Трансплантация островков, покрытых жиром, с использованием придатковой белой жировой ткани
Summary
Этот метод трансплантации островков, покрытых жиром, подходит для обнаружения приживленных островков во внутрибрюшинной полости. Примечательно, что он не требует использования биосвязывающих агентов или наложения швов.
Abstract
Трансплантация островков – это клеточная заместительная терапия тяжелого сахарного диабета. Внутрибрюшинная полость обычно является местом трансплантации для этой процедуры. Тем не менее, внутрибрюшинная трансплантация островков имеет некоторые ограничения, включая низкую эффективность трансплантации, сложную способность обнаружения трансплантата и отсутствие возможности трансплантэктомии для посттрансплантационного анализа. В этой статье для оценки терапевтических эффектов биоинженерных островков используется «трансплантация островков, покрытых жиром», метод внутрибрюшинной трансплантации островков, который использует придаток яичка белого жира. Простота метода заключается в посеве островков на придаток яичка белого жирового волокна и использовании ткани для покрытия островков. Хотя этот метод можно классифицировать как метод внутрибрюшинной трансплантации островков, он имеет общие характеристики с трансплантацией островков внутри жировой ткани. Однако метод трансплантации островков, покрытых жиром, демонстрирует более надежные терапевтические эффекты, чем трансплантация островков внутри жировой ткани, включая улучшение уровня глюкозы в крови и инсулина в плазме и потенциал для удаления трансплантата. Мы рекомендуем принять этот метод для оценки механизмов приживления островков в белую жировую ткань и терапевтических эффектов биоинженерных островков.
Introduction
Трансплантация островков – это клеточная заместительная терапия для пациентов с тяжелым сахарным диабетом. Недавние отчеты показали, что показатели инсулинонезависимости через три года после трансплантации улучшаются до 44%1 и что примерно 80% реципиентов, которые получают более 600 000 общих эквивалентов островков, достигают независимости от инсулина2. Кроме того, в последнем отчете Collaborative Islet Transplant Registry было выявлено, что уровень глюкозы в крови натощак поддерживался на уровне 60-140 мг / дл в течение 5 лет у более чем 70% пациентов, перенесших трансплантацию островков в одиночку. Исследование также определило, что около 90% пациентов, которые получили трансплантацию островка в одиночку или трансплантацию островка после пересадки почки, не развивали каких-либо тяжелых гипогликемических событий в течение более 5 лет3.
Хотя клинические результаты этого лечения улучшаются, некоторые ограничения все еще должны быть устранены, включая необходимость создания оптимального места трансплантации. Печень является типичным местом трансплантации для клинической трансплантации островков, потому что это самый большой орган, который может вместить большой объем островков. Однако у некоторых пациентов печень недоступна (например, из-за портальной гипертензии, гепатита и/или циррозапечени 4) и, следовательно, другие участки, включая почечное субкапсулярное пространство 5,6, сальниковый мешочек 7,8,9,10, брыжейки11, желудочно-кишечный тракт12, скелетные мышцы13, подкожную клетчатку13, костный мозг14 и селезенку15 ,16,17, рассматривались в качестве альтернативных мест трансплантации.
Хотя внутрибрюшинная трансплантация островков может быть легко выполнена под местной анестезией, что делает внутрибрюшинную полость привлекательным местом для клинической трансплантации островков, при трансплантации островки рассеиваются по всей внутрибрюшинной полости, что затрудняет обнаружение приживления островков и успешное подтверждение приживления. Поэтому внутрибрюшинная полость не получила широкого признания в качестве идеального клинического места трансплантации. Вместо этого он часто используется в качестве контрольной модели для доклинических исследований для изучения эффективности трансплантированных инкапсулированных18 и биоинженерных островков19. Тем не менее, точное сравнение между биоинженерными и контрольными островками трудно достичь из-за проблем в выполнении точной оценки приживления.
Напротив, использование внутрибрюшинной белой жировой ткани в сальниковом мешочке8, брыжейке и других внепеченочных местах было хорошо зарегистрировано 10,20,21,22,23, и многие исследования, изучающие функцию биоинженерных островков, пересаженных с использованием белой жировой ткани, смогли сообщить о многообещающих терапевтических результатах 20,24,25, 26. Поскольку использование придатков яичка жировой ткани облегчает обнаружение трансплантированных островков, был разработан «метод трансплантации островков, покрытых жиром», использующий жировую ткань придатка яичка, для преодоления ограничений внутрибрюшинной трансплантации островков. В данной работе описана трансплантация покрытых жиром островков с использованием жировой ткани придатка яичка.
Protocol
Representative Results
Discussion
Метод трансплантации островков, покрытых жиром, включает в себя методы из двух различных методов трансплантации: внутрибрюшинная трансплантация островков и трансплантация островков внутри жировой ткани. Поскольку поверхностная мембрана придатка яичка белой жировой ткани считается …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Это исследование финансировалось грантом на научные исследования (C) (19K09839, NS) от Министерства образования, культуры, спорта, науки и техники Японии.
Materials
| 4-0 Nylon | Alfresa | ER2004NA45-KF2 | Closing abdomen |
| Alexa 488-conjugated donkey anti-guinea pig | Jackson Immunoresearch | 706-546-148 | Secondary antibody for insulin antibody |
| Alexa 647-conjugated donkey anti-rabbit | Jackson Immunoresearch | 711-606-152 | Secondary antibody for von Willebrand factor antibody |
| DMEM, low glucose, pyruvate | ThermoFisher Scientific | 11885084 | Culturing islets, transplanting islets |
| Eosin | Fujifilm Wako Chemicals | 051-06515 | Using for staining tissue by eosin |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes, 1.5 mL | Eppendorf | 30120086 | Collecting islets |
| Falcon 15 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352095 | Collecting islets |
| Falcon 40 µm Cell Strainer | Falcon | 352340 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352070 | Discarding excessive medium/buffer |
| Guinea pig anti-insulin | Agilent Technologies Japan, Ltd. (Dako) | IR002 | Primary antibody for murine insulin |
| Hematoxylin | Muto Pure Chemicals Co., Ltd. | 30002 | Using for staining tissue by hematoxylin |
| Isodine solution 10% | Shionogi&Co., Ltd. | no catalog number | Using for disinfection |
| Isoflurane | Fujifilm Wako Chemicals | 095-06573 | Using for anesthesia |
| Labcon 1000 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1177-965-008 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Labcon 200 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1179-965-008 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Mintsensor | Sanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd., | 8AEB02E | Using for monitoring blood glucose |
| Pipetteman P-1000 | Gilson | F123602 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Pipetteman P-200 | Gilson | F123601 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Rabbit anti-vWF | Abcam | ab6994 | Primary antibody for murine von Willebrand factor |
References
- Barton, F. B., et al. Improvement in outcomes of clinical islet transplantation: 1999-2010. Diabetes Care. 35 (7), 1436-1445 (2012).
- Balamurugan, A. N., et al. Islet product characteristics and factors related to successful human islet transplantation from the Collaborative Islet Transplant Registry (CITR) 1999-2010. American Journal of Transplantation. 14 (11), 2595-2606 (2014).
- Collaborative Islet Transplant Registry. . Collaborative Islet Transplant Registry. Annual Report. , (2017).
- Rajab, A., et al. Total Pancreatectomy and Islet Autotransplantation Following Treated Hepatitis C Infection. Cell Transplantation. 27 (10), 1569-1573 (2018).
- Mellgren, A., Schnell Landstrom, A. H., Petersson, B., Andersson, A. The renal subcapsular site offers better growth conditions for transplanted mouse pancreatic islet cells than the liver or spleen. Diabetologia. 29 (9), 670-672 (1986).
- Hiller, W. F., Klempnauer, J., Luck, R., Steiniger, B. Progressive deterioration of endocrine function after intraportal but not kidney subcapsular rat islet transplantation. Diabetes. 40 (1), 134-140 (1991).
- Yasunami, Y., Lacy, P. E., Finke, E. H. A new site for islet transplantation–a peritoneal-omental pouch. Transplantation. 36 (2), 181-182 (1983).
- Kin, T., Korbutt, G. S., Rajotte, R. V. Survival and metabolic function of syngeneic rat islet grafts transplanted in the omental pouch. American Journal of Transplantation. 3 (3), 281-285 (2003).
- Kasoju, N., et al. Bioengineering a pre-vascularized pouch for subsequent islet transplantation using VEGF-loaded polylactide capsules. Biomaterials Science. 8 (2), 631-647 (2020).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. White Adipose Tissue as a Site for Islet Transplantation. Transplantology. 1 (2), 55-70 (2020).
- Osama Gaber, A., Chamsuddin, A., Fraga, D., Fisher, J., Lo, A. Insulin independence achieved using the transmesenteric approach to the portal vein for islet transplantation. Transplantation. 77 (2), 309-311 (2004).
- Fujita, M., et al. Technique of endoscopic biopsy of islet allografts transplanted into the gastric submucosal space in pigs. Cell Transplantation. 22 (12), 2335-2344 (2013).
- Sakata, N., et al. Strategy for clinical setting in intramuscular and subcutaneous islet transplantation. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 30 (1), 1-10 (2014).
- Cantarelli, E., et al. Transplant Site Influences the Immune Response After Islet Transplantation: Bone Marrow Versus Liver. Transplantation. 101 (5), 1046-1055 (2017).
- White, S. A., et al. The risks of total pancreatectomy and splenic islet autotransplantation. Cell Transplantation. 9 (1), 19-24 (2000).
- Itoh, T., Nishinakamura, H., Kumano, K., Takahashi, H., Kodama, S. The Spleen Is an Ideal Site for Inducing Transplanted Islet Graft Expansion in Mice. PLoS One. 12 (1), 0170899 (2017).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. The Spleen as an Optimal Site for Islet Transplantation and a Source of Mesenchymal Stem Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), (2018).
- Sakata, N., et al. Effect of rat-to-mouse bioartificial pancreas xenotransplantation on diabetic renal damage and survival. Pancreas. 32 (3), 249-257 (2006).
- Nagaya, M., et al. Effectiveness of bioengineered islet cell sheets for the treatment of diabetes mellitus. Journal of Surgical Research. 227, 119-129 (2018).
- Weaver, J. D., et al. Vasculogenic hydrogel enhances islet survival, engraftment, and function in leading extrahepatic sites. Science Advances. 3 (6), 1700184 (2017).
- Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1323-1331 (2005).
- Chen, X., et al. The epididymal fat pad as a transplant site for minimal islet mass. Transplantation. 84 (1), 122-125 (2007).
- Sakata, N., et al. Mechanism of Transplanted Islet Engraftment in Visceral White Adipose Tissue. Transplantation. 104 (12), 2516-2527 (2020).
- Navarro-Requena, C., et al. PEG hydrogel containing calcium-releasing particles and mesenchymal stromal cells promote vessel maturation. Acta Biomaterialia. 67, 53-65 (2018).
- Phelps, E. A., Headen, D. M., Taylor, W. R., Thule, P. M., Garcia, A. J. Vasculogenic bio-synthetic hydrogel for enhancement of pancreatic islet engraftment and function in type 1 diabetes. Biomaterials. 34 (19), 4602-4611 (2013).
- Manzoli, V., et al. Immunoisolation of murine islet allografts in vascularized sites through conformal coating with polyethylene glycol. American Journal of Transplantation. 18 (3), 590-603 (2018).
- Gotoh, M., Maki, T., Kiyoizumi, T., Satomi, S., Monaco, A. P. An improved method for isolation of mouse pancreatic islets. Transplantation. 40 (4), 437-438 (1985).
- Brandhorst, D., Brandhorst, H., Hering, B. J., Bretzel, R. G. Long-term survival, morphology and in vitro function of isolated pig islets under different culture conditions. Transplantation. 67 (12), 1533-1541 (1999).
- Noguchi, H., et al. Low-temperature preservation of isolated islets is superior to conventional islet culture before islet transplantation. Transplantation. 89 (1), 47-54 (2010).
- Itoh, T., et al. Low temperature condition prevents hypoxia-induced islet cell damage and HMGB1 release in a mouse model. Cell Transplantation. 21 (7), 1361-1370 (2012).
- Komatsu, H., et al. Optimizing Temperature and Oxygen Supports Long-term Culture of Human Islets. Transplantation. 103 (2), 299-306 (2019).
- Unger, R. H. Lipid overload and overflow: metabolic trauma and the metabolic syndrome. Trends in Endocrinology, Metabolism. 14 (9), 398-403 (2003).
- Mao, D., et al. A macroporous heparin-releasing silk fibroin scaffold improves islet transplantation outcome by promoting islet revascularisation and survival. Acta Biomaterialia. 59, 210-220 (2017).
- Wang, K., Wang, X., Han, C. S., Chen, L. Y., Luo, Y. Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice. Journal of Visualized Experiments. (125), e54995 (2017).
- Wang, X., Wang, K., Zhang, W., Qiang, M., Luo, Y. A bilaminated decellularized scaffold for islet transplantation: Structure, properties and functions in diabetic mice. Biomaterials. 138, 80-90 (2017).
- Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice. Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).
