Summary

쥐에서 만성 이식을 위한 말초 신경 자극 전극의 준비

Published: July 14, 2020
doi:

Summary

작은 설치류에 사용하기 위해 만성 이식형 말초 신경 소맷전극을 구축하기 위한 기존 접근 법은 종종 특수 장비 및/또는 고도로 훈련된 인력이 필요합니다. 이 프로토콜에서 우리는 만성 이식형 커프 전극을 제작하기위한 간단하고 저렴한 접근 방식을 시연하고 쥐의 미주 신경 자극 (VNS)에 대한 효과를 보여줍니다.

Abstract

말초 신경 커프 전극은 오랫동안 신경 과학 및 관련 분야에서 미주 또는 시정 신경의 자극을 위해 사용되어 왔습니다. 몇몇 최근 연구는 모터 재활, 소멸 학습 및 감각 차별을 향상시키기 위하여 중추 신경계 가소성을 향상에 있는 만성 VNS의 효력을 보여주었습니다. 이러한 연구에서 사용하기 위해 만성 이식 형 장치의 건설은 쥐의 작은 크기로 인해 도전적이며, 일반적인 프로토콜은 인력의 광범위한 교육과 시간이 많이 소요되는 미세 제조 방법을 필요로합니다. 또는, 시판되는 이식형 커프 전극은 상당히 높은 비용으로 구입할 수 있다. 이 프로토콜에서는, 우리는 쥐에 사용하기 위한 작고 만성 이식가능한 말초 신경 개근 전극의 건설을 위한 간단하고 저렴한 방법을 제시합니다. 우리는 케타민/자일라진 마취쥐의 VNS가 이식 시 및 장치 이식 후 최대 10주까지 헤링-브루어 반사의 활성화와 일치하는 호흡 속도의 감소를 생성한다는 것을 입증함으로써 커프 전극의 단기 및 장기적신뢰성을 검증합니다. VNS와 숙련된 레버 프레스 성능을 결합하여 모터 피질 맵 가소성을 유도함으로써 만성 자극 연구에 사용하기 위한 커프 전극의 적합성을 더욱 입증합니다.

Introduction

최근에는 말초 신경 자극을 위한 만성 이식형 커프 전극에 대한 수요가 증가하고 있으며, 수많은 염증성 질환1,,,,,,,,,,22,3 및 신경 장애4,5,,7,8,9,10,711,,12,13,14,15의치료를 위한 이 기술의 전임상 유용성을 점점 더 입증하는 연구가 증가하고있다. 만성 VNS는 예를 들어, 다양한 학습 맥락에서 신코르티컬 가소성을 향상시키는 것으로 나타났으며, 모터 재활4,,5,,6,,7,,8,멸종 학습10,11,,12,,13,,14및 감각 차별15를개선하는 것으로 나타났다., 시판되는 말초 신경 소맷전극은 종종 주문 이행을 위한 연장된 시간과 상대적으로 높은 비용과 관련이 있어 접근성을 제한할 수 있습니다. 또는 만성 이식형 커프 전극의 “사내” 제조를 위한 프로토콜은 제한되어 있으며 설치류 해부학은 작은 크기로 인해 특정 한 과제를 제시합니다. 만성 설치류 실험을 위한 커프 전극을 구축하기 위한 현재 프로토콜은 종종 복잡한 장비와 기술뿐만 아니라 광범위하게 훈련된 인력의 사용을 필요로 합니다. 이 프로토콜에서, 우리는 이전에 출판되고 널리 사용되는방법(16,17)에기초하여 커프 전극 제조에 대한 단순화된접근법을보여 준다. 우리는 쥐에 있는 우리의 만성 이식된 전극의 기능을, 왼쪽 자궁 경부 미주 신경의 주위에 커프 이식의 시간에, 커프 전극에 적용된 자극이 성공적으로 SpO2에 있는 호흡 및 낙하의 중단을 생성한다는 것을 보여 줌으로써, 증명해서. 발포성 폐 수용체 혈관 섬유의 자극은 뇌간에서 여러 호흡 핵의 억제가 억제영감(18)을초래하는 헤링-브루어 반사를 관여하는 것으로 알려져 있다. 따라서, 헤링-브루어 반사와 일치하는 호흡 중단, SpO2의 결과 저하는 마취된 쥐에서 적절한 전극 이식 및 커프 기능에 대한 간단한 테스트를 제공합니다. 만성 이식 된 커프 전극의 장기 기능을 검증하기 위해 이식 시 반사 반응을 측정하고 이식 후 6 주 후에 동일한 동물에서 얻은 반응과 비교하여 반사 반응을 측정했습니다. 쥐의 두 번째 그룹은 레버 압박 작업에 행동 훈련 후 VNS 커프 전극으로 이식되었다. 이러한 쥐에서, VNS는 올바른 작업 성과와 짝을 이루어 이전에 발표된연구(19,,20,,21,22)와일치하여 피질 모터 맵의재구성을생산했다. 장치 이식 후 5~10주 후에 발생한 마취 하에 모터 피질 매핑시 VNS가 성공적으로 호흡 중단을 유도하고 SpO2에서5% 이상 떨어지는 것을 확인함으로써 VNS 처리 동물의 커프 기능을 더욱 검증했습니다.

어린이 외 17 및 리오스 외,,,,,,16에서 최근에 발표 된 프로토콜은,설치류,1,2,3,4,5,6,7,68,9,10,11에서만성 VNS 연구를 수행하는 여러 실험실에서 사용되는 바와 같이 단순화 된 커프 전극 제조 접근 방식에 대한 잘 검증 된출발점을제공합니다.16 원래 방법은 커프 전극 제작이 완료하는 데 1 시간 이상 걸리는 미세 마이크로 와이어를 조작하기위한 몇 가지 고정밀 단계와 안정적으로 수행하기 위한 광범위한 교육을 포함합니다. 여기에 설명된 단순화된 접근 방식은 재료와 도구가 훨씬 적어야 하며 최소한의 교육을 받은 인력에 의해 1시간 이내에 완료할 수 있습니다.

Protocol

이 프로토콜에 설명된 모든 절차는 실험실 동물의 치료 및 사용에 대한 NIH 가이드에 따라 수행되며 달라스에 있는 텍사스 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회에 의해 승인되었습니다. 1. 자극 커프 전극 제작 커프 튜빙을 준비합니다. 면도날을 사용하여 길이 2.5mm의 폴리머 튜브 조각을 잘라냅니다. 튜브를 통해 집게 팁이나 종이 클립을 삽입하고 칼날을 사용?…

Representative Results

미주 신경 커프 전극 및 헤드캡은 이전에 발표된 수술 절차에 따라 쥐에 만성적으로 이식되었다17,,19,,20,,21, 22.,22 이식 전에, 1 kHz에서 임피던스는 식염수에 잠긴 커프 튜빙으로 커프 리드를 가로질러 측정하였다(임피던스 = 1.2 ± 0.17 kΩ [평균 ±std]; N = 9). 식염수에 2 kΩ 미만임…

Discussion

여기에서 우리는 설치류에 사용하기 위하여 만성 이식성 자극 개 전극의 조립을 위한 간단하고 저렴한 접근 법을 기술하고, 이 새로운 치료의 전임상 조사를 촉진합니다. 이 단순화된 방법은 전문 교육이나 장비가 필요하지 않으며, 대부분의 연구실에서 쉽게 접근할 수 있는 소수의 도구와 소모품을 사용하여16, 26,,27,,28에비해…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은 달라스에 있는 텍사스 대학 및 리젠트의 UT 위원회에 의해 투자되었습니다. 솔로몬 골딩, 빌랄 하산, 마르기 자니, 칭츠 칭에게 기술 지원을 부탁드립니다.

Materials

Biocompatible polyurethane-based polymer tubing, 0.080" OD x 0.040" ID Braintree Scientific MRE080 36 FT
Dissecting microscope AM Scopes #SM-6T-FRL
Fine Serrated Scissors, straight, 22mm cutting edge Fine Science Tools #14058-09 for cutting Pt/Ir wire and suture thread
Forceps, #5 Dumont forceps, straight, 11 cm, 0.1 x 0.06 mm tip Fine Science Tools #11626-11
Forceps, ceramic tipped forceps, 0.3 mm x 30 mm tips Electron Microscopy Sciences #78127-71
Gold Pins, PCB Press Fit Socket Mill-Max #1001-0-15-15-30-27-04-0 or similar small pins for connecting cuff leads to headcap
Isobutane lighter BIC #LCP21-AST for de-insulating Pt/Ir wire
Micro strip connector with latch, 4-pin Omnetics A24002-004 / PS1-04-SS-LT
Pipette tip, 10 uL VWR 89079-464
Platinum-Iridium (90/10%) Wire, 0.001" (diameter) x 9 strands, PTFE insulated Sigmund Cohn 10IR9/49T
Razor Blade, Single Edge, Surgical Carbon Steel No.9 VWR #55411-050 for cutting MicroRenathane tubing
Sewing needle, ca. 4.0 cm length x 0.7 mm diameter (size 6-7) Singer 00276 Smaller needle for threading Pt/Ir wire
Sewing needle, ca. 4.5 cm length x 0.8 mm diameter (size 2-3) Singer 00276 Larger needle for pinning cuff during assembly and for threading suture
Small foam board Juvo+/Amazon B07C9637SJ for fabrication platform; our dimensions are ca. 2.5" x 3.5" x 1" (L x W x H)
Solder, multicore lead-free, 0.38mm diameter Loctite/Multicore #796037
Soldering station Weller WES51 or similar soldering iron compatible with long conical tips (this part has been discontinued)
Soldering tip, long conical, 0.01" / 0.4 mm Weller 1UNF8
Suture, nonabsorbable braided silk ,size 6/0 Fine Science tools #18020-60
UV (405 nm) spot light Henkel/Loctite #2182207
UV Light Cure Adhesive 25 ml Henkel/Loctite AA 3106 or similar biocompatible UV cure adhesive
Wire wrapping wire, 30 AWG Digikey K396-ND

References

  1. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).
  2. Levine, Y. A., et al. Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis. PLoS One. , (2014).
  3. Zhang, Y., et al. Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model. Circulation: Heart Failure. , (2009).
  4. Ganzer, P. D., et al. Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury. Elife. , (2018).
  5. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats. Neurobiology of Aging. , (2016).
  6. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).
  7. Meyers, E. C., et al. Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery. Stroke. , (2018).
  8. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. , (2014).
  9. Farrand, A., et al. Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson’s disease. Brain Stimulationation. , (2017).
  10. Souza, R. R., et al. Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma. Stress. , (2019).
  11. Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies. Psychopharmacology. , (2019).
  12. Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking. Brain Stimulationation. , (2019).
  13. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biological Psychiatry. , (2013).
  14. Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network. Learning & Memory. , (2017).
  15. Engineer, C. T., et al. Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds. Brain Stimulationation. , (2017).
  16. Rios, M., et al. Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes. Methods Protoc. , (2019).
  17. Childs, J. E., et al. Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning. Journal of Visualized Experiments. , (2015).
  18. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiological reviews. , (1973).
  19. Porter, B. A., et al. Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex. Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).
  20. Morrison, R. A., et al. Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity. Brain Stimulationation. , (2018).
  21. Hulsey, D. R., et al. Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity. Exp. Neurol. , (2019).
  22. Hulsey, D. R., et al. Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation. Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).
  23. Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex. Respiration Physiology. , (1970).
  24. Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. Inflation reflex in the rat. Physiologia Bohemoslov. , (1975).
  25. Hays, S. A., et al. The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents. Journal of Neuroscience Methods. , (2013).
  26. Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. , (2020).
  27. González-González, M. A., et al. Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation. Scientific Reports. , (2018).
  28. Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).
  29. Bucksot, J., et al. Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation. PLoS One. 14, (2019).
  30. El Tahry, R., et al. Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats. Journal of Neuroscience Methods. , (2011).
  31. Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation. Journal of Physiology. , (2016).
check_url/61128?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Sanchez, C. A., Brougher, J., Rahebi, K. C., Thorn, C. A. Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats. J. Vis. Exp. (161), e61128, doi:10.3791/61128 (2020).

View Video