Summary

3D 인쇄 다공성 셀 루 로스 나노 하이드로 겔 건설 기계

Published: April 24, 2019
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Summary

이 프로토콜의 3 개의 중요 한 단계는 i) 개발 올바른 구성 및 일관성 ii) 3D로 다양 한 장비의 인쇄 셀 루 로스 히드로 잉크의 기 공 구조 좋은 모양 충실도 및 치수와 iii)의 데모는 연골 재생에 대 한 시뮬레이션 된 신체 조건에서 기계적 속성.

Abstract

이 작품은 제어 기 공 구조와 기계적 특성 셀 루 로스 나노 하이드로 겔 잉크를 사용 하 여 다공성 입방 건설 기계를 생산 하는 3 차원 (3D) 인쇄의 사용을 보여줍니다. 셀 루 로스 나노 (CNCs, 69.62 wt %) 3D는 균일 하 고 그라데이션 기 공 구조 (110-1, 100 µ m) 건설 기계에 인쇄와 매트릭스 (나트륨 alginate와 젤라틴) 기반으로 하이드로 겔 잉크 개발 되었다. 건설 기계 보였다 압축 계수 0.45 0.20의 범위에서 MPa에서 테스트 했을 때 시뮬레이션 (37 ° C에서 증류수)에서 vivo에서 조건. 기 공 크기와 연골 재생 응용 프로그램에 필요한 요구 사항을 일치 하는 3D 장비의 압축 계수. 이 작품은 선구자의 농도 의해 잉크의 일관성을 제어할 수 있는 다공성 3D 인쇄 과정에 의해 통제 될 수 있다 하 고 보여 줍니다 답례로 기계를 정의 하는 이러한 요인의 모두는 3D의 속성 인쇄 다공성 하이드로 겔 비 계입니다. 이 가공 방법 따라서 환자의 특정 필요에 따라 구조적으로 compositionally 사용자 정의 건설 기계 조작에 사용할 수 있습니다.

Introduction

셀 루 로스는 β의 선형 사슬 (1-4) 연결 된 D-포도 당 단위로 구성 된 다 당 류 이다. 지구상에서 가장 풍부한 천연 폴리머 이며 다양 한 해양 동물 (예를 들어, tunicates), 식물 (예를 들어, 나무, 면, 밀 짚), 조류 (예: Valonia), 버섯, 심지어 아메바 (원생 동물 등의 세균성 소스 등에서 추출 )1,2. 셀 루 로스 nanofibers (CNF) 및 셀 루 로스 나노 나노에 하나 이상의 차원 (CNC) 기계 및 셀 룰 로스에서 산 가수분해를 통해 얻을 수 있습니다. 그들은 뿐만 아니라 셀 룰 로스, 화학 수정, 낮은 독성, 생체 적합성, 생 분해성 및 재생, 잠재력 등의 속성을가지고 있지만 나노 특성 높은 특정 표면 영역 처럼 높은 기계적 성질 유 변 학적 및 광학 속성. 이러한 매력적인 속성 만든 CNFs 고 CNCs 생명 의학 어플리케이션에 적합, 3 차원 (3D)의 형태로 주로 히드로 투어3. 이러한 건설 기계 제어 기 공 구조와 상호 다공성 사용자 지정된 크기를 필요합니다. 우리의 그룹 및 다른 3 차원 다공성 섬유 나노 복합 재료 주조, 전기 및4,,56,,78동결을 통해 준비를 보고 있다. 그러나, 기 공 구조에 제어 하 고 복잡 한 형상의 제조 하지 이러한 전통적인 기법을 통해 이루어집니다.

3D 인쇄는 3D 개체가 만들어집니다 레이어 레이어 잉크9의 컴퓨터 제어 증 착을 통해 첨가제 제조 기술,입니다. 전통적인 기술을 통해 3D 인쇄의 장점은 디자인 자유, 제어 매크로 마이크로 크기, 복잡 한 아키텍처, 사용자 지정 및 재현성의 제조를 포함 한다.  또한, CNFs 및 CNCs의 3D 인쇄 제공 나노 입자의 전단 유도 정렬 방향, 그라데이션 다공성 선호와 3D bioprinting10,,1112, 를 쉽게 확장할 수 있습니다. 13 , 14 , 15. 최근, 3D 인쇄 하는 동안 정렬 되었습니다 CNCs의 역학 보고16,17. 3D 인쇄 된 조직 및 장기 선택과 살아있는 세포 및 성장 인자 농도 캐리어 잉크, 인쇄 압력 및 노즐 직경18의 구성 등 관련된 과제에도 불구 하 고 bioprinting의 분야에서 발전 활성화는 ,,1920.

다공성 및 압축 강도 연골 재생 장비의 그것의 효율성과 성능을 결정 하는 중요 한 속성이 있습니다. 기 공 크기 접착, 차별화, 그리고 영양분과 신진 대사 폐기물21의 교환에 관해서는 뿐만 아니라 세포의 확산에 대 한 중요 한 역할을 한다. 그러나 이상적인 값으로 간주 될 수 있는 더 확실 한 기 공 크기, 일부 연구 보여 높은 bioactivity 작은 숨 구멍을가지고 다른 보여 더 큰 숨 구멍을가지고 더 나은 연골 재생 하는 동안. Macropores (< 500 µ m) micropores (150-250 µ m) 셀 첨부 및 더 나은 기계적 성질22,23을 용이 하 게 하는 동안 조직 강화, 영양 공급 및 폐기물 제거를 용이 하 게. 이식된 비 계 처리의 시간에서 충분 한 기계적 무결성 있어야 이식 및 원하는 목적 완료 될 때까지. 자연 관절 연골에 대 한 집계 압축 계수 0.1-2의 범위에서 이기 위하여 보고 되 나이, 성별 및 테스트 위치4,,2425,26,27에 따라 MPa ,,2829.

우리의 이전 작품11, 3D 인쇄는 강화 CNCs 나트륨 alginate과 젤라틴의 매트릭스에 포함 된 하이드로 겔 잉크에서 이중 가교 된 폴리머 네트워크 (IPN) 큐브처럼의 다공성 bioscaffolds 조작 하 사용 되었다. 3D 인쇄 통로 균일 하 고 그라데이션 기 공 구조 (80-2,125 µ m) 나노 인쇄 방향으로 (방향 61-76%의 정도) 선호 방향 3D 건설 기계를 달성 하기 위해 최적화 되었다. 여기, 우리 존재의 연속 작업과 3D의 기계적 성질에 다공성의 효과 시뮬레이션된 신체 조건 건설 기계 히드로 인쇄 하는 방법을 보여 줍니다. 여기, 사용 CNCs cytocompatible 및 비-독성 (즉, 세포 성장 보육의 15 일 후에 확인 된30) 우리가 이전 알려졌다. 또한, 건설 기계 동결 사용 하 여 동일한 CNCs 나트륨 alginate와 젤라틴 보여주 높은 다공성, 인산 염 버퍼 염 분 및 중간 엽 줄기 세포5으로 cytocompatibility의 높은 통풍 관을 통해 준비. 이 작품의 목표는 하이드로 겔 잉크 처리, 다공성 장비의 3D 인쇄 및 압축 테스트입니다. 처리 경로의 회로도 그림 1에 표시 됩니다.

Protocol

1입니다. 전조의 준비 셀 루 로스 나노 서 스 펜 션의 준비참고: 셀 룰 로스 나노의 절연 매튜, 보고 절차에 따라 이루어집니다 외30. 희석 17 wt %의 현 탁 액 2 wt %를 추가 하 여 셀 루 로스 나노 2 L. 믹스 철저 하 게 효율적인 혼합 울트라 쥡니다 및 사용 작은 일괄 처리 (250-300 mL)를 사용 하 여 전체 볼륨을 증류수. 500-600 바의 압력에는 균질 화기를 통해 sonified…

Representative Results

CNCs 기반 나노 하이드로 겔 잉크 강한 비 뉴턴 전단 숱이 동작 (그림 2를) 보여 줍니다. 1.55 × 105 Pa.s 낮은 전단 속도 (0.001 s-1)의 명백한 점도 5 비교 22.60 Pa.s 50 s-1 ≈50의-1 일반적인 전단 속도 3D 인쇄 중 경험된 되 고 전단 속도에서 값에 의해 상품31 . 저장 모듈러스 G로 점 탄성 고체 행동을 전시 하는 하이드로 겔 ?…

Discussion

3D 인쇄는 하이드로 겔 잉크의 적합 한 유 변 학적 특성을 요구 한다. 고 점도 잉크는 저 점도 잉크 압출 후 그 모양을 유지 하지 하는 동안 그것의 압출에 대 한 극단적인 압력 필요 합니다. 하이드로 겔 잉크의 점도 재료의 집중을 통해 제어할 수 있습니다. 우리의 이전 작품11에 비교 하 여 하이드로 겔 잉크의 고체 콘텐츠 집중된 하이드로 겔 잉크 인쇄 비의 해상도 개선 하는 데 …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 크누트와 앨리스 발 렌 버그 재단 (발 렌 버그 나무 과학 센터), 스웨덴 연구 위원회, VR (Bioheal, DNR 2016-05709 DNR 2017-04254)에 의해 재정적으로 지원 됩니다.

Materials

60 mL syringe Structur3D Printing
Alginic acid sodium salt Sigma-Aldrich 9005-38-3
Anhydrous calcium chloride Sigma-Aldrich 10043-52-4
Clamps, three pronged, Talon VWR 241-0404 102 mm, Dual adjustment clamp, large, clamp extension 127 mm
Cura 2.4.0 Ultimaker Free slicing software
Discov3ry Complete Structur3D Printing Ultimaker 2+ 3D printer integrated with Discov3ry paste extruder
Gelatin from bovine skin Sigma-Aldrich 9000-70-8
Glutaraldehyde solution 50 wt. % in H2O Sigma-Aldrich 111-30-8
homogenizer SPX APV-2000
Instron 5960 Instron Instron 5960, Biopuls Bath, 100 N load cell, 37 °C,
Physica MCR 301 rheometer Anton Paar CP25-2-SN7617, gap height 0.05 mm, 25 °C
Sorvall Lynx 6000 centrifuge AB Ninolab s/n 41881692 F12-rotor (6×500 ml)
stainless steel nozzle Structur3D Printing 800, 600 and 400 µm
thingsinverse MakerBot's  sharing and downloading 3D printable things in form of stl files
ultra sonication Qsonica, LLC Q500
Unbarked wood chips Norway spruce(Picea abies) dry matter content of 50–55%

References

  1. Moon, R. J., Martini, A., Nairn, J., Simonsen, J., Youngblood, J. Cellulose nanomaterials review: structure, properties and nanocomposites. Chemical Society Reviews. 40 (7), 3941-3994 (2011).
  2. Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
  3. Chinga-Carrasco, G. Potential and limitations of nanocelluloses as components in biocomposite inks for three-dimensional bioprinting and for biomedical devices. Biomacromolecules. 19 (3), 701-711 (2018).
  4. Naseri, N., Poirier, J., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K., Mathew, A. P. 3-Dimensional porous nanocomposite scaffolds based on cellulose nanofibers for cartilage tissue engineering: tailoring of porosity and mechanical performance. Royal Society of Chemistry Advances. 6 (8), 5999-6007 (2016).
  5. Naseri, N., Deepa, B., Mathew, A. P., Oksman, K., Girandon, L. Nanocellulose-Based Interpenetrating Polymer Network (IPN) Hydrogels for Cartilage Applications. Biomacromolecules. 17 (11), 3714-3723 (2016).
  6. Naseri, N., Mathew, A. P., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K. Porous electrospun nanocomposite mats based on chitosan-cellulose nanocrystals for wound dressing: effect of surface characteristics of nanocrystals. Cellulose. 22 (1), 521-534 (2015).
  7. Xing, Q., Zhao, F., Chen, S., McNamara, J., DeCoster, M. A., Lvov, Y. M. Porous biocompatible three-dimensional scaffolds of cellulose microfiber/gelatin composites for cell culture. Acta Biomaterialia. 6 (6), 2132-2139 (2010).
  8. Nandgaonkar, A., Krause, W., Lucia, L. Fabrication of cellulosic composite scaffolds for cartilage tissue engineering. Nanocomposites for musculoskeletal tissue regeneration. , 187-212 (2016).
  9. Gross, B. C., Erkal, J. L., Lockwood, S. Y., Chen, C., Spence, D. M. Evaluation of 3D printing and its potential impact on biotechnology and the chemical sciences. Analytical Chemistry. 86 (7), 3240-3253 (2014).
  10. Markstedt, K., Mantas, A., Tournier, I., Martínez Ávila, H., Hägg, D., Gatenholm, P. 3D bioprinting human chondrocytes with nanocellulose-alginate bioink for cartilage tissue engineering applications. Biomacromolecules. 16 (5), 1489-1496 (2015).
  11. Sultan, S., Mathew, A. P. 3D printed scaffolds with gradient porosity based on a cellulose nanocrystal hydrogel. Nanoscale. 10, 4421-4431 (2018).
  12. Sultan, S., Siqueira, G., Zimmermann, T., Mathew, A. P. 3D printing of nano-cellulosic biomaterials for medical applications. Current Opinion in Biomedical Engineering. 2, 29-34 (2017).
  13. Sultan, S., Abdelhamid, H. N., Zou, X., Mathew, A. P. CelloMOF: Nanocellulose Enabled 3D Printing of Metal-Organic Frameworks. Advanced Functional Materials. , 1805372-1805384 (2018).
  14. Siqueira, G., et al. Cellulose Nanocrystal Inks for 3D Printing of Textured Cellular Architectures. Advanced Functional Materials. 27 (12), 1604619-1604629 (2017).
  15. Wang, J., et al. All-in-One Cellulose Nanocrystals for 3D Printing of Nanocomposite Hydrogels. Angewandte Chemie International Edition. 57 (9), 2353-2356 (2018).
  16. Hausmann, M. K., et al. Dynamics of Cellulose Nanocrystal Alignment during 3D Printing. ACS Nano. 12 (7), 6926-6937 (2018).
  17. Liu, Y., et al. Nanoscale assembly of cellulose nanocrystals during drying and redispersion. ACS Macro Letters. 7 (2), 172-177 (2018).
  18. Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nature Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
  19. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature communications. 5, 3935 (2014).
  20. Xia, Z., Jin, S., Ye, K. Tissue and organ 3D bioprinting. SLAS TECHNOLOGY: Translating Life Sciences Innovation. 23 (4), 301-314 (2018).
  21. Zhang, Q., Lu, H., Kawazoe, N., Chen, G. Pore size effect of collagen scaffolds on cartilage regeneration. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2005-2013 (2014).
  22. Loh, Q. L., Choong, C. Three-dimensional scaffolds for tissue engineering applications: role of porosity and pore size. Tissue Engineering, Part B: Reviews. 19 (6), 485-502 (2013).
  23. Bružauskaitė, I., Bironaitė, D., Bagdonas, E., Bernotienė, E. Scaffolds and cells for tissue regeneration: different scaffold pore sizes-different cell effects. Cytotechnology. 68 (3), 355-369 (2016).
  24. Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Critical Reviews™ in Biomedical Engineering. 37 (1-2), (2009).
  25. Athanasiou, K., Rosenwasser, M., Buckwalter, J., Malinin, T., Mow, V. Interspecies comparisons of in situ intrinsic mechanical properties of distal femoral cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 9 (3), 330-340 (1991).
  26. Schinagl, R. M., Gurskis, D., Chen, A. C., Sah, R. L. Depth-dependent confined compression modulus of full-thickness bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 15 (4), 499-506 (1997).
  27. Athanasiou, K., Niederauer, G., Schenck, R. Biomechanical topography of human ankle cartilage. Annals Biomedical Engineering. 23 (5), 697-704 (1995).
  28. Athanasiou, K. A., Liu, G. T., Lavery, L. A., Lanctot, D. R., Schenck, R. C. Biomechanical topography of human articular cartilage in the first metatarsophalangeal joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 348, 269-281 (1998).
  29. Guilak, F., Jones, W. R., Ting-Beall, H. P., Lee, G. M. The deformation behavior and mechanical properties of chondrocytes in articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 7 (1), 59-70 (1999).
  30. Mathew, A. P., Oksman, K., Karim, Z., Liu, P., Khan, S. A., Naseri, N. Process scale up and characterization of wood cellulose nanocrystals hydrolysed using bioethanol pilot plant. Industrial Crops and Products. 58, 212-219 (2014).
  31. Compton, B. G., Lewis, J. A. 3D-printing of lightweight cellular composites. Advanced Materials. 26 (34), 5930-5935 (2014).
  32. Sarem, M., Moztarzadeh, F., Mozafari, M. How can genipin assist gelatin/carbohydrate chitosan scaffolds to act as replacements of load-bearing soft tissues. Carbohydrate Polymers. 93 (2), 635-643 (2013).
  33. Chia, H. N., Hull, M. Compressive moduli of the human medial meniscus in the axial and radial directions at equilibrium and at a physiological strain rate. Journal of orthopaedic research. 26 (7), 951-956 (2008).
  34. Zhang, K., Fan, Y., Dunne, N., Li, X. Effect of microporosity on scaffolds for bone tissue engineering. Regenerative biomaterials. 5 (2), 115-124 (2018).
  35. Lin, N., Dufresne, A. Nanocellulose in biomedicine: Current status and future prospect. European Polymer Journal. 59, 302-325 (2014).
  36. Domingues, R. M., Gomes, M. E., Reis, R. L. The potential of cellulose nanocrystals in tissue engineering strategies. Biomacromolecules. 15 (7), 2327-2346 (2014).
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Sultan, S., Mathew, A. P. 3D Printed Porous Cellulose Nanocomposite Hydrogel Scaffolds. J. Vis. Exp. (146), e59401, doi:10.3791/59401 (2019).

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