JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Cancer Research

Portal veneinjektion af kolorektal cancer organoider til at studere levermetastasen Stroma

Published: September 03, 2021
doi:
10.3791/62630
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Adelaide Medical School,University of Adelaide, 2South Australian Health and Medical Research Institute (SAHMRI), 3Department of Pathology,Nagoya University Graduate School of Medicine, 4Division of Molecular Pathology, Center for Neurological Disease and Cancer,Nagoya University Graduate School of Medicine, 5Department of Gastroenterology, Graduate School of Medicine,The University of Tokyo, 6Translational and Clinical Research Institute,Newcastle University, 7International Center for Cell and Gene Therapy,Fujita Health University

Summary

Portal veneinjektion af kolorektal cancer (CRC) organoider genererer stroma-rige levermetastaser. Denne musemodel af CRC-levermetastase repræsenterer et nyttigt redskab til at studere tumor-stroma-interaktioner og udvikle nye stroma-rettede terapier såsom adeno-associerede virusmedierede genterapier.

Abstract

Levermetastase af kolorektal cancer (CRC) er en førende årsag til kræftrelateret død. Kræftassocierede fibroblaster (CAF’er), en vigtig bestanddel af tumormikromiljøet, spiller en afgørende rolle i metastatisk CRC-progression og forudsiger dårlig patientprognose. Der mangler dog tilfredsstillende musemodeller til at studere krydstalen mellem metastatiske kræftceller og CAF’er. Her præsenterer vi en metode til at undersøge, hvordan levermetastaseprogression reguleres af den metastatiske niche og muligvis kan begrænses af stroma-rettet terapi. Portalveneinjektion af CRC-organoider genererede en desmoplastisk reaktion, som trofast rekapitulerede den fibroblastrige histologi af humane CRC-levermetastaser. Denne model var vævsspecifik med en højere tumorbyrde i leveren sammenlignet med en intra-miltinjektionsmodel, hvilket forenklede museoverlevelsesanalyser. Ved at injicere luciferase-ekspresserende tumororganoider kunne tumorvækstkinetik overvåges ved in vivo-billeddannelse . Desuden giver denne prækliniske model en nyttig platform til at vurdere effekten af terapi rettet mod tumormesenchymet. Vi beskriver metoder til at undersøge, om adeno-associeret virusmedieret levering af et tumorhæmmende stromal-gen til hepatocytter kunne ombygge tumormikromiljøet og forbedre musens overlevelse. Denne tilgang muliggør udvikling og vurdering af nye terapeutiske strategier til at hæmme levermetastase af CRC.

Introduction

Kolorektal cancer (CRC) er en væsentlig årsag til kræftdødelighed på verdensplan1. Mere end halvdelen af CRC-patienterne udvikler levermetastase, der opstår gennem portalveneformidlingen1. I øjeblikket er der ingen effektive terapier, der kan helbrede avanceret levermetastase, og de fleste patienter bukker under for metastatisk sygdom.

Det metastatiske niche- eller tumormikromiljø spiller en nøglerolle i engraftment og vækst af formidlede CRC-celler2. Kræftassocierede fibroblaster (CAF’er), en fremtrædende komponent i tumormikromiljøet, fremmer eller begrænser kræftprogression gennem udskillelse af vækstfaktorer, ombygning af den ekstracellulære matrix (ECM) og modulering af immunlandskaber og angiogenese 3,4,5. CAF’er giver også resistens over for kemoterapier og immunterapier3. Desuden regulerer CAF’er initiering og progression af CRC-levermetastase og forudsiger prognose hos patienter med CRC 3,6,7,8. CAF-relaterede faktorer kan således udnyttes til udvikling af terapeutiske strategier til at hæmme CRC-levermetastase. Manglen på tilfredsstillende musemodeller til at studere den metastatiske tumor stroma har imidlertid været en stor hindring for at udvikle stroma-målrettede terapier.

I øjeblikket omfatter dyremodeller til undersøgelse af CRC-levermetastase primære CRC-modeller, der spontant udvikler levermetastase og kræftcelletransplantationsmodeller i leveren. Primære CRC-musemodeller, såsom genetisk manipulerede musemodeller og koloninjektion af kræftceller, viser sjældent metastase til leveren 9,10,11,12. Desuden, selvom en levermetastase observeres, viser disse modeller lang latenstid fra den primære tumorinduktion til metastase og dør potentielt af primær tumorbyrde12. For effektivt at generere CRC-levermetastaser transplanteres dyrkede CRC-celler i leveren ved hjælp af tre injektionsmetoder: intra-miltinjektion, direkte intra-parenkym injektion i leveren og portalveneinjektion. Intra-splenisk injicerede kræftceller spredes ind i miltvenen, portalvenen og i sidste ende til leveren13,14. Den intra-miltinjektion giver imidlertid et lavere tumorudtagelsesforhold sammenlignet med andre transplantationsmodeller 15,16. Ved intra-miltinjektion udføres kirurgisk fjernelse af milten for at undgå kræftvækst i milten, hvilket potentielt kan kompromittere immuncellemodningen17. Desuden kan intra-miltinjektion også resultere i utilsigtet tumorvækst i milten og bughulen18, hvilket komplicerer levermetastaseanalyser. Direkte intra-parenkymal injektion i leveren inducerer effektivt levermetastase 16,19,20. Ikke desto mindre rekapitulerer denne tilgang ikke fuldt ud et biologisk trin af levermetastase, der naturligt forekommer gennem portalveneformidling. Ved hjælp af direkte injektion i leveren kan indtrængen af kræftceller i en ikke-portal, men systemisk cirkulation også resultere i flere store lungemetastaser16. Selvom et flertal af patienter med CRC-levermetastase viser flere tumorknuder i leveren21, genererer direkte injektion i en bestemt leverlap en enkelt tumormasse 19,20. Portal veneinjektion eller mesenterisk veneinjektion, selvom det er teknisk udfordrende, muliggør effektiv levering af tumorceller i leveren på en måde, der rekapitulerer de vækstmønstre, der ses hos patienter17. Denne strategi kan minimere muligheden for metastaser på sekundært sted og muliggør hurtig vækst af kræftceller i leveren, hvilket forenkler museoverlevelsesanalyser.

Historisk set blev kolorektal cancer cellelinjer som mus MC-38, human HT-29 og SW-620 brugt til at generere musemodeller af levermetastase22,23. Imidlertid inducerer disse kolorektale kræftcellelinjer ikke en desmoplastisk stromal reaktion. Lavt stromalindhold i tumorerne gør det vanskeligt at undersøge de biologiske roller af kræftassocierede fibroblaster. Nylige fremskridt inden for CRC-organoider og deres transplantation har tilbudt nyttige platforme til at vurdere stromaens vitale roller i kræftprogression24. Levertransplantation af CRC-organoider genererer et fibroblastrigt tumormikromiljø og har givet ny indsigt i stromal forskning 6,25. I øjeblikket er portal eller mesenterisk veneinjektion af organoider blevet en guldstandardmetode til at generere CRC-levermetastase 6,25,26,27,28. Ikke desto mindre har ingen tidligere artikler, så vidt vi ved, beskrevet detaljerede metoder til portalveneinjektion af kolorektale tumoroider. Her præsenterer vi en metode til brug af portalveneinjektion af CRC-organoider til at udvikle ny adeno-associeret virus (AAV)-medieret stroma-rettet terapi.

Hepatocytter er en vigtig bestanddel af det metastatiske tumormikromiljø i leveren og spiller en kritisk rolle i metastatisk kræftprogression29. Inspireret af succesen med AAV-genterapitilgange til at inducere proteinekspression i hepatocytter hos ikke-neoplastiske patienter 30,31 undersøgte vi en lignende tilgang, men havde til formål at ændre levertumormikromiljøet i CRC25. Som sådan beskriver vi også heri haleveneinjektionen af AAV8 for at inducere ekspression af antitumorigene proteiner for at ændre levertumormikromiljøet. AAV8-serotypen, der er udpeget ved valget af viralt capsidprotein under virusproduktion, fører til høj transduktionseffektivitet specifikt af hepatocytter (dvs. målrettet genekspression i levertumormikromiljøet)32. Vi har tidligere vist, at Islr (immunoglobulin superfamilie indeholdende leucinrig gentagelse) er et CAF-specifikt gen, der inducerer knoglemorfogenetisk protein (BMP) signalering, reducerer CRC tumoroid vækst og fremmer Lgr5+ intestinal stamcelledifferentiering25. Vi testede, om AAV8-medieret overekspression af det kræftbegrænsende stromale gen, Islr, i hepatocytter kunne dæmpe udviklingen af levermetastase ved at udføre portalveneinjektion af CRC-tumoroider i AAV8-Islr-behandlede mus.

I dette papir beskriver vi først haleveneinjektionsproceduren for levertropisk AAV. Derefter beskriver vi en metode til tumoroid celleforberedelse og portalveneinjektion i de AAV-behandlede mus. Endelig præsenterer vi tilgange til overvågning af metastatisk tumorprogression for at vurdere effekten af stroma-rettet terapi.

Protocol

Alle dyreforsøg i denne artikel blev gennemgået og godkendt af South Australian Health and Medical Research Institute Animal Ethics Committee (godkendelsesnummer, SAM322). 1. Haleveneinjektion af adeno-associeret virus BEMÆRK: Adeno-associeret virus (AAV) bør håndteres som en biofare i henhold til retningslinjerne for biosikkerhedsniveau 1. Der henvises til den offentliggjorte protokol for AAV-forberedelse, rensning og titrering33. Hepatoc…

Representative Results

For at inducere AAV-medieret overekspression af et tumorbegrænsende stromalgen, Islr 4,25,43,44, i hepatocytter, injicerede vi intravenøst Islr-kodende AAV8. 1,0 x 1011 virale genomer (vg) af AAV8-Islr eller som en kontrol, AAV8-mRuby2, blev injiceret i den voksne musehalevene (figur 1A). To uger efter haleveneinjekt…

Discussion

I denne undersøgelse har vi vist, at portalveneinjektion af mus CRC-organoider reproducerbart genererer fibroblastrige levermetastaser, der efterligner histologiske træk ved humane CRC-levermetastaser. Når den kombineres med stroma-rettet terapi såsom AAV8-medieret genterapi, tjener denne prækliniske model desuden som et nyttigt redskab til at vurdere terapeutiske virkninger på museoverlevelse og tumorvækst.

Der er mindst to kritiske trin i protokollen. For det første er det vigtigt at…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne undersøgelse blev støttet af tilskud fra National Health and Medical Research Council (APP1156391 til D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 til D.L.W., APP1140236 til S.L.W., APP1099283 til D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project på vegne af sine donorer og delstatsregeringen i South Australia gennem Department of Health (MCF0418 til S.L.W., D.L.W.); et tilskud til videnskabelig forskning (B) (20H03467 til M.T.) bestilt af Japans ministerium for uddannelse, kultur, sport, videnskab og teknologi AMED-CREST (Japans agentur for medicinsk forskning og udvikling, kerneforskning for evolutionær videnskab og teknologi (19gm0810007h0104 og 19gm1210008s0101 til AE); projektet for kræftforskning og terapeutisk udvikling (P-CREATE) fra AMED (19cm0106332h0002 til AE); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (til H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (til H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (til H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (til K.G.).

Vi takker Dr. Leszek Lisowski ved Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children’s Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) for at producere rekombinante AAV-vektorer.

Materials

10% Formalin Sigma HT501128
15 mL centrifuge tube Corning 430791
33-gauge needle TSK LDS-33013 For portal vein injection
4-0 vicryl suture ETHICON J494G
40-µm cell strainer Corning 431750
5 mL Syringe BD 302130 Used to apply saline to the intestine after portal vein injection
50 mL centrifuge tube Corning 430829
50 mL syringe TERUMO SS*50LE Luer lock syringe for perfusion fixation
70% Isopropyl alcohol wipe Briemar 5730
Anaesthesia machine Darvall 9356
αSMA antibody DAKO M0851 Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry
Buprenorphine TROY N/A ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine
Cotton buds Johnson & Johnson N/A Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.
D-luciferin Biosynth L-8220
Electric shaver Sold by multiple suppliers
Forceps Sold by multiple suppliers
Hamilton syringe HAMILTON 81020 For portal vein injection
Heat box (animal warming chamber) Datesand MK3
Heat lamp Sold by multiple suppliers
Hemostatic sponge Pfizer 09-0891-04-015 Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm
India ink Talens 44727000
Injection syringe and needle BD 326769 For tail vein injection
Islr probe (RNAscope) ACD 450041
Isoflurane Henry Schein 988-3244
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software Perkin Elmer 128113
Matrigel Corning 356231
MRI fibrosis tool N/A N/A https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma D8537
RNAscope kit ACD 322300
Rodent restrainer Sold by multiple suppliers
Rosa26-Cas9 mouse The Jackson Laboratory 024858
Saline Pfizer PHA19042010
Scissors Sold by multiple suppliers
Skin staplers Able Scientific AS59028 9 mm wound clips
Stapler applicator Able Scientific AS59026 9 mm wound clip applicator
Stapler remover Able Scientific AS59037 Wound clip remover
Surgical drape Multigate 29-220
Surgical gauze Sentry Medical GS001
Topical anesthesia cream EMLA N/A EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine
TrypLE Express Gibco 12605028 Recombinant cell-dissociation enzyme mix
Y-27632 Tocris 1254
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
  2. Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
  3. Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
  4. Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. Cancer Research. 79 (20), 5367-5381 (2019).
  5. Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
  6. Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
  7. Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
  8. Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
  9. Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
  10. Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
  11. Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
  12. Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
  13. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
  14. Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
  15. Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
  16. O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
  17. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
  18. Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
  19. Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
  20. McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
  21. Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
  22. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  23. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
  24. Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
  25. Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
  26. Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
  27. Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
  28. de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
  29. Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
  30. Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
  31. George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
  32. Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
  33. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
  34. Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
  35. O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
  36. Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
  37. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  38. Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
  39. Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
  40. Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
  41. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
  42. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  43. Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
  44. Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
  45. Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
  46. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
  47. Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
  48. Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
  49. Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
  50. Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
  51. Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
  52. Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  53. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  54. Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
  55. Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).

Tags

Portal VeinColorectal CancerLiver MetastasisTumor StromaOrganoidsTumoroidsCASTumor MicroenvironmentMouse ModelSurgical ProcedureBuprenorphineAnesthesiaIncisionPeritoneum
check_url/62630?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kobayashi, H., Gieniec, K. A., Ng, J. Q., Goyne, J., Lannagan, T. R. M., Thomas, E. M., Radford, G., Wang, T., Suzuki, N., Ichinose, M., Wright, J. A., Vrbanac, L., Burt, A. D., Takahashi, M., Enomoto, A., Worthley, D. L., Woods, S. L. Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma. J. Vis. Exp. (175), e62630, doi:10.3791/62630 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image