Здесь мы представляем усовершенствованные хирургические процедуры по успешному выполнению внутрипортальной трансплантации островков, клинически значимой, но технически сложной хирургической процедуры, у мышей.
Хотя печень в настоящее время считается основным местом трансплантации островков человека в клинических условиях, островки пересаживаются под капсулу почки в большинстве доклинических исследований трансплантации островков грызунов. Эта модель обычно используется, потому что трансплантация внутрипеченочных островков мышей технически сложна, и высокий процент мышей может умереть от хирургических осложнений, особенно кровотечения из места инъекции после трансплантации. В этом исследовании демонстрируются две процедуры, которые могут свести к минимуму частоту постинфузионного портального венозного кровотечения. Первый метод применяет рассасывающуюся гемостатическую желатиновую губку к месту инъекции, а второй метод включает в себя проникновение иглы для инъекции островка сначала через жировую ткань, а затем в воротную вену, используя жировую ткань в качестве физического барьера для остановки кровотечения. Оба метода могут эффективно предотвратить смерть мыши, вызванную кровотечением. Был представлен весь участок печени, показывающий распределение островков и доказательства тромбоза островков после трансплантации, типичной особенности для внутрипеченочной трансплантации островков. Эти улучшенные протоколы совершенствуют процедуры внутрипеченочной трансплантации островков и могут помочь лабораториям установить процедуру для изучения выживаемости и функции островков в доклинических условиях.
Внутрипортальная трансплантация островков (ИИТ) через воротную вену является наиболее часто используемым методом трансплантации островков человека в клинических условиях. Мышиная модель ИИТ предлагает прекрасную возможность изучить трансплантацию островков и протестировать перспективные интервенционные подходы, которые могут повысить эффективность трансплантации островков1. ИИТ был впервые описан в 1970-х годах и использовался несколькими группами1,2,3,4,5. Он вновь обрел популярность после прорыва в трансплантации островков человека в 20006 году7. Тем не менее, большинство исследований по пересадке островков использовали капсулу почки в качестве предпочтительного места для экспериментальной трансплантации островков из-за ее легкого успеха. Напротив, ИИТ является более технически сложным и реже используется для исследований трансплантации островков8,9. Однако, в отличие от ИИТ, островки, пересаженные под почечную капсулу, не страдают от немедленной опосредованной кровью воспалительной реакции, характеризующейся тромбозом, воспалением и ишемией печеночной ткани, и, таким образом, имеют лучшую функцию, чем островки, пересаженные в печень. Таким образом, модель капсулы почки может не полностью имитировать стрессы, с которыми сталкиваются островки при трансплантации островков человека10,11,12.
Одним из основных осложнений ИИТ у мышей является кровотечение из места инъекции после трансплантации, которое может вызвать 10-30% смертности среди различных штаммов мышей12. В этой статье были разработаны два усовершенствованных подхода для более быстрой и безопасной остановки кровотечения и снижения смертности мышей после ИИТ. Визуальная демонстрация этих уточненных деталей поможет исследователям определить ключевые этапы этой технически сложной процедуры. Кроме того, расположение островковых трансплантатов в печени реципиента было определено гистологическим исследованием окрашенной гематоксилином и эозином (H&E) ткани печени (целый срез), несущей трансплантированные островки.
В этом исследовании были продемонстрированы две улучшенные процедуры, которые могут предотвратить кровотечение и могут снизить смертность мышей во время мышиного ИИТ. Это исследование позволяет ученым визуализировать модель трансплантации островков, которая является уникальной в и…
The authors have nothing to disclose.
Это исследование было поддержано Департаментом по делам ветеранов (VA-ORD BLR & D Merit I01BX004536) и грантами Национального института здравоохранения No 1R01DK105183, DK120394, DK118529, для HW. Мы хотели бы поблагодарить Вас, г-н Майкл Ли и г-жа Линдси Сваби за редактирование языка
10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
20 mL Syringe | BD | 301031 | |
25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
DMEM | Corning | 10013CV | |
Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |