JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Neuroscience

Hybrid Microdrive system med utvinnbare opto-Silicon probe og sperrende for dual-site høy tetthet Recording i fritt bevegelige mus

Published: August 10, 2019
doi:
10.3791/60028
, ,
1Department of Psychiatry,University of Texas Southwestern Medical Center, 2Department of Neuroscience,University of Texas Southwestern Medical Center

Summary

Denne protokollen beskriver konstruksjonen av en hybrid Microdrive array som tillater implantation av ni uavhengig justerbare tetrodes og en justerbar opto-sonde i to hjerneområder i fritt bevegelige mus. Likeledes bevist er en metoden for trygg komme seg og gjenbruk det opto-Silicon sonde for mangfoldig hensikt.

Abstract

Multi-regionale nevrale innspillinger kan gi viktig informasjon til å forstå fin tidsskala interaksjoner mellom flere hjerneområder. Men konvensjonelle Microdrive design ofte bare tillate bruk av én type elektrode til posten fra én eller flere regioner, begrenser avkastningen av én enhet eller dybde profil innspillinger. Det begrenser også ofte muligheten til å kombinere elektrode innspillinger med optogenetic verktøy for å målrette vei-og/eller celle type spesifikk aktivitet. Presentert her er en hybrid Microdrive array for fritt bevegelige mus for å optimalisere utbytte og en beskrivelse av fabrikasjon og gjenbruk av Microdrive array. Den nåværende design sysselsetter ni tetrodes og en opto-silisium sonde implantert i to forskjellige hjerneområder samtidig i fritt bevegelige mus. Den tetrodes og opto-silisium sonde er uavhengig justerbar langs dorsoventral aksen i hjernen for å maksimere utbyttet av enheten og oscillasjon aktiviteter. Dette Microdrive array også inkorporerer et oppsett for lys, formidling optogenetic manipulasjon for å undersøke den regionale-eller celle type-spesifikke tiltak og funksjoner av langtrekkende nevrale kretser. Dessuten, det opto-Silicon sonde kan trygg kommet til hektene og gjenbrukt etter hver eksperiment. Fordi Microdrive array består av 3D-trykte deler, kan utformingen av Microdrive enkelt endres for å imøtekomme ulike innstillinger. Først beskrevet er utformingen av Microdrive array og hvordan å feste den optiske fiber til en silisium sonde for optogenetics eksperimenter, etterfulgt av fabrikasjon av sperrende bunt og implantation av array i en mus hjernen. Innspillingen av lokale feltet potensialer og enhet skyter kombinert med optogenetic stimulering også demonstrere gjennomførbarhet av Microdrive array system i fritt bevegelige mus.

Introduction

Det er avgjørende å forstå hvordan neuronal aktivitet støtter kognitiv prosess, for eksempel læring og hukommelse, ved å undersøke hvordan ulike hjerneområder dynamisk samhandler med hverandre. Til belyse dynamikk av Neural aktivitet underliggende kognitive oppgaver, stor skala ekstracellulære elektrofysiologi har vært gjennomført i fritt bevegelige dyr ved hjelp av Microdrive arrays1,2,3, firetil. I de siste to ti årene har flere typer Microdrive array blitt utviklet til implantat elektroder i flere hjerneområder for rotter5,6,7,8 og mus9, 10 andre , 11 flere , 12. likevel tillater gjeldende Microdrive design generelt ikke for bruk av flere sonde typer, tvinger forskerne til å velge en enkelt elektrode type med spesifikke fordeler og begrensninger. Sperrende arrays fungerer for eksempel bra for tett befolkede områder i hjernen, slik som rygg hippocampus CA11,13, mens silisium sonder gir en bedre geometrisk profil for å studere anatomiske forbindelser14 , 15av dem.

Tetrodes og silisium sonder brukes ofte til in vivo kronisk opptak, og hver har sine egne fordeler og ulemper. Tetrodes har vist seg å ha betydelige fordeler i bedre enkelt enhet isolasjon enn enkelt elektroder16,17, i tillegg til kostnadseffektivitet og mekanisk stivhet. De gir også høyere avkastning av enkelt enhet aktiviteter når kombinert med Microdrive8,18,19,20. Det er viktig å øke antall samtidig registrert neurons for å forstå funksjonen av nevrale kretser21. For eksempel er et stort antall celler nødvendig for å undersøke små populasjoner av funksjonelt heterogene celletyper som tidsrelaterte22 eller belønning koding23 celler. Mye høyere celle tall er nødvendig for å forbedre dekoding kvaliteten på pigg sekvenser13,24,25.

Tetrodes, derimot, har en ulempe i innspillingen romlig distribuerte celler, for eksempel i cortex eller thalamus. I motsetning til tetrodes, Silicon sonder kan gi romlig distribusjon og samhandling av lokale felt potensialer (LFPs) og skyter aktiviteter innenfor en lokal struktur14,26. Multi-skaft silisium sonder ytterligere øke antall opptak nettsteder og tillate opptak over singel eller nabo strukturer27. Slike matriser er imidlertid mindre fleksible i plasseringen av elektrode områder sammenlignet med tetrodes. I tillegg er komplekse Spike sortering algoritmer som kreves i høy tetthet sonder å trekke ut informasjon om tiltak potensialer for nabokommunene kanaler å speile data ervervet av tetrodes28,29,30. Derfor er den totale avkastningen av enkeltenheter ofte mindre enn tetrodes. Videre silisium sonder er ugunstig på grunn av deres skjørhet og høye kostnader. Dermed er valget av tetrodes vs silisium sonder avhengig av målet for innspillingen, som er et spørsmål om å få en høy avkastning på single-enheter eller romlig profilering på innspillingen steder er prioritert.

I tillegg til å registrere neural aktivitet, har optogenetic manipulasjon blitt en av de kraftigere verktøy i nevrovitenskap for å undersøke hvordan spesifikke celletyper og/eller trasé bidra til neural Circuit funksjoner13,31, 32,33. Optogenetic eksperimenter krever imidlertid ekstra overveielse i Microdrive array design for å feste fiber kontakten til stimulering av lyskilder34,35,36. Ofte kobler fiber-optikk krever en relativt stor kraft, noe som kan føre til en mekanisk forskyvning av sonden i hjernen. Derfor er det ikke en triviell oppgave å kombinere en implanterbare optisk fiber til konvensjonelle Microdrive arrays.

For de ovennevnte grunner, er forskere pålagt å optimalisere valg av type elektrode eller implantatet en optisk fiber avhengig av målet for innspillingen. For eksempel tetrodes brukes til å oppnå høyere enhet yield i hippocampus1,13, mens silisium sonder brukes til å undersøke laminær dybde profil av kortikale områder, slik som den midtre entorhinal cortex (MEC)37. For tiden hadde Microdrive for simultan implantation av tetrodes og silisium sonder blitt rapportert for rotter5,11. Det er imidlertid svært utfordrende å implantatet flere tetrodes og silisium sonder i mus på grunn av vekten av Microdrive, begrenset plass på musen hodet, og romlige krav for å designe Microdrive å ansette ulike sonder. Selv om det er mulig å implantatet silisium sonder uten Microdrive, denne fremgangsmåten tillater ikke for justering av sonden og senker suksessraten av silisium-sonde utvinning12,38. Videre optogenetic eksperimenter krever flere hensyn i Microdrive array design. Denne protokollen demonstrerer hvordan man konstruerer og implantatet en Microdrive array for kronisk opptak i fritt bevegelige mus, som tillater implantation av ni uavhengig justerbare tetrodes og en justerbar opto-silisium sonde. Denne Microdrive array Letter også optogenetic eksperimenter og gjenvinning av silisium sonde.

Protocol

Alle metodene som er beskrevet her har blitt godkjent av institusjonelle Animal Care og use Committee (IACUC) ved University of Texas Southwestern Medical Center. 1. preparater av Microdrive array deler Skriv ut Microdrive array deler ved hjelp av en 3D-skriver ved hjelp av Dental modell harpiks (figur 1a, B). Sørg for at tykkelsen på individuelle 3D-trykte lag er mindre enn 50 μm for å holde de små hullene på de trykte delene klare og levedyktige.Merk: Mic…

Representative Results

Den Microdrive array ble bygget i løpet av 5 dager. Tidslinjen for Microdrive forberedelser er beskrevet i tabell 2. Ved hjelp av denne Microdrive, ni tetrodes og en silisium sonde ble implantert i hippocampus CA1 og MEC av musen [21 uke gammel/29 g kroppsvekt mannlig pOxr1-grobunn (C57BL/6 bakgrunn)], henholdsvis. Denne transgene musen uttrykker grobunn i MEC lag III pyramideformet neurons. Musen ble injisert med 200 nL av AAV5-DIO-ChR2-YFP (titer: 7,7 x 1012 GC/ml) i MEC 10 uker før elektr…

Discussion

Protokollen demonstrerer hvordan å konstruere og implantat en hybrid Microdrive array som gjør opptak av nevrale aktiviteter fra to hjernen områder ved hjelp av uavhengige justerbare tetrodes og en silisium-sonde i fritt oppfører mus. Det demonstrerer også optogenetic eksperimenter og utvinning av silisium sonden etter eksperimenter. Mens justerbar silisium sonde33 eller opto-silisium sonde36 implantation er påvist tidligere i mus, har denne protokollen klare fordeler…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet delvis av Japan Society for fremme av science Overseas Research stipend (HO), utrustet Scholar program (TK), Human Frontier Science program (TK), Brain Research Foundation (TK), fakultet vitenskap og teknologi oppkjøp og Bevaring program (TK), Brain & Behavior Research Foundation (TK), og av The Sumitomo Foundation Research Grant (JY), NARSAD unge etterforsker Research Grant (JY). Vi takker W. merker for verdifulle kommentarer og forslag under utarbeidelsen av manuskriptet.

Materials

#00-90 screw J.I. Morris #00-90-1/8 EIB screws
#0-80 nut Small Parts B00DGB7CT2 brass nut for holding fiber ferrule holder
#0-80 screw Small Parts B000FMZ57G brass machine screw for probe connector mount, fiber ferrule holder, and shielding cone
22 Ga polyetheretherketone tubes Small Parts SLPT-22-24 for attaching to the shuttle, 0.025 inches inner diameter
23 Ga stainless tubing Small Parts HTX-23R for tetrode
23 Ga stainless wire Small Parts HTX-23R-24-10 for L-shape/support wire
26 Ga stainless wire Small Parts GWX-0200 for guide-posts
30 Ga stainless wire Small Parts HTX-30R for tetrode
3-D CAD software package Dassault Systèmes SolidWorks 2003
3D printer FormLab Form2
5.5mil polyimide insulating tubes HPC Medical 72113900001-012
aluminum foil tape Tyco Tyco Adhesives 617022 Aluminum Foil Tape for the alternative shielding cone
conductive paste YSHIELD HSF54 for shielding cone
customized screws for silicon-probe microdrive AMT UNM1.25-HalfMoon half-moon stainless screw, 1.5 mm diameter, 300 µm thread pitch
customized screws for tetrode microdrive AMT Yamamoto_0000-160_9mm slotted stainless screw, 0.5 mm diameter, 160 µm thread pitch, custom-made to order for our design
dental acrylic Stoelting 51459
dental model resin FormLab RS-F2-DMBE-02
Dremel rotary tool Dremel model 800 a grinder
drill bit Fine Science Tool 19007-05
electric interface board Neuralynx EIB-36-Narrow
epoxy Devcon GLU-735.90 5 minutes epoxy
eye ointment Dechra Puralube Ophthalmic Ointment to prevent mice eyes from drying during surgery
fiber polishing sheet Thorlabs LFG5P for polishing the optical fiber
fine tweezers Protech International 15-368 for loading/recovering the silicon probe
gold pins Neuralynx EIB Pins Small
ground wire A-M Systems 781500 0.010 inch bare silver wire
headstage preamp Neuralynx HS-36
impedance meter BAK electronics Model IMP-2 1 kHz testing frequency
mineral oil ZONA 36-105 for lubricating screws and wires
optical fiber Doric MFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
Recording system Neuralynx Digital Lynx 4SX
ruby fiber scribe Thorlabs S90R for cleaving the optical fiber
silicon grease Fine Science Tool 29051-45
silicon probe Neuronexus A1x32-Edge-5mm-20-177 Fig. 3, 4A, 4B, 5
silicon probe Neuronexus A1x32-6mm-50-177 Fig. 4C
silicon probe washing solution Alcon AL10078844 contact lens cleaner
silicone lubber Smooth-On Dragon Skin 10 FAST for preparation of microdrive mold
silver paint GC electronic 22-023 silver print II coating, used for ground wires
skull screw Otto Frei 2647-10AC 0.8 mm diameter, 0.200 mm thread pitch
standard surgical scissors ROBOZ RS-5880
stereotaxic apparatus Kopf Model 942
super glue Loctite LOC230992 for applying to guide-posts
surgical tweezers ROBOZ RS-5135
Tetrode Twister Jun Yamamoto TT-01
tetrode wires Sandvik PX000004
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018 (2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21 (2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8 (2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675 (2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402 (2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002 (2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L., Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869 (2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012 (2013).

Tags

Hybrid MicrodriveOpto-silicon ProbeTetrodeDual-site High Density RecordingFreely Moving MiceSilicon ProbeOptical FiberMicrodrive Array3D PrintingDental AcrylicPEEKEpoxyShuttle Assembly

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice. J. Vis. Exp. (150), e60028, doi:10.3791/60028 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image