Summary

Analysere det α-Actinin-nettverket i humane iPSC-avledede kardiomyocytter ved hjelp av enkeltmolekyl lokalisering mikroskopi

Published: November 03, 2020
doi:

Summary

Dannelsen av et skikkelig sarcomere-nettverk er viktig for modning av iPSC-avledede kardiomyocytter. Vi presenterer en super oppløsningsbasert tilnærming som muliggjør kvantitativ evaluering av den strukturelle modningen av stamcelleavledede kardiomyocytter, for å forbedre kulturforhold som fremmer hjerteutvikling.

Abstract

Modningen av iPSC-avledede kardiomyocytter er et kritisk problem for deres anvendelse i regenerativ terapi, narkotikatesting og sykdomsmodellering. Til tross for utviklingen av flere differensieringsprotokoller, er generasjonen av iPSC kardiomyocytter som ligner en voksenlignende fenotype fortsatt utfordrende. Et viktig aspekt ved kardiomyocytter modning innebærer dannelsen av et godt organisert sarcomere-nettverk for å sikre høy sammentrekningskapasitet. Her presenterer vi en super oppløsningsbasert tilnærming for semi-kvantitativ analyse av α-actinin-nettverket i kardiomyocytter. Ved hjelp av fotoaktivert lokalisering mikroskopi en sammenligning av sarcomere lengde og z-plate tykkelse av iPSC-avledet kardiomyocytter og hjerteceller isolert fra neonatal vev ble utført. Samtidig viser vi viktigheten av riktige bildeforhold for å oppnå pålitelige data. Våre resultater viser at denne metoden er egnet til å kvantitativt overvåke den strukturelle modenheten til hjerteceller med høy romlig oppløsning, slik at påvisning av selv subtile endringer i sarcomere-organisasjonen.

Introduction

Kardiovaskulære sykdommer (CVD) som hjerteinfarkt eller kardiomyopati er fortsatt den viktigste dødsårsaken i den vestlige verden1. Som det menneskelige hjerte har bare dårlig regenerativ kapasitet, det er behov for strategier for å fremme utvinning fra CVDer. Dette inkluderer celleerstatningsterapi for å fylle opp tapte kardiomyocytter (CM), samt utvikling av nye antiarytmiske legemidler for effektiv og sikker farmasøytisk inngrep. Indusert pluripotente stamcelle (iPSC) har vist seg å være en lovende cellekilde for ubegrenset generasjon av human CM in vitro, egnet for regenerative terapier, sykdomsmodellering og for utvikling av legemiddelscreeninganalyser2,3,4.

Selv om mange forskjellige hjertediensiasjonsprotokoller finnes, mangler iPSC-avledet CM fortsatt visse fenotypiske og funksjonelle aspekter som emmer in vitro- og invivo-applikasjonen 5,,6. Ved siden av elektrofysiologiske, metabolske og molekylære endringer innebærer hjertemodningsprosessen den strukturelle organiseringen av sarkomer, som er de grunnleggende enhetene som kreves for kraftgenerering og cellesammentrekning7. Mens voksne CMs viser et godt organisert kontraktilt apparat, viser iPSC-avledede CMs ofte uarrangerte sarcomere-filamenter, forbundet med redusert sammentrekningsevne og endret sammentrekningsdynamikk8,,9. I motsetning til modne CM som viser enaksial sammentrekningsmønster, resulterer de desorienterte strukturene i umodne CM i en radial sammentrekning av hele cellen eller fremmer utseendet på sammentrekningsfokus9,10.

For å forbedre hjertemodning har flere tilnærminger blitt brukt, inkludert 3D-cellekulturmetoder, elektrisk og mekanisk stimulering, samt bruk av ekstracellulære matriser som etterligner in vivoforhold11,,12,,13. For å evaluere suksessen og effektiviteten til disse ulike kulturforholdene, er det nødvendig med teknikker for å overvåke og estimere graden av den strukturelle modningen av iPSC CM, for eksempel ved mikroskopiske teknikker. I motsetning til konvensjonell konfokal avbildning er oppløsningen ved fotoaktivert lokaliseringsmikroskopi (PALM) omtrent 10x høyere. Denne teknikken gir i sin tur en mer nøyaktig analyse, oppdage selv subtile endringer av cellulære strukturer14. Tatt i bruk den høye oppløsningen av PALM-basert bildebehandling, var det overordnede målet med denne metoden den mikroskopiske evalueringen av sarcomere modenhet i iPSC-avledede CMer ved presis bestemmelse av z-Disc tykkelse og sarcomere lengde. I tidligere studier har disse strukturelle egenskapene vist seg å være passende parametere for å vurdere hjertemodenhet15. For eksempel, syk iPSC-CM mangler full lengde dystrophin viser redusert sarcomere lengde og z-band bredde sammenlignet med vill type celler16. På samme måte ble lengden på individuelle sarkomer målt for å undersøke virkningen av topografiske signaler på hjerteutvikling16. Derfor brukte vi denne tilnærmingen til å evaluere den strukturelle modningen av sarcomere-nettverket i iPSC-CM ved kvantitativt måling av sarcomere lengde og z-platetykkelse.

Protocol

Alle trinnene i denne protokollen som involverer neonatale og voksne mus ble utført i henhold til de etiske retningslinjene for dyrepleie av Rostock University Medical Centre. 1. Dyrking og dissosiasjon av iPSC-avledede kardiomyocytter Differensier hiPSC-CMs i 25 dager ved hjelp av en 2D-monolayer-metode som beskrevet tidligere17. Prewarm dissosiasjon medium til 37 °C og støtte middels til romtemperatur. Vask celler to ganger med PBS.</l…

Representative Results

For å estimere graden av strukturell modning av CM ble neonatal, fullt moden voksen og iPSC CM opprinnelig merket CM med α-actinin antistoff for å visualisere sarkomerenettverket. Etter PALM-oppkjøpet ble bildene rekonstruert, og z-platetykkelsen ble målt ved hjelp av plugin-basert bildebehandlingsprogramvare for automatisk deteksjon av bredden på individuelle filamenter. Sarcomere lengde ble beregnet ved å måle avstanden mellom to tilstøtende intensitet topper, tilsvarende nærliggende filamenter. <strong class…

Discussion

Genereringen av funksjonell iPSC-avledet CM in vitro er viktig for regenerative terapier, sykdomsmodellering og utvikling av legemiddelscreeningplattformer. Imidlertid er utilstrekkelig modenhet av disse CM et stort hinder i kardiovaskulær forskning20. I denne forbindelse er det nødvendig med høyoppløselige bildeteknikker som muliggjør overvåking av den strukturelle modningstilstanden til iPSC-avledet CM. Samtidig kan superoppløsning mikroskopi være et verdifullt verktøy for å nøyaktig …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne studien ble støttet av EUs strukturfond (ESF/14-BM-A55-0024/18). I tillegg støttes H.L. av FORUN-programmet ved Rostock University Medical Centre (889001 og 889003) og Josef og Käthe Klinz Foundation (T319/29737/2017). C.I.L. støttes av Clinician Scientist Program ved Rostock University Medical Center. R.D støttes av DFG (DA1296/6-1), DAMP foundation, German Heart Foundation (F/01/12) og BMBF (VIP+ 00240).

Vi takker Madeleine Bartsch for hennes tekniske støtte i iPSC cellekultur og hjertediensiasjon.

Materials

human iPSC cell line Takara Y00325
µ-Slide 8 Well Glass Bottom ibidi 80827
0.5ml eppendorf tube Eppendorf 30121023
Bovine serum albumin Sigma Aldrich A906
Cardiomyocyte Dissociation Kit Stem Cell Technologies 05025
Catalase Sigma Aldrich C40-1G
Cyclooctatetraene Sigma Aldrich 138924-1G
Cysteamine Sigma Aldrich 30070-10g
Dulbecco's phosphate-buffered saline without Ca2+ and Mg2+ Thermo Fisher 14190169
F(ab')2-Goat anti-Mouse IgG Alexa Fluor 647 Thermo Fisher A-21237
Fiji image processing software (Image J)
Glucose Carl Roth X997.2
Hydrochloric acid Sigma Aldrich H1758
LSM 780 ELYRA PS.1 system Zeiss
Paraformaldehyde Merck 8187150100
Pyranose oxidase Sigma Aldrich P4234-250UN
sarcomeric α-actinin antibody [EA-53] Abcam ab9465
Sodium chloride Sigma Aldrich S7653
sterile water Carl Roth 3255.1
Triton X-100 Sigma Aldrich X100
Trizma base Sigma Aldrich T1503
β-Mercaptoethanol Sigma Aldrich 63689

References

  1. McAloon, C. J., et al. The changing face of cardiovascular disease 2000-2012: An analysis of the world health organisation global health estimates data. International Journal of Cardiology. 224, 256-264 (2016).
  2. Kussauer, S., David, R., Lemcke, H. hiPSCs Derived Cardiac Cells for Drug and Toxicity Screening and Disease Modeling: What Micro- Electrode-Array Analyses Can Tell Us. Cells. 8 (11), 1331 (2019).
  3. Ylä-Herttuala, S. iPSC-Derived Cardiomyocytes Taken to Rescue Infarcted Heart Muscle in Coronary Heart Disease Patients. Molecular Therapy. 26 (9), 2077 (2018).
  4. Kadota, S., Shiba, Y. Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocyte Transplantation for Heart Disease Treatment. Current Cardiology Reports. 21 (8), 73 (2019).
  5. Jiang, Y., Park, P., Hong, S. M., Ban, K. Maturation of cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells: Current strategies and limitations. Molecules and Cells. 41 (7), 613-621 (2018).
  6. Feric, N. T., Radisic, M. Maturing human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes in human engineered cardiac tissues. Advanced Drug Delivery Reviews. 96, 110-134 (2016).
  7. Ali, H., Braga, L., Giacca, M. Cardiac regeneration and remodelling of the cardiomyocyte cytoarchitecture. The FEBS Journal. 287 (3), 417-438 (2020).
  8. Yang, X., Pabon, L., Murry, C. E. Engineering adolescence: maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Circulation Research. 114 (3), 511-523 (2014).
  9. Bedada, F. B., Wheelwright, M., Metzger, J. M. Maturation status of sarcomere structure and function in human iPSC-derived cardiac myocytes. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1863 (7), 1829-1838 (2016).
  10. Dai, Y., et al. Troponin destabilization impairs sarcomere-cytoskeleton interactions in iPSC-derived cardiomyocytes from dilated cardiomyopathy patients. Scientific Reports. 10 (1), 1-15 (2020).
  11. Huang, C. Y., et al. Enhancement of human iPSC-derived cardiomyocyte maturation by chemical conditioning in a 3D environment. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 138, 1-11 (2020).
  12. Ronaldson-Bouchard, K., et al. Advanced maturation of human cardiac tissue grown from pluripotent stem cells. Nature. 556 (7700), 239-243 (2018).
  13. Lee, S., et al. Contractile force generation by 3D hiPSC-derived cardiac tissues is enhanced by rapid establishment of cellular interconnection in matrix with muscle-mimicking stiffness. Biomaterials. 131, 111-120 (2017).
  14. Baddeley, D., Bewersdorf, J. Biological Insight from Super-Resolution Microscopy: What We Can Learn from Localization-Based Images. Annual Review of Biochemistry. 87 (1), 965-989 (2018).
  15. Ovesný, M., Křížek, P., Borkovec, J., Švindrych, Z., Hagen, G. M. ThunderSTORM: A comprehensive ImageJ plug-in for PALM and STORM data analysis and super-resolution imaging. Bioinformatics. 30 (16), 2389-2390 (2014).
  16. Mahadev, K., Wu, X., Donnelly, S., Ouedraogo, R., Eckhart, A. D., Goldstein, B. J. Adiponectin inhibits vascular endothelial growth factor-induced migration of human coronary artery endothelial cells. Cardiovascular Research. 78 (2), 376-384 (2008).
  17. Lemcke, H., Skorska, A., Lang, C. I., Johann, L., David, R. Quantitative evaluation of the sarcomere network of human hiPSC-derived cardiomyocytes using single-molecule localization microscopy. International Journal of Molecular Sciences. 21 (8), 2819 (2020).
  18. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, langendorff-Free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circulation Research. 119 (8), 909-920 (2016).
  19. Lemcke, H., et al. Applying 3D-FRAP microscopy to analyse gap junction-dependent shuttling of small antisense RNAs between cardiomyocytes. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 98, 117-127 (2016).
  20. Karbassi, E., et al. Cardiomyocyte maturation: advances in knowledge and implications for regenerative medicine. Nature Reviews Cardiology. 17 (6), 341-359 (2020).
  21. Krysiak, J., et al. Protein phosphatase 5 regulates titin phosphorylation and function at a sarcomere-associated mechanosensor complex in cardiomyocytes. Nature Communications. 9 (1), 1-14 (2018).
  22. Zaunbrecher, R. J., et al. Cronos Titin Is Expressed in Human Cardiomyocytes and Necessary for Normal Sarcomere Function. Circulation. 140 (20), 1647-1660 (2019).
  23. Fornasiero, E. F., Opazo, F., Fornasiero, E. F., Opazo, F. Super-resolution imaging for cell biologists. BioEssays. , (2015).
  24. Jeziorowska, D., et al. Differential Sarcomere and Electrophysiological Maturation of Human iPSC-Derived Cardiac Myocytes in Monolayer vs. Aggregation-Based Differentiation Protocols. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), 1173 (2017).
  25. Kroll, K., et al. Electro-mechanical conditioning of human iPSC-derived cardiomyocytes for translational research. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 130, 212-222 (2017).
  26. Zuppinger, C., et al. Characterization of cytoskeleton features and maturation status of cultured human iPSC-derived cardiomyocytes. European Journal of Histochemistry. 61 (2), 145-153 (2017).
  27. Jradi, F. M., Lavis, L. D. Chemistry of Photosensitive Fluorophores for Single-Molecule Localization Microscopy. ACS Chemical Biology. 14 (6), 1077-1090 (2019).
  28. Dempsey, G. T., Vaughan, J. C., Chen, K. H., Bates, M., Zhuang, X. Evaluation of fluorophores for optimal performance in localization-based super-resolution imaging. Nature Methods. 8 (12), 1027-1036 (2011).
  29. Lampe, A., Haucke, V., Sigrist, S. J., Heilemann, M., Schmoranzer, J. Multi-colour direct STORM with red emitting carbocyanines. Biology of the Cell. 104 (4), 229-237 (2012).
  30. Chamma, I., Levet, F., Sibarita, J. B., Sainlos, M., Thoumine, O. Nanoscale organization of synaptic adhesion proteins revealed by single-molecule localization microscopy. Neurophotonics. 3 (4), 041810 (2016).
  31. Ma, H., Fu, R., Xu, J., Liu, Y. A simple and cost-effective setup for super-resolution localization microscopy. Scientific Reports. 7 (1), 1-9 (2017).
  32. Olivier, N., Keller, D., Gönczy, P., Manley, S. Resolution Doubling in 3D-STORM Imaging through Improved Buffers. PLoS One. 8 (7), 0069004 (2013).
  33. Swoboda, M., et al. Enzymatic oxygen scavenging for photostability without ph drop in single-molecule experiments. ACS Nano. 6 (7), 6364-6369 (2012).
  34. Mikhaylova, M., et al. Resolving bundled microtubules using anti-tubulin nanobodies. Nature Communications. 6 (1), 1-7 (2015).
  35. Venkataramani, V., et al. Enhanced labeling density and whole-cell 3D dSTORM imaging by repetitive labeling of target proteins. Scientific Reports. 8 (1), 1-7 (2018).
  36. Erdélyi, M., et al. Origin and compensation of imaging artefacts in localization-based super-resolution microscopy. Methods. 88, 122-132 (2015).
  37. McGorty, R., Schnitzbauer, J., Zhang, W., Huang, B. Correction of depth-dependent aberrations in 3D single-molecule localization and super-resolution microscopy. Optics Letters. 39 (2), 275 (2014).
  38. Ribeiro, M. C., et al. A cardiomyocyte show of force: A fluorescent alpha-actinin reporter line sheds light on human cardiomyocyte contractility versus substrate stiffness. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 141, 54-64 (2020).
  39. Pioner, J. M., et al. Isolation and mechanical measurements of myofibrils from human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Stem Cell Reports. 6 (6), 885-896 (2016).
check_url/61605?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Johann, L., Chabanovska, O., Lang, C. I., David, R., Lemcke, H. Analyzing the α-Actinin Network in Human iPSC-Derived Cardiomyocytes Using Single Molecule Localization Microscopy. J. Vis. Exp. (165), e61605, doi:10.3791/61605 (2020).

View Video