Livraison intrathécale d'Oligonucléotides antisens dans le système nerveux central de rat
Summary
Ici, nous décrivons une méthode pour livrer des drogues au système nerveux central de rat en implantant un cathéter dans l’espace intrathécal lombaire de la colonne vertébrale. Nous nous concentrons sur la livraison des oligonucléotides d’antisens, bien que cette méthode soit appropriée pour la livraison d’autres modalités thérapeutiques aussi bien.
Abstract
La barrière hémato-encéphalique (BBB) est une défense importante contre l’entrée d’agents potentiellement toxiques ou pathogènes du sang dans le système nerveux central (SNC). Cependant, son existence réduit considérablement l’accessibilité des agents thérapeutiques administrés par le Système au SNC. Une méthode pour surmonter cela, est d’injecter ces agents directement dans le liquide céphalo-rachidien (CSF), contournant ainsi le BBB. Cela peut être fait par l’implantation d’un cathéter pour l’infusion continue à l’aide d’une pompe osmotique, ou pour la livraison de bolus unique. Dans cet article, nous décrivons un protocole chirurgical pour la livraison des oligonucléotides d’antisense ciblage de CNS (ASO) par l’intermédiaire d’un cathéter implanté directement dans l’espace d’equina de cauda de la colonne vertébrale adulte de rat. Comme résultats représentatifs, nous montrons l’efficacité d’une seule injection intrathécale bolus ASO (IT) par l’intermédiaire de ce système de cathétérique en faisant tomber l’ARN cible dans différentes régions du Rat CNS. La procédure est sûre, efficace et ne nécessite pas d’équipement coûteux ou d’outils chirurgicaux. La technique décrite ici peut être adaptée pour fournir des médicaments dans d’autres modalités ainsi.
Introduction
Le système vasculaire du système nerveux central (SNC) a évolué en tant que régulateur critique de l’homéostasie, contrôlant le trafic des molécules, fournissant des nutriments et se débarrassant des déchets. Ce système est également la première ligne de défense contre les attaques d’agents pathogènes externes, grâce à une distribution dense de jonctions serrées le long des parois des cellules endothéliales. Ces jonctions serrées constituent un aspect de la barrière hémato-encéphalique (BBB). Bien que le BBB permette le transport de molécules nécessaires pour répondre aux besoins en nutriments et en énergie (par exemple, ions, glucose), il limite également sélectivement le passage des agents pathogènes ainsi que des produits chimiques toxiques1,2,3.
Ironiquement, la même fonction protectrice du BBB qui limite le passage des agents pathogènes et des produits chimiques toxiques est également le principal obstacle à notre capacité d’accéder facilement au SNC avec des traitements thérapeutiques après administration systémique à l’organisme2, 4,5. Ce rôle de la BBB a incité le développement d’une pléthore de nouvelles technologies de distribution de médicaments et d’approches6.
Une façon de surmonter cet obstacle est d’injecter les médicaments directement dans le liquide céphalo-rachidien (CSF) qui perfuse continuellement à la fois le cerveau et la moelle épinière7,8,9,10. Dans cet article, nous décrivons une méthode pour livrer avec succès des agents dans l’espace intrathécal lombaire en plaçant l’extrémité interne du cathéter complètement dans l’espace d’equina de cauda de la colonne vertébrale de rat. Une description de cette procédure a été précédemment publiée par Mazur et coll. elsewhere11.
Le protocole est très efficace et produit un taux de réussite supérieur à 90 % de la livraison d’oligonucléotide antisens (ASO) au SNC lorsqu’il est évalué par l’analyse quantitative de la réaction en chaîne de polymérase (qPCR) du gène cible knockdown8. La procédure cause un inconfort minimal aux animaux, car 100% des rats survivent à la chirurgie et montrent un gonflement minimal autour de la plaie chirurgicale et aucun signe de détresse (par exemple, hyperactivité, déshydratation, encerclant, perte d’équilibre, diminution de l’apport alimentaire, et déshydratation) pendant l’observation postopératoire. Un autre avantage de la méthode décrite ici est qu’elle ne nécessite pas d’équipement coûteux, ni d’outils spéciaux.
Protocol
Representative Results
Discussion
Le présent article montre une méthode puissante pour livrer des agents thérapeutiques directement dans le Rat CNS. En théorie, une technique similaire peut également être effectuée chez la souris, mais en raison de la plus petite taille, la méthode peut être plus difficile. Par conséquent, notre groupe effectue des injections intracerebroventricular (ICV) chez les souris pour l’administration de médicaments cNS, qui atteignent les mêmes objectifs par une voie d’administration différente. Cette méthode a ét…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous tenons à remercier Ionis Pharmaceuticals d’avoir fourni les AsOs décrits dans l’article.
Materials
| 3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture | 3M | 1020 | ||
| 70% ethanol | Decon Laboratories, Inc | 8416-160Z | ||
| Alcohol swab sticks | Dynarex | NO 1204 | ||
| BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip | BD | 1ml TB Luer-Lok tip | BD 302830 | |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in | BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P) | |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in | BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B) | |
| BD Intramedic PE Tubing Adapters | BD | 23 gauge intramedic luer stub adaper | BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E | 120V 1.2A |
| BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G | BD | BD 305128 | ||
| Buprenorphine Sustained Release-lab | ZooPharm | Prescription required | ||
| Ethylene oxide sterilizer | Andersen Sterilizer INC. | AN 74i, gas sterilizer | AN 74i | |
| Guide cannula | BD | 19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle | BD 305186 | |
| Hamilton syringe 100ul | Hamilton company | Hamilton syringe 100ul | ||
| Hot bead Sterilizer | Fine Science Tools | STERILIZER MODELNO FST 250 | ||
| Ophthalmic ointment | Dechra veterranery product | 17033-211-38 | ||
| Pocket Pro Pet Trimmer | Braintree Scientific | CLP-9931 B | ||
| Povidone scrub | PDI | S48050 | ||
| Saline | Baxter | Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml | FE1306G | |
| Scalpel | Feather | disposable scalpel | No. 10 | |
| Small animal heating pad | K&H Manufacturing | Model # 1060 | ||
| Stylet Wire | McMaster-Carr | 1749T14 | LH-36233780 | |
| Surgery Towel drape | Dynarex | 4410 | ||
| Surgical scissors and forceps | FST and Fisher Scientific | |||
| Sutures | Ethicon | 4-0 or 5-0 | ||
| Tool to make the Guide cannular | Grainger | Rotary tool (Dremel) | 14H446 (Mfr: EZ456) | 1.5” diameter, Pk5 |
| EZ lock cut off Wheel | 1PKX5 (Mfr: 3000-1/24) | 1.5”, Pk2 | ||
| Grinding Wheel, Aluminum Oxide | 38EY44 (Mfr: EZ541GR) | |||
| EZ lock Mandrel | 1PKX8 (Mfr: EZ402-01) | 1.5” diameter | ||
| Diamond wheel floor Tile | 3DRN4 (Mfr: EZ545) | |||
| Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure | ||||
| Dosing catheter system | SAI Infusion Systems | RIDC-01 | ||
| Guide cannula | SAI Infusion Systems | RIDC-GCA | ||
| Internal Catheters | SAI Infusion Systems | RIDC-INC | ||
| Stylet Wire | SAI Infusion Systems | RIDC-STY |
References
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