Meu rato está grávida? Avaliação de ultrassom de alta frequência
Summary
O ultrassom de alta resolução pode ajudar a agilizar experimentos que requerem camundongos com tempo cronometrado, determinando o estado da gravidez, idade gestacional e perdas de gravidez. Apresentado aqui é um protocolo para ilustrar métodos para avaliar a gravidez do rato, bem como potenciais armadilhas (artefatos de imagem) que podem imitar a gravidez.
Abstract
O camundongo é o modelo animal mamífero de escolha para muitas doenças humanas e processos biológicos. A biologia do desenvolvimento muitas vezes requer camundongos grávidas em estágio para determinar processos em evolução em vários momentos. Além disso, a melhor e eficiente criação de camundongos modelo requer uma avaliação das gestações cronometrárias. Mais comumente, os ratos são acasalados durante a noite, e a presença de um plugue vaginal é determinada; no entanto, o valor preditivo positivo dessa técnica é subótimo, e é preciso esperar para saber se o rato está realmente grávida. A biomicroscopia de ultrassom de alta resolução é uma ferramenta eficaz e eficiente para a imagem: 1) Se um rato está grávida; 2) Que estágio gestacional o mouse atingiu; e 3) Se há perdas intrauterinas. Além dos embriões e fetos, o pesquisador também deve reconhecer artefatos comuns na cavidade abdominal para não confundi-los com um útero gravido. Este artigo fornece um protocolo para imagens, juntamente com exemplos ilustrativos.
Introduction
O camundongo é o modelo mamífero preferido para muitas doenças humanas e processos biológicos1,2,3,4. Pesquisas em biologia do desenvolvimento muitas vezes exigem camundongos gestantes em estágio para determinar processos em evolução em vários momentos5,6,7,8. Além disso, a melhor e eficaz criação de camundongos modelo requer uma avaliação das gestações cronometrárias, particularmente quando os pesquisadores estão estudando os efeitos de uma mutação genética no desenvolvimento. Normalmente, os investigadores acasalam ratos heterozigos durante a noite, procuram um plugue vaginal no início da manhã seguinte e esperam que uma gravidez se acontebem. Determinar a perda intrauterina normalmente começa com a verificação de uma ninhada recém-nascida para proporções mendelianas de genótipos, depois trabalhando para trás sacrificando camundongos gestantes em vários estágios gestacionais, e recuperando os embriões. Os pesquisadores podem determinar o ganho de peso como métrica de uma gravidez positiva10,11; no entanto, especialmente com camundongos geneticamente modificados, as ninhadas podem ser muito pequenas e posteriormente ressordidas quando há perda intrauterina devido à qual o ganho de peso pode não ser óbvio (particularmente no início da gravidez, ~E6.5-8.5). Um rato pode parecer falsamente grávida devido, por exemplo, a um tumor abdominal benigno. Em essência, funciona “cego”.
A biomicroscopia de ultrassom de alta resolução permite a visualização direta do útero gravid e o desenvolvimento de embriões de camundongos12,13,14,15,16. Embora tivéssemos inicialmente desenvolvido métodos para avaliar a fisiologia cardiovascular do camundongo embrionário16,17, reconhecemos a utilidade desta modalidade de imagem para agilizar a criação do nosso camundongo. Especificamente, não tínhamos mais que esperar para “ver” se um rato estava grávida, com base no óbvio ganho de peso ou no parto de uma ninhada; poderíamos determinar o estado gravid e reapreirto de ratos rapidamente se a represa não estivesse grávida. Além disso, perdas intrauterinas também poderiam ser facilmente imagens, e uma linha do tempo de perda poderia ser determinada sem sacrificar o mouse (ver Figura 1 para um esquema). Tempo, ratos modelo valiosos e fundos podem, assim, ser salvos.
Protocol
Representative Results
Discussion
O primeiro passo mais importante na imagem é identificar a vagina e, em seguida, determinar a bifurcação do chifre uterino para a esquerda e para a direita. Seguindo cada chifre uterino, o imager é menos propenso a identificar mal os laços do intestino como o útero. Além disso, compreender as variações no aparecimento do intestino (com/sem matéria fecal) é importante para distingui-las do útero; ocasionalmente, “bolas” fecais em laços intestinais podem imitar um útero gravid (grávida). Embora outros autore…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
nenhum.
Materials
| Depilatory cream | |||
| Ethanol, 70% | |||
| Fur clippers | |||
| Gauze or KimWipes | |||
| Isoflurane | |||
| Medical oxygen (optional) | |||
| Medical tape | |||
| Mouse imaging system (including anesthesia set-up and imaging platform) | Fujifilm Visual Sonics | Various | Any system with 40 MHz center-frequency ultrasound transducer probe |
| Razor blade (not a safety razor) | |||
| Scale (to weigh mouse) | |||
| Ultrasound gel |
References
- Bogue, M. A., et al. Mouse Phenome Database: an integrative database and analysis suite for curated empirical phenotype data from laboratory mice. Nucleic Acids Research. 46, 843-850 (2018).
- Ito, R., Takahashi, T., Ito, M. Humanized mouse models: Application to human diseases. Journal of Cellular Physiology. 233 (5), 3723-3728 (2018).
- Law, M., Shaw, D. R. Mouse Genome Informatics (MGI) is the international resource for information on the laboratory mouse. Methods in Molecular Biology. 1757, 141-161 (2018).
- Rydell-Törmänen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods in Molecular Biology. 1940, 3-22 (2019).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Reviews of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
- Tam, P. P. L., et al. Formation of the embryonic head in the mouse: attributes of a gene regulatory network. Current Topics in Developmental Biology. 117, 497-521 (2016).
- Palis, J. Hematopoietic stem cell-independent hematopoiesis: emergence of erythroid, megakaryocyte, and myeloid potential in the mammalian embryo. FEBS Letters. 590 (22), 3965-3974 (2016).
- Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (8), (2016).
- Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 368-371 (2015).
- Finlay, J. B., Liu, X., Ermel, R. W., Adamson, T. W. Maternal weight gain as a predictor of litter size in Swiss Webster, C57BL/6J, and BALB/cJ mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 694-699 (2015).
- Zhou, Y. Q., et al. Applications for multifrequency ultrasound biomicroscopy in mice from implantation to adulthood. Physiological Genomics. 10 (2), 113-126 (2002).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. L. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. Journal of the American Society of Echocardiography. 18 (12), 1415-1421 (2005).
- Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-117 (2006).
- Mu, J., Slevin, J. C., Qu, D., McCormick, S., Adamson, S. L. In vivo quantification of embryonic and placental growth during gestation in mice using micro-ultrasound. Reproductive Biology and Endocrinology. 6, 34 (2008).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Cardiovascular imaging in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 6 (1), 15-38 (2016).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Ultrasound biomicroscopy-Doppler in mouse cardiovascular development. Physiological Genomics. 14 (1), 3-15 (2003).
- Peavey, M. C., et al. A novel use of three-dimensional high-frequency ultrasonography for early pregnancy characterization in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (128), e56207 (2017).
- Greco, A., et al. High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), 77205 (2013).
- Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kühl, A. A., Drews, B. Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy. Reproductive Biology and Endocrinology. 12, 38 (2014).
- Norton, W. B., et al. Refinements for embryo implantation surgery in the mouse: comparison of injectable and inhalant anesthesias – tribromoethanol, ketamine and isoflurane – on pregnancy and pup survival. Laboratory Animal. 50 (5), 335-343 (2016).
- Thaete, L. G., Levin, S. I., Dudley, A. T. Impact of anaesthetics and analgesics on fetal growth in the mouse. Laboratory Animal. 47 (3), 175-183 (2013).
- Phoon, C. K. L., et al. Tafazzin knockdown in mice leads to a developmental cardiomyopathy with early diastolic dysfunction preceding myocardial noncompaction. Journal of the American Heart Association. 1 (2), (2012).
