Summary

Gerenciamento Avançado do Ritmo Cardíaco Aplicando Fotoestimulação Optogenética Multi-Site em Corações Murinos

Published: August 26, 2021
doi:

Summary

Este trabalho relata um método de controle do ritmo cardíaco de corações murinos intactos de camundongos transgênicos com canalrodopsina-2 (ChR2) utilizando fotoestimulação local com matriz micro-LED e mapeamento óptico simultâneo do potencial de membrana epicárdica.

Abstract

As taquiarritmias ventriculares são uma das principais causas de mortalidade e morbidade em todo o mundo. A desfibrilação elétrica usando choques elétricos de alta energia é atualmente o único tratamento para fibrilação ventricular com risco de vida. No entanto, a desfibrilação pode ter efeitos colaterais, incluindo dor intolerável, danos teciduais e piora do prognóstico, indicando uma necessidade médica significativa para o desenvolvimento de estratégias de manejo do ritmo cardíaco mais suaves. Além das abordagens elétricas redutoras de energia, a optogenética cardíaca foi introduzida como uma ferramenta poderosa para influenciar a atividade cardíaca usando canais iônicos de membrana sensíveis à luz e pulsos de luz. No presente estudo, um método robusto e válido para fotoestimulação bem-sucedida de corações murinos intactos perfundidos de Langendorff será descrito com base na estimulação multi-local aplicando uma matriz 3 x 3 de microdiodos emissores de luz (micro-LED). O mapeamento óptico simultâneo das ondas de tensão da membrana epicárdica permite a investigação dos efeitos da estimulação específica da região e avalia a atividade cardíaca recém-induzida diretamente no local. Os resultados obtidos mostram que a eficácia da desfibrilação é fortemente dependente dos parâmetros escolhidos para a fotoestimulação durante uma arritmia cardíaca. Será demonstrado que a área iluminada do coração desempenha um papel crucial para o sucesso da terminação, bem como a forma como o controle direcionado da atividade cardíaca durante a iluminação para modificar os padrões de arritmia pode ser alcançado. Em resumo, essa técnica oferece a possibilidade de otimizar a manipulação do mecanismo no local no caminho para o controle de feedback em tempo real do ritmo cardíaco e, em relação à especificidade da região, novas abordagens na redução do dano potencial ao sistema cardíaco em comparação com o uso de aplicações de choque elétrico não específicas.

Introduction

Investigações iniciais da dinâmica espaço-temporal durante a arritmia revelaram que os complexos padrões elétricos durante a fibrilação cardíaca são impulsionados por ondas de excitação rotativas semelhantes a vórtices1. Esse achado deu novos insights sobre os mecanismos subjacentes das arritmias, o que levou ao desenvolvimento de novas terapias de terminação elétrica baseadas na excitação multissítio do miocárdio 2,3,4. No entanto, os tratamentos que utilizam estimulação elétrica de campo não são locais e podem inervar todas as células excitáveis circundantes, incluindo o tecido muscular, causando danos celulares e teciduais, bem como dor intolerável. Em contraste com as terapias elétricas, as abordagens optogenéticas fornecem uma técnica específica e protetora dos tecidos para evocar potenciais de ação de cardiomiócitos com alta precisão espacial e temporal. Portanto, a estimulação optogenética tem o potencial de controle invasivo mínimo dos padrões de ativação caótica durante a fibrilação cardíaca.

A introdução do canal iônico sensível à luz canalrodopsina-2 (ChR2) em células excitáveis via manipulação genética 5,6,7, possibilitou a despolarização do potencial de membrana de células excitáveis por meio da fotoestimulação. Várias aplicações médicas, incluindo a ativação de redes neuronais, o controle da atividade cardíaca, a restauração da visão e da audição, o tratamento de lesões medulares e outras 8,9,10,11,12,13,14 têm sido desenvolvidas. A aplicação da ChR2 em cardiologia tem potencial significativo devido ao seu tempo de resposta de milissegundos15, tornando-a adequada para o controle direcionado da dinâmica cardíaca arrítmica.

Neste estudo, a fotoestimulação multi-local de corações intactos de um modelo de rato transgênico é mostrada. Em resumo, foi criada uma linha de ratinhos alfa-MHC-ChR2 transgénicos no âmbito do Sétimo Programa-Quadro da Comunidade Europeia FP7/2007-2013 (HEALTH-F2-2009-241526) e gentilmente fornecida pelo Prof. S. E. Lehnart. Em geral, machos adultos transgênicos C57/B6/J, expressando Cre-recombinase sob controle de alfa-MHC foram pareados para acasalar com fêmeas B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm27.1(CAG-COP4*H134R/tdTomato)Hye/J. Como o STOP cardíaco foi apagado na segunda geração, a prole apresentou expressão estável de MHC-ChR2 e foi utilizada para manter colônias fotossensíveis cardíacas. Todos os experimentos foram feitos com camundongos adultos de ambos os sexos com uma idade de 36 a 48 semanas. A iluminação é obtida usando uma matriz de micro-LED 3 x 3, fabricada conforme descrito em16,17, exceto que o invólucro à base de silício e as fibras de vidro ópticas curtas não são implementados. Seu primeiro uso em uma aplicação cardíaca é encontrado em18. Uma matriz linear de micro-LED baseada em uma tecnologia de fabricação semelhante foi aplicada como uma sonda penetrante para o ritmo cardíaco19. Os micro-LEDs são dispostos em uma matriz 3 x 3 a um passo de 550 μm, proporcionando uma alta resolução espacial e uma alta potência radiante em uma área muito pequena. Os autores demonstram neste trabalho uma fotoestimulação multissítio local versátil que pode abrir caminho para o desenvolvimento de novos métodos de terapia antiarrítmica.

O protocolo experimental a seguir envolve uma perfusão retrógrada de Langendorff ex vivo, para a qual a aorta canulada funciona como entrada de perfusão. Devido à pressão de perfusão aplicada e à contração cardíaca, o perfusato está fluindo através das artérias coronárias, que se ramificam da aorta. No trabalho apresentado, o coração é perfundido utilizando-se uma configuração de pressão constante alcançada pela elevação dos reservatórios de perfusato a 1 m de altura, equivalente a 73,2 mmHg, o que resulta em uma vazão de 2,633 ± 0,583 mL/min. Dois tipos de solução de Tyrode’s são usados como perfusato durante o experimento. A solução de Tyrode regular suporta um ritmo sinusal estável, enquanto a solução de Tyrode Low-K+ é misturada com Pinacidil para permitir a indução de arritmia em corações murinos. O uso de um banho-maria hexagonal permite a observação do coração através de seis janelas planares diferentes, permitindo o acoplamento de vários componentes ópticos com menor distorção por refração.

Protocol

Todos os experimentos seguiram estritamente o regulamento de bem-estar animal, de acordo com a legislação alemã, as estipulações locais e de acordo com as recomendações da Federação das Associações Europeias de Zootecnia de Laboratório (FELASA). O pedido de aprovação de experiências em animais foi aprovado pela autoridade responsável pelo bem-estar animal e todas as experiências foram comunicadas aos nossos representantes em matéria de bem-estar animal. 1. Preparação e materi…

Representative Results

O protocolo permite a indução de arritmias ventriculares em corações murinos intactos utilizando pulsos de fotoestimulação gerados por LED 1 e LED 2 (Figura 1) com frequência f ind entre 25 Hz e 35 Hz e pulso de duração Wind entre 2 ms e 10 ms. Observe que o objetivo de tais pulsos de luz rápidos não é capturar o ritmo cardíaco, mas sim desequilibrar a atividade cardíaca para que ondas elétricas erráticas possam ser geradas, o que facilita uma arritmia….

Discussion

Um tratamento bem-sucedido das taquiarritmias cardíacas é fundamental para a terapia cardíaca. No entanto, os mecanismos biofísicos subjacentes ao início, perpetuação e término da arritmia não são totalmente compreendidos. Portanto, a pesquisa cardíaca visa otimizar a terapia de choque elétrico para uma terminação mais suave das arritmias, aumentando assim a qualidade de vida dos pacientes 28,29,30,31.<s…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores gostariam de agradecer a Marion Kunze e Tina Althaus por seu excelente suporte técnico durante os experimentos. A investigação que conduziu aos resultados recebeu financiamento do Sétimo Programa-Quadro da Comunidade Europeia FP7/2007-2013 ao abrigo da convenção de subvenção número HEALTH-F2-2009-241526. O apoio também foi fornecido pelo Centro Alemão de Pesquisa Cardiovascular, DZHK e.V. (Projeto MD28), site parceiro Goettingen, a Fundação Alemã de Pesquisa CRC 1002 (projeto C03) e a Sociedade Max Planck. Este trabalho foi parcialmente apoiado pelo BrainLinks-BrainTools, Cluster of Excellence financiado pela Fundação Alemã de Pesquisa (DFG, número de concessão EXC 1086).

Materials

Chemical Components
Blebbistatin TargetMol T6038 10 mM stock solution
BSA/Albumin Sigma-Aldrich A4919
Calcium Chloride Sigma-Aldrich C1016 CaCl2
Carbogen Westfalen 50 l bottle
DI-4-ANBDQPQ AAT Bioquest 21499 Dye for Optical Mapping
Glucose Sigma-Aldrich D9434 C6H12O6
Heparin LEO Pharma Heparin-Natrium Leo 25.000 I.E./5 ml, available only on prescription
Hydrochlorid Acid Merck 1.09057.1000 HCl, 1 M stock solution
Isoflurane CP Pharma 1 ml/ml, available only on prescription
Magnesium Chloride Merck 8.14733.0500 MgCl2
Monopotassium Phosphate Sigma-Aldrich 30407 KH2PO4
Pinacidil monohydrate Sigma-Aldrich P154-500mg 10 mM stock solution
Potassium Chloride Sigma-Aldrich P5405 KCl
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich S5761 NaHCO3
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S5886 NaCl
Sodium Hydroxide Merck 1.09137.1000 NaOH, 1 M stock solution
Electrical Setup
Biopac MP150 Biopac Systems MP150WSW data acquisition and analysis system
Custom-built ECG, alternative ECG100C Biopac Systems ECG100C Electrocardiogram Amplifier
Custom-built water bath heater using heating cable RMS Heating System HK-5,0-12 Heating cable 120W
Hexagonal water bath
LED Driver Power supply Thorlabs KPS101 15 V, 2.4 A Power Supply Unit with 3.5 mm Jack Connector for One K- or T-Cube.
LEDD1B LED Driver Thorlabs LEDD1B T-Cube LED Driver, 1200 mA Max Drive Current
MAP, ECG Electrode Hugo Sachs Elektronik BS4 73-0200 Mini-ECG Electrode for isoalted hearts
micro-LED Driver e.g. AFG Agilent Instruments A-2230 Arbitrary function generator (AFG)
Signal Generator Agilent Instruments A-2230 AFG
micro-LED Array Components
Epoxid glue Epoxy Technology EPO-TEK 353ND Two component epoxy
Fluoropolymer  Asahi Glass Co. Ltd. Cytop 809M Fluoropolymer with high transparency
Image reversal photoresist Merck KGaA AZ 5214E Image Reversal Resist for High Resolution
LED chip  Cree Inc. C460TR2227-S2100 Blue micro-LED
Photoresist Merck KGaA AZ 9260 Thick Positive Photoresists
Polyimide UBE Industries Ltd. U-Varnish S Polyimide Solution
Silicone NuSil Technology LLC MED-6215 Low viscosity silicone elastomer
Solvent free adhesive John P. Kummer GmbH Epo-Tek 301-2 Epoxy resin with low viscosity
Optical Mapping
Blue Filter Chroma Technology Corporation ET470/40x Blue excitation filter
Camera Photometrics Cascade 128+ High performance EMCCD Camera
Camera Objective Navitar DO-5095 Navitar high speed fixed focal length lenses work with CCD and CMOS cameras
Dichroic Mirror Semrock FF685-Di02-25×36 685 nm edge BrightLine® single-edge standard epi-fluorescence dichroic beamsplitter
Emmision Filter Semrock FF01-775/140-25 775/140 nm BrightLine® single-band bandpass filter
Heatsink Advanced Thermal Solutions ATSEU-077A-C3-R0 Heat Sinks – LED STAR LED Heatsink, 45mm dia., 68mm, Black/Silver, Unthreaded Baseplate Hardware
LED 1 and LED 2 LED Engin Osram LZ4-00B208 High Power LEDs – Single Colour Blue, 460 nm 130 lm, 700mA
LED 3 Thorlabs M625L3 625 nm, 700 mW (Min) Mounted LED, 1000 mA
Lenses LED Engin Osram LLNF-2T06-H LED Lighting Lenses Assemblies LZ4 LENS NARROW FLOOD BEAM
Photodiode for power meter Thorlabs S120VC Standard Photodiode Power Sensor
Power Meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter
Red Filter Semrock FF02-628/40-25 BrightLine® single-band bandpass filter

References

  1. Davidenko, J. M., Pertsov, A. V., Salamonsz, R. Stationary and drifting spiral waves of excitation in isolated cardiac muscle. Nature. 355, 349-351 (1992).
  2. Fenton, F. H., et al. Termination of atrial fibrillation using pulsed low-energy far-field stimulation. Circulation. 120 (6), 467-476 (2009).
  3. Luther, S., et al. Low-energy control of electrical turbulence in the heart. Nature. 475, 235-239 (2011).
  4. Pumir, A., et al. Wave emission from heterogeneities opens a way to controlling chaos in the heart. Physical Review Letters. 99, 208101 (2007).
  5. Deisseroth, K. Optogenetics. Nature Methods. 8, 26-29 (2011).
  6. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).
  7. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  8. Bruegmann, T., et al. Optogenetic control of heart muscle in vitro and in vivo. Nature Methods. 7, 897-900 (2010).
  9. Natasha, G., et al. et al.Channelrhodopsins: visual regeneration and neural activation by a light switch. New Biotechnology. 30 (5), 461-474 (2013).
  10. Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446, 633-639 (2007).
  11. Alilain, W. J., et al. Light-induced rescue of breathing after spinal cord injury. Journal of Neuroscience. 28 (46), 11862-11870 (2008).
  12. Ahmad, A., Ashraf, S., Komai, S. Optogenetics applications for treating spinal cord injury. Asian Spine Journal. 9 (2), 299-305 (2015).
  13. Dieter, A., Keppeler, D., Moser, T. Towards the optical cochlear implant: Optogenetic approaches for hearing restoration. EMBO Molecular Medicine. 12 (4), e11618 (2020).
  14. Keppeler, D., et al. Multichannel optogenetic stimulation of the auditory pathway using microfabricated LED cochlear implants in rodents. Science Translational Medicine. 12 (553), eabb8086 (2020).
  15. Verhoefen, M. K., Bamann, C., Blöcher, R., Förster, U., Bamberg, E. The photocycle of channelrhodopsin-2: ultrafast reaction dynamics and subsequent reaction steps. ChemPhysChem. 11 (14), 3113-3122 (2010).
  16. Schwaerzle, M., Elmlinger, P., Paul, O., Ruther, P. Miniaturized tool for optogenetics based on an LED and an optical fiber interfaced by a silicon housing. , 5252-5255 (2014).
  17. Schwaerzle, M., Elmlinger, P., Paul, O., Ruther, P. Miniaturized 3 x 3 optical fiber array for optogenetics with integrated 460 nm light sources and flexible electrical interconnection. , 162-165 (2015).
  18. Diaz-Maue, L., Schwaerzle, M., Ruther, P., Luther, S., Richter, C. Follow the light – From low-energy defibrillation to multi-site photostimulation. , 4832-4835 (2018).
  19. Zgierski-Johnston, C., et al. Cardiac pacing using transmural multi-LED probes in channelrhodopsin-expressing mouse hearts. Progress in Biophysics and Molecular Biology. , 51-61 (2020).
  20. . mouser.de, LED Engin, [Online] Available from: https://www.mouser.de/datasheet/2/228/5412893-LED_2520Engin_Datasheet_LuxiGen_LZ4-00B208 (2020)
  21. . thorlabs.com, thorlabs, [Online] Available from: https://www.thorlabs.com/_sd.cfm?fileName=25135-S01.pdf&partNumber=M625L3 (2020)
  22. Bruegmann, T., et al. Optogenetic defibrillation terminates ventricular arrhythmia in mouse hearts and human simulations. Journal of Clinical Investigation. 126 (10), 3894-3904 (2016).
  23. Richter, C., Christoph, J., Lehnart, S. E., Luther, S. Optogenetic light crafting tools for the control of cardiac arrhythmias. Methods in Molecular Biology. 1408, 293-302 (2016).
  24. Quiñonez Uribe, R. A., Luther, S., Diaz-Maue, L., Richter, C. Energy-reduced arrhythmia termination using global photostimulation in optogenetic murine hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1651), (2018).
  25. Moreno, I. LED irradiance pattern at short distances. Applied Optics. 59 (1), 190-195 (2020).
  26. Behrend, A., Bittihn, P., Luther, S. Predicting unpinning success rates for a pinned spiral in an excitable medium. , 345-348 (2010).
  27. Kappadan, V., et al. High-resolution optical measurement of cardiac restitution, contraction, and fibrillation dynamics in beating vs. blebbistatin-uncoupled isolated rabbit hearts. Frontiers in Physiology. 11 (464), (2020).
  28. Christoph, J., et al. Electromechanical vortex filaments during cardiac fibrillation. Nature. 555, 667-672 (2018).
  29. O’Shea, C. Cardiac optogenetics and optical mapping – Overcoming spectral congestion in all-optical cardiac electrophysiology. Frontiers in Physiology. 10 (182), (2019).
  30. Aras, K. K., Faye, N. R., Cathey, B., Efimov, I. R. Critical volume of human myocardium necessary to maintain ventricular fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 11 (11), e006692 (2018).
  31. Trayanova, N., Doshi, A. N., Prakosa, A. How personalized heart modeling can help treatment of lethal arrhythmias: A focus on ventricular tachycardia ablation strategies in post-infarction patients. Wiley Interdisciplinary Reviews in System Biology and Medicine. 12 (3), 1477 (2020).
  32. Bingen, B., et al. Light-induced termination of spiral wave arrhythmias by optogenetic engineering of atrial cardiomyocytes. Cardiovascular Research. 104 (1), 194-205 (2014).
  33. Burton, R. A. B., et al. Optical control of excitation waves in cardiac tissue. Nature Photonics. 9 (12), 813-816 (2015).
  34. Dura, M., Schröder-Schetelig, J., Luther, S., Lehnart, S. E. Toward panoramic in situ mapping of action potential propagation in transgenic hearts to investigate initiation and therapeutic control of arrhythmias. Frontiers in Physiology. 5, 337 (2014).
  35. Crocini, C., et al. Optogenetics design of mechanistically-based stimulation patterns for cardiac defibrillation. Science Reports. 6 (35628), (2016).
  36. Nyns, E. C. A., et al. Optogenetic termination of ventricular arrhythmias in the whole heart: towards biological cardiac rhythm management. European Heart Journal. 38 (27), 2132-2136 (2017).
  37. Wilde, A. A. K+atp channel opening and arrhythmogenesis. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 24 (4), 35-40 (1994).
  38. Christoph, J., Luther, S. Marker-free tracking for motion artifact compensation and deformation measurements in optical mapping videos of contracting hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1483), (2018).
  39. Christoph, J., Schröder-Schetelig, J., Luther, S. Electromechanical optical mapping. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 130(B), 150-169 (2017).
check_url/62335?article_type=t&slug=advanced-cardiac-rhythm-management-applying-optogenetic-multi-site

Play Video

Cite This Article
Diaz-Maue, L., Steinebach, J., Schwaerzle, M., Luther, S., Ruther, P., Richter, C. Advanced Cardiac Rhythm Management by Applying Optogenetic Multi-Site Photostimulation in Murine Hearts. J. Vis. Exp. (174), e62335, doi:10.3791/62335 (2021).

View Video