכה של צ’ן Liuying זאו ארוך וסיוע הניהולית שלה לסיוע טכני מעולה שלו במהלך בניית עצם מטריצה חוץ-תאית פיגומים. מחקר זה נתמך על ידי מענקים הלאומי מדעי הטבע קרן של סין (31871413).

Materials

15 mL centrifuge tube Greiner 188271
50 mL centrifuge tube Greiner 227270
6 cm cell culture dish Greiner 628160
6-well plate Greiner 657160
Ampicillin Sigma-Aldrich A9393
C57-BL/6J mouse Sun Yat-sen University Laboratory Animal Center
CO2 incubator SHEL LAB SCO5A
Dibasic sodium phosphate Guangzhou Chemical Reagent Factory BE14-GR-500G
DMEM/F12 Sigma-Aldrich D0547
Fetal bovine serum Hyclone SH30084.03
Hemocytometer BLAU 717805
Kanamycin Sigma-Aldrich PHR1487
MG-63 Chinese Academy of Science, Shanghai Cell Bank Human osteosarcoma cell line
MNNG/HOS Chinese Academy of Science, Shanghai Cell Bank Human osteosarcoma cell line
Phenol red Sigma-Aldrich P4633 A solution of phenol red is used as a pH indicator: its color exhibits a gradual transition from yellow to red over the pH range 6.6 to 8.0.
Potassium chloride Sangon Biotech A100395
Potassium Phosphate Monobasic Sangon Biotech A501211
Sodium chloride Sangon Biotech A501218

References

  1. Longhi, A., Errani, C., De Paolis, M., Mercuri, M., Bacci, G. Primary bone osteosarcoma in the pediatric age: State of the art. Cancer Treatment Reviews. 32, 423-436 (2006).
  2. Mohseny, A. B., et al. Osteosarcoma originates from mesenchymal stem cells in consequence of aneuploidization and genomic loss of Cdkn2. Journal of Pathology. 219, 294-305 (2009).
  3. Mutsaers, A. J., Walkley, C. R. Cells of origin in osteosarcoma: mesenchymal stem cells or osteoblast committed cells. Bone. 62, 56-63 (2014).
  4. Sato, S., et al. Mesenchymal tumors can derive from Ng2/Cspg4-Expressing pericytes with β-Catenin modulating the neoplastic phenotype. Cell Reports. 16, 917-927 (2016).
  5. Patane, S., et al. MET overexpression turns human primary osteoblasts into osteosarcomas. Cancer Research. 66, 4750-4757 (2006).
  6. Poos, K., et al. Genomic heterogeneity of osteosarcoma – shift from single candidates to functional modules. PLoS One. 10, 123082 (2015).
  7. Martin, J. W., Squire, J. A., Zielenska, M. The genetics of osteosarcoma. Sarcoma. 2012, 1-11 (2012).
  8. Alfranca, A., et al. Bone microenvironment signals in osteosarcoma development. Cellular and Molecular Life Sciences. 72, 3097-3113 (2015).
  9. Alford, A. I., Kozloff, K. M., Hankenson, K. D. Extracellular matrix networks in bone remodeling. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 65, 20-31 (2015).
  10. Sawkins, M. J., et al. Hydrogels derived from demineralized and decellularized bone extracellular matrix. Acta Biomaterialia. 9, 7865-7873 (2013).
  11. Alom, N., Peto, H., Kirkham, G. R., Shakesheff, K. M., Bone White, L. J. Bone extracellular matrix hydrogel enhances osteogenic differentiation of C2C12 myoblasts and mouse primary calvarial cells. Journal of Biomedical Materials Research Part B-Applied Biomaterials. 106, 900-908 (2018).
  12. Datta, N., Holtorf, H. L., Sikavitsas, V. I., Jansen, J. A., Mikos, A. G. Effect of bone extracellular matrix synthesized in vitro on the osteoblastic differentiation of marrow stromal cells. Biomaterials. 26, 971-977 (2005).
  13. Rubio, R., et al. Bone environment is essential for osteosarcoma development from transformed mesenchymal stem cells. Stem Cells. 32, 1136-1148 (2014).
  14. Sadr, N., et al. Enhancing the biological performance of synthetic polymeric materials by decoration with engineered, decellularized extracellular matrix. Biomaterials. 33, 5085-5093 (2012).
  15. Gautschi, O. P., Frey, S. P., Zellweger, R. Bone morphogenetic proteins in clinical applications. Anz Journal of Surgery. 77, 626-631 (2007).
  16. Rochet, N., et al. Modification of gene expression induced in human osteogenic and osteosarcoma cells by culture on a biphasic calcium phosphate bone substitute. Bone. 32, 602-610 (2003).
  17. Spang, M. T., Christman, K. L. Extracellular matrix hydrogel therapies: in vivo applications and development. Acta Biomaterialia. 68, 1-14 (2018).
  18. Schenke-Layland, K., et al. Impact of decellularization of xenogeneic tissue on extracellular matrix integrity for tissue engineering of heart valves. Journal of Structural Biology. 143, 201-208 (2003).
  19. Klein, M. J., Siegal, G. P. Osteosarcoma: anatomic and histologic variants. American Journal of Clinical Pathology. 125, 555-581 (2006).
  20. Lipinski, K. A., et al. Cancer evolution and the limits of predictability in precision cancer medicine. Trends in Cancer. 2, 49-63 (2016).
  21. McGranahan, N., Swanton, C. Clonal heterogeneity and tumor evolution: past, present, and the future. Cell. 168, 613-628 (2017).
  22. Brown, H. K., Schiavone, K., Gouin, F., Heymann, M., Heymann, D. Biology of bone sarcomas and new therapeutic developments. Calcified Tissue International. 102, 174-195 (2018).
  23. Abarrategi, A., et al. Osteosarcoma: cells-of-origin, cancer stem cells, and targeted therapies. Stem Cells International. 2016, 1-13 (2016).
  24. Tsukamoto, S., et al. Mesenchymal stem cells promote tumor engraftment and metastatic colonization in rat osteosarcoma model. International Journal of Oncology. 40, 163-169 (2012).
  25. Rodriguez, C. J., et al. Aerosol gemcitabine: preclinical safety and in vivo antitumor activity in osteosarcoma-bearing dogs. Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. 23, 197-206 (2010).
  26. Rodriguez, C. J. Using canine osteosarcoma as a model to assess efficacy of novel therapies: Can old dogs teach us new tricks. Advances in Experimental Medicine and Biology. 804, 237-256 (2014).
  27. Mohseny, A. B., et al. An osteosarcoma zebrafish model implicates Mmp-19 and Ets-1 as well as reduced host immune response in angiogenesis and migration. Journal of Pathology. 227, 245-253 (2012).
  28. Saalfrank, A., et al. A porcine model of osteosarcoma. Oncogenesis. 5, 210 (2016).
  29. Zhang, Y., Pan, Y., Xie, C., Zhang, Y. MiR-34a exerts as a key regulator in the dedifferentiation of osteosarcoma via PAI-1–Sox2 axis. Cell Death & Disease. 9, (2018).
  30. Hashimoto, Y., et al. The effect of decellularized bone/bone marrow produced by high-hydrostatic pressurization on the osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Biomaterials. 32, 7060-7067 (2011).
  31. Benders, K. E. M., et al. Extracellular matrix scaffolds for cartilage and bone regeneration. Trends in Biotechnology. 31, 169-176 (2013).
  32. Grayson, W. L., et al. Effects of initial seeding density and fluid perfusion rate on formation of tissue-engineered bone. Tissue Engineering Part A. 14, 1809-1820 (2008).
  33. Mikulic, D., et al. Tumor angiogenesis and outcome in osteosarcoma. Pediatric Hematology and Oncology. 21, 611-619 (2004).
  34. Ren, K., et al. Vasculogenic mimicry: a new prognostic sign of human osteosarcoma. Human Pathology. 45, 2120-2129 (2014).
  35. Bonuccelli, G., et al. Role of mesenchymal stem cells in osteosarcoma and metabolic reprogramming of tumor cells. Oncotarget. 5, 7575-7588 (2014).

Play Video

Cite This Article
Zhang, Y., Yao, Y., Zhang, Y. Three-Dimensional Bone Extracellular Matrix Model for Osteosarcoma. J. Vis. Exp. (146), e59271, doi:10.3791/59271 (2019).

View Video