Моноядерная клетка периферической крови человека (PBMC) привитала гуманизированная модель ксенотрансплантата для трансляционной иммуноонкологии (I-O)
Summary
Мы описываем человеческую периферическую одну из мононуклеалистических клеток крови (PBMC) – гуманизированную модель мыши ксенотранспланта для трансляционных иммуноонкологических исследований. Этот протокол мог бы служить общим ориентиром для установления и характеристики аналогичных моделей для оценки I-O терапии.
Abstract
Открытие и развитие иммуноонкологии (I-O) терапии в последние годы представляет собой веху в лечении рака. Тем не менее, проблемы с лечением сохраняются. Надежные и болезненные модели животных являются жизненно важными ресурсами для продолжения доклинических исследований и разработок в целях решения ряда дополнительных иммунных контрольно-пропускных пунктов. Здесь мы описываем мононуклеаклеальную клетку периферической крови человека (PBMC) – гуманизированную модель ксенотранспланта. BGB-A317 (Tislelizumab), исследуемое гуманизированное анти-PD-1 антитела в поздней стадии клинического развития, используется в качестве примера для обсуждения настройки платформы, характеристики модели и оценки эффективности лекарств. Эти гуманизированные мыши поддерживают рост большинства проверенных опухолей человека, что позволяет оценить I-O терапии в контексте как человеческого иммунитета и рака человека. После создания наша модель сравнительно эффективна во времени и с точки зрения затрат и, как правило, дает высокую воспроизводимую выгоду. Мы предполагаем, что протокол, изложенный в этой статье, может послужить общим ориентиром для создания моделей мышей, восстановленных с помощью человеческих PBMC и опухолей для исследования I-O.
Introduction
Иммуноонкология (I-O) является быстро расширяющейся областью лечения рака. Исследователи в последнее время начали ценить терапевтический потенциал модулирования функций иммунной системы для атаки опухолей. Иммунные блокпосты контрольно-пропускного пункта продемонстрировали обнадеживающую деятельность в различных типах рака, включая меланому, карциному почек, голову и шею, легких, мочевого пузыря и рака предстательной железы1,2. В отличие от целевых методов лечения, которые непосредственно убивают раковые клетки, I-O терапии потенцирует иммунную систему организма атаковать опухоли3.
На сегодняшний день создано множество актуальных моделей для животных I-O. К ним относятся: 1) линии опухолевых клеток мыши или опухоли гомотрансплантата в сингенных мышей; 2) спонтанные опухоли, полученные из генетически модифицированной мыши (GEM) или канцерогенной индукции; 3) химерные GEM с стук-в человека целевой наркотиков (ы) в функциональной иммунной системы мурин; и 4) мышей с восстановленным иммунитетом человека, пересаженный раковыми клетками человека или ксенотрансплантатами, полученными пациентом (PDX). Каждая из этих моделей имеет очевидные преимущества, а также ограничения, которые были описаны и рассмотрены широко в другом месте4.
Восстановление иммунитета человека у иммунодефицитных мышей все больше ценится как клинически значимый подход к трансляционным исследованиям I-O. Это обычно достигается через либо 1) прививки взрослых иммунных клеток (например, периферических клеток мононуклеарных клеток крови (PMBC))5,6, или 2) прививки гематопогетических стволовых клеток (HSC) от, например, пуповинной крови или плода печень7,8. Эти гуманизированные мыши могут поддерживать рост опухолей человека, что позволяет оценку I-O терапии в контексте как человеческого иммунитета и рака человека. Несмотря на преимущества, применение гуманизированных мышей в исследованиях I-O, как правило, было затруднено несколькими проблемами, такими как длительное время разработки модели и значительно высокая стоимость.
Здесь мы описываем модель на основе PBMC, которая может быть широко применена для трансляционных исследований I-O. Эта модель сравнительно временно йенсуманна и экономически эффективна с высокой воспроизводимостью в исследованиях эффективности. Он был использован в доме для оценки нескольких I-O терапии в настоящее время в доклинических и клинических развития. BGB-A317 (Tislelizumab), исследуемое гуманизированное анти-PD-1 антитело9 , используется в качестве примера для обсуждения разработки модели, характеристики и возможных применений для анализа противоопухолевой эффективности.
Protocol
Representative Results
Discussion
Наши знания о развитии рака и прогрессии значительно продвинулись в последние годы, с акцентом на всестороннее понимание как опухолевых клеток и связанных с ним стромы. Использование механизмов иммунной системы хозяина может вызвать большее воздействие на раковые клетки, что предста?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы благодарим сотрудников наших лабораторий за полезные обсуждения. Эта работа была частично поддержана биомедицинской и медико-биологической инновационной и культивирования научно-исследовательской программы Пекинской муниципальной комиссии по науке и технике в соответствии с соглашением о грантах No. No151100003915070 (проект “Доклиническое исследование по роману иммунной онкологии противоопухолевого препарата BGB-A317”), а также частично поддерживается внутренним финансированием компании для доклинических исследований.
Materials
| PBMC separation /cell culture | |||
| Histopaque-1077 | Sigma | 10771 | Cell isolation |
| DMEM | Corning | 10-013-CVR | Cell culture |
| DPBS | Corning | 21-031-CVR | Cell culture |
| FBS | Corning | 35-076-CV | Cell culture |
| Penicillin-Streptomycin, Liquid | Gibco | 15140-163 | Cell culture |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Gibco | 25200-114 | Cell culture |
| Matrigel | Corning | 356237 | CDX inoculation |
| FACS analysis | |||
| Deoxyribonuclease I from bovine pancreas | Sigma | DN25 | Sample preparation |
| Collagenase Type I | Sigma | C0130 | Sample preparation |
| Anti-mouse/human CD11b (M1/70) antibody | BioLegend | 101206 | FACS |
| Anti-mouse Ly-6C (HK1.4) antibody | BioLegend | 128008 | FACS |
| Anti-mouse Ly-6G (1A8) antibody | BioLegend | 127614 | FACS |
| Anti-human CD8 (OKT8) antibody | Sungene Biotech | H10082-11H | FACS |
| Anti-human CD279 (MIH4) antibody | eBioscience | 12-9969-42 | FACS |
| Anti-human CD3 (HIT3a) antibody | 4A Biotech | — | FACS |
| Guava easyCyte 8HT Benchtop Flow Cytometer | Millipore | 0500-4008 | FACS |
| Tumor/PDX implantation /dosing / measurement | |||
| Cyclophosphamide | J&K | Cat#419656, CAS#6055-19-2 | In vivo efficacy |
| Disulfiram | J&K | Cat#591123, CAS#97-77-8 | In vivo efficacy |
| Syringe | BD | 300841 | CDX inoculation |
| Hypodermic needles (14G) | Shanghai SA Mediciall & Plastic Instruments Co., Ltd. | 0.7*32 TW SB | PDX inoculation |
| Vernier Caliper (MarCal) | Mahr | 16ER | Tumor measurement |
| IVC individual ventilated cages | Lingyunboji Ltd. | IVC-128 | Animal facility |
| IHC | |||
| Leica ASP200 Vacuum tissue processor | Leica | ASP200 | IHC |
| Leica RM2235 Manual Rotary Microtome for Routine Sectioning | Leica | RM2235 | IHC |
| Leica EG1150 H Heated Paraffin Embedding Module | Leica | EG1150 H | IHC |
| Ariol-Clinical IHC and FISH Scanner | Leica | Ariol | IHC |
| Anti-human CD8 (EP334) antibody | ZSGB-Bio | ZA-0508 | IHC |
| Anti-human PD1 [NAT105] antibody | Abcam | ab52587 | IHC |
| Anti-human PD-L1 (E1L3N) antibody | Cell Signaling Technology | 13684S | IHC |
| Polink-2 plus Polymer HRP Detection System | ZSGB-Bio | PV-9001/9002 | IHC |
References
- Pardoll, D. M. The blockade of immune checkpoints in cancer immunotherapy. Nature Reviews Cancer. 12 (4), 252-264 (2012).
- Postow, M. A., Callahan, M. K., Wolchok, J. D. Immune Checkpoint Blockade in Cancer Therapy. Journal of Clinical Oncology. 33 (17), 1974-1982 (2015).
- Li, Z., Kang, Y. Emerging therapeutic targets in metastatic progression: A focus on breast cancer. Pharmacology & Therapeutics. 161, 79-96 (2016).
- Li, Q. X., Feuer, G., Ouyang, X., An, X. Experimental animal modeling for immuno-oncology. Pharmacology & Therapeutics. 173, 34-46 (2017).
- Fisher, T. S., et al. Targeting of 4-1BB by monoclonal antibody PF-05082566 enhances T-cell function and promotes anti-tumor activity. Cancer Immunology, Immunotherapy. 61 (10), 1721-1733 (2012).
- McCormack, E., et al. Bi-specific TCR-anti CD3 redirected T-cell targeting of NY-ESO-1- and LAGE-1-positive tumors. Cancer Immunology, Immunotherapy. 62 (4), 773-785 (2013).
- Rongvaux, A., et al. Human hemato-lymphoid system mice: current use and future potential for medicine. Annual Review of Immunology. 31, 635-674 (2013).
- Matsumura, T., et al. Functional CD5+ B cells develop predominantly in the spleen of NOD/SCID/gammac(null) (NOG) mice transplanted either with human umbilical cord blood, bone marrow, or mobilized peripheral blood CD34+ cells. Experimental Hematology. 31 (9), 789-797 (2003).
- Zhang, T., et al. The binding of an anti-PD-1 antibody to FcgammaRIota has a profound impact on its biological functions. Cancer Immunology, Immunotherapy. 67 (7), 1079-1090 (2018).
- Gamelli, R. L., Ershler, W. B., Hacker, M. P., Foster, R. S. The effect of disulfiram on cyclophosphamide-mediated myeloid toxicity. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 16 (2), 153-155 (1986).
- Dunay, I. R., Fuchs, A., Sibley, L. D. Inflammatory monocytes but not neutrophils are necessary to control infection with Toxoplasma gondii in mice. Infection and Immunity. 78 (4), 1564-1570 (2010).
- Ghasemlou, N., Chiu, I. M., Julien, J. P., Woolf, C. J. CD11b+Ly6G- myeloid cells mediate mechanical inflammatory pain hypersensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (49), 6808-6817 (2015).
- Takao, K., Miyakawa, T. Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).
- Payne, K. J., Crooks, G. M. Immune-cell lineage commitment: translation from mice to humans. Immunity. 26 (6), 674-677 (2007).
- Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
- von Herrath, M. G., Nepom, G. T. Lost in translation: barriers to implementing clinical immunotherapeutics for autoimmunity. Journal of Experimental Medicine. 202 (9), 1159-1162 (2005).
- Mahdi, B. M. A glow of HLA typing in organ transplantation. Clinical and Translational Medicine. 2 (1), 6 (2013).
- Shultz, L. D., Brehm, M. A., Garcia-Martinez, J. V., Greiner, D. L. Humanized mice for immune system investigation: progress, promise and challenges. Nature Reviews Immunolog. 12 (11), 786-798 (2012).
- Brehm, M. A., Shultz, L. D., Luban, J., Greiner, D. L. Overcoming current limitations in humanized mouse research. Journal of Infectious Diseases. 208, 125-130 (2013).
- Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual Review of Pathology. 12, 187-215 (2017).
- Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunolog. 7 (2), 118-130 (2007).
- Brehm, M. A., et al. NOD-scid IL2rgnull (NSG) mice deficient in murine MHC Class I and Class II expression support engraftment of functional human T cells in the absence of acute xenogeneic GVHD following injection of PBMC. The Journal of Immunology. 200, 57 (2018).
- King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), 303-314 (2008).
- Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma(c)(null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
- Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
- Sasaki, E., et al. Development of a preclinical humanized mouse model to evaluate acute toxicity of an influenza vaccine. Oncotarget. 9 (40), 25751-25763 (2018).
- Tobin, L. M., Healy, M. E., English, K., Mahon, B. P. Human mesenchymal stem cells suppress donor CD4(+) T cell proliferation and reduce pathology in a humanized mouse model of acute graft-versus-host disease. Clinical and Experimental Immunology. 172 (2), 333-348 (2013).
