JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Cancer Research

Portale ader injectie van colorectale kanker organoïden om de levermetastase stroma te bestuderen

Published: September 03, 2021
doi:
10.3791/62630
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Adelaide Medical School,University of Adelaide, 2South Australian Health and Medical Research Institute (SAHMRI), 3Department of Pathology,Nagoya University Graduate School of Medicine, 4Division of Molecular Pathology, Center for Neurological Disease and Cancer,Nagoya University Graduate School of Medicine, 5Department of Gastroenterology, Graduate School of Medicine,The University of Tokyo, 6Translational and Clinical Research Institute,Newcastle University, 7International Center for Cell and Gene Therapy,Fujita Health University

Summary

Portale ader injectie van colorectale kanker (CRC) organoïden genereert stroma-rijke levermetastase. Dit muismodel van CRC-levermetastase vertegenwoordigt een nuttig hulpmiddel om tumor-stroma-interacties te bestuderen en nieuwe stroma-gerichte therapieën te ontwikkelen, zoals adeno-geassocieerde virus-gemedieerde gentherapieën.

Abstract

Levermetastase van colorectale kanker (CRC) is een belangrijke oorzaak van kankergerelateerde sterfte. Kanker-geassocieerde fibroblasten (CAFs), een belangrijk onderdeel van de tumormicro-omgeving, spelen een cruciale rol bij gemetastaseerde CRC-progressie en voorspellen een slechte prognose van de patiënt. Er is echter een gebrek aan bevredigende muismodellen om de kruisverwijzing tussen gemetastaseerde kankercellen en CAFs te bestuderen. Hier presenteren we een methode om te onderzoeken hoe levermetastaseprogressie wordt gereguleerd door de metastatische niche en mogelijk kan worden beperkt door stroma-gerichte therapie. Poortaderinjectie van CRC-organoïden genereerde een desmoplastische reactie, die de fibroblastrijke histologie van menselijke CRC-levermetastasen getrouw samenvatte. Dit model was weefselspecifiek met een hogere tumorbelasting in de lever in vergelijking met een intra-miltinjectiemodel, waardoor overlevingsanalyses van muizen werden vereenvoudigd. Door luciferase-tot expressie brengende tumororganoïden te injecteren, kon de tumorgroeikinetiek worden gevolgd door in vivo beeldvorming. Bovendien biedt dit preklinische model een nuttig platform om de werkzaamheid van therapeutica gericht op het tumormes te beoordelen. We beschrijven methoden om te onderzoeken of adeno-geassocieerde virus-gemedieerde levering van een tumorremmend stromaal gen aan hepatocyten de tumormicro-omgeving zou kunnen hermodelleren en de overleving van muizen zou kunnen verbeteren. Deze aanpak maakt de ontwikkeling en beoordeling van nieuwe therapeutische strategieën mogelijk om levermetastase van CRC te remmen.

Introduction

Colorectale kanker (CRC) is wereldwijd een belangrijke oorzaak van kankersterfte1. Meer dan de helft van de CRC-patiënten ontwikkelt levermetastase die optreedt via de poortaderverspreiding1. Momenteel zijn er geen effectieve therapieën die geavanceerde levermetastasen kunnen genezen en de meeste patiënten bezwijken aan gemetastaseerde ziekte.

De gemetastaseerde niche of tumormicro-omgeving speelt een sleutelrol bij de engraftment en groei van gedissemineerde CRC-cellen2. Kankergeassocieerde fibroblasten (CAFs), een prominent onderdeel van de tumormicro-omgeving, bevorderen of beperken de progressie van kanker door groeifactoren af te scheiden, de extracellulaire matrix (ECM) te hermodelleren en immuunlandschappen en angiogenese te moduleren 3,4,5. CAFs verlenen ook resistentie tegen chemotherapieën en immunotherapieën3. Bovendien reguleren CAFs de initiatie en progressie van CRC-levermetastase en voorspellen ze de prognose bij patiënten met CRC 3,6,7,8. CAF-gerelateerde factoren kunnen dus worden gebruikt voor de ontwikkeling van therapeutische strategieën om CRC-levermetastasen te remmen. Het gebrek aan bevredigende muismodellen om het gemetastaseerde tumorstroma te bestuderen, is echter een groot obstakel geweest voor het ontwikkelen van stroma-gerichte therapieën.

Momenteel omvatten diermodellen om CRC-levermetastasen te bestuderen primaire CRC-modellen die spontaan levermetastase en kankerceltransplantatiemodellen in de lever ontwikkelen. Primaire CRC-muismodellen, zoals genetisch gemanipuleerde muismodellen en coloninjectie van kankercellen, tonen zelden metastase aan de lever 9,10,11,12. Bovendien, zelfs als een levermetastase wordt waargenomen, vertonen deze modellen een lange latentie van de primaire tumorinductie tot metastase en sterven ze mogelijk aan primaire tumorlast12. Om efficiënt CRC-levermetastasen te genereren, worden gekweekte CRC-cellen in de lever getransplanteerd met behulp van drie injectiebenaderingen: intra-miltinjectie, directe intra-parenchymale injectie in de lever en poortaderinjectie. Intra-splenisch geïnjecteerde kankercellen verspreidden zich in de miltader, de poortader en uiteindelijk naar de lever13,14. De intra-miltinjectie levert echter een lagere tumoropnameratio op in vergelijking met andere transplantatiemodellen15,16. Met intra-miltinjectie wordt chirurgische verwijdering van de milt uitgevoerd om kankergroei in de milt te voorkomen, wat mogelijk de rijping van immuuncellen in gevaar kan brengen17. Bovendien kan intra-miltinjectie ook leiden tot onbedoelde tumorgroei in de milt en buikholte18, wat levermetastaseanalyses bemoeilijkt. Directe intra-parenchymale injectie in de lever induceert efficiënt levermetastase 16,19,20. Niettemin vat deze benadering een biologische stap van levermetastase die van nature voorkomt via verspreiding van poortaders niet volledig samen. Met behulp van directe injectie in de lever, het binnendringen van kankercellen in een niet-portale, maar systemische circulatie kan ook resulteren in meerdere grote longmetastasen16. Hoewel een meerderheid van de patiënten met CRC-levermetastase meerdere tumorknobbels in de leververtoont 21, genereert directe injectie in een specifieke leverkwab een enkele tumormassa19,20. Portale aderinjectie of mesenteriale aderinjectie, hoewel technisch uitdagend, maakt efficiënte afgifte van tumorcellen in de lever mogelijk op een manier die de groeipatronen bij patiëntenvan 17 samenvat. Deze strategie kan de mogelijkheid van secundaire metastasen minimaliseren en maakt een snelle groei van kankercellen in de lever mogelijk, waardoor de overlevingsanalyses van muizen worden vereenvoudigd.

Historisch gezien werden colorectale kankercellijnen zoals muis MC-38, humaan HT-29 en SW-620 gebruikt om muismodellen van levermetastase te genereren22,23. Deze colorectale kankercellijnen induceren echter geen desmoplastische stromale reactie. Een laag stromaal gehalte in de tumoren maakt het moeilijk om de biologische rollen van kanker-geassocieerde fibroblasten te onderzoeken. Recente ontwikkelingen in CRC-organoïden en hun transplantatie hebben nuttige platforms geboden om de vitale rollen van het stroma in de progressie van kanker te beoordelen24. Levertransplantatie van CRC-organoïden genereert een fibroblastrijke tumormicro-omgeving en heeft nieuwe inzichten opgeleverd in stromaal onderzoek 6,25. Momenteel is portale of mesenteriale aderinjectie van organoïden een gouden standaardbenadering geworden om CRC-levermetastase te genereren 6,25,26,27,28. Niettemin, voor zover wij weten, hebben geen eerdere artikelen gedetailleerde methoden beschreven voor de poortaderinjectie van colorectale tumoroïden. Hier presenteren we een methodologie voor het gebruik van portale aderininjectie van CRC-organoïden om nieuwe adeno-geassocieerde virus (AAV) -gemedieerde stroma-gerichte therapie te ontwikkelen.

Hepatocyten zijn een belangrijk bestanddeel van de gemetastaseerde tumormicro-omgeving in de lever en spelen een cruciale rol bij de progressie van gemetastaseerde kanker29. Geïnspireerd door het succes van AAV-gentherapiebenaderingen om eiwitexpressie in hepatocyten te induceren bij niet-neoplastische patiënten30,31, onderzochten we een vergelijkbare aanpak, maar gericht op het wijzigen van de micro-omgeving van de levertumor in CRC25. Als zodanig beschrijven we hierin ook de staartaderinjectie van AAV8 om expressie van anti-tumorogene eiwitten te induceren om de micro-omgeving van de levertumor te wijzigen. Het AAV8-serotype, aangeduid door de keuze van virale capsid-eiwit tijdens de virusproductie, leidt tot een hoge transductie-efficiëntie, met name van hepatocyten (d.w.z. gerichte genexpressie in de micro-omgeving van de levertumor)32. We hebben eerder aangetoond dat Islr (immunoglobuline superfamilie met leucine-rijke herhaling) een CAF-specifiek gen is dat botmorfogenetisch eiwit (BMP) signalering induceert, CRC tumoroïde groei vermindert en Lgr5 + intestinale stamceldifferentiatiebevordert 25. We testten of AAV8-gemedieerde overexpressie van het kankerbeperkende stromale gen, Islr, in hepatocyten de progressie van levermetastase kon verzwakken door portale aderininjectie van CRC-tumoroïden uit te voeren in met AAV8-Islr behandelde muizen.

In dit artikel beschrijven we eerst de staartaderinjectieprocedure van levertropeskeer AAV. Vervolgens beschrijven we een methode voor tumoroïde celvoorbereiding en poortaderinjectie in de met AAV behandelde muizen. Ten slotte presenteren we benaderingen om de progressie van gemetastaseerde tumoren te volgen om de werkzaamheid van stroma-gerichte therapieën te beoordelen.

Protocol

Alle dierprocedures in dit artikel zijn beoordeeld en goedgekeurd door de South Australian Health and Medical Research Institute Animal Ethics Committee (goedkeuringsnummer, SAM322). 1. Staartader injectie van adeno-geassocieerd virus OPMERKING: Adeno-geassocieerd virus (AAV) moet worden behandeld als een biorisico volgens de richtlijnen van bioveiligheidsniveau 1. Raadpleeg het gepubliceerde protocol voor AAV-bereiding, -zuivering en -titratie33</su…

Representative Results

Om AAV-gemedieerde overexpressie van een tumor-remmend stromaal gen, Islr 4,25,43,44, in hepatocyten te induceren, injecteerden we intraveneus Islr-coderende AAV8. 1,0 x 1011 virale genomen (vg) van AAV8-Islr, of als controlemiddel, AAV8-mRuby2, werd geïnjecteerd in de volwassen muizenstaartader (figuur 1A). Twee weke…

Discussion

In deze studie hebben we aangetoond dat poortaderinjectie van CRC-organoïden van muizen reproduceerbaar fibroblastrijke levermetastasen genereert die histologische kenmerken van menselijke CRC-levermetastasen nabootsen. Bovendien, in combinatie met stroma-gerichte therapieën zoals AAV8-gemedieerde gentherapie, dient dit preklinische model als een nuttig hulpmiddel om therapeutische effecten op de overleving van muizen en tumorgroei te beoordelen.

Er zijn in ieder geval twee cruciale stappen …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Deze studie werd ondersteund door subsidies van de National Health and Medical Research Council (APP1156391 aan D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 naar D.L.W., APP1140236 naar S.L.W., APP1099283 naar D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project namens zijn donoren en de staatsregering van Zuid-Australië via het ministerie van Volksgezondheid (MCF0418 tot S.L.W., D.L.W.); een grant-in-aid voor wetenschappelijk onderzoek (B) (20H03467 aan M.T.) in opdracht van het Ministerie van Onderwijs, Cultuur, Sport, Wetenschap en Technologie van Japan; AMED-CREST (Japan Agency for Medical Research and Development, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 en 19gm1210008s0101 to A.E.); het Project for Cancer Research and Therapeutic Evolution (P-CREATE) van AMED (19cm0106332h0002 tot A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (to H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (to H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (to H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (to K.G.).

We bedanken Dr. Leszek Lisowski van Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children’s Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIË) voor het produceren van recombinante AAV-vectoren.

Materials

10% Formalin Sigma HT501128
15 mL centrifuge tube Corning 430791
33-gauge needle TSK LDS-33013 For portal vein injection
4-0 vicryl suture ETHICON J494G
40-µm cell strainer Corning 431750
5 mL Syringe BD 302130 Used to apply saline to the intestine after portal vein injection
50 mL centrifuge tube Corning 430829
50 mL syringe TERUMO SS*50LE Luer lock syringe for perfusion fixation
70% Isopropyl alcohol wipe Briemar 5730
Anaesthesia machine Darvall 9356
αSMA antibody DAKO M0851 Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry
Buprenorphine TROY N/A ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine
Cotton buds Johnson & Johnson N/A Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.
D-luciferin Biosynth L-8220
Electric shaver Sold by multiple suppliers
Forceps Sold by multiple suppliers
Hamilton syringe HAMILTON 81020 For portal vein injection
Heat box (animal warming chamber) Datesand MK3
Heat lamp Sold by multiple suppliers
Hemostatic sponge Pfizer 09-0891-04-015 Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm
India ink Talens 44727000
Injection syringe and needle BD 326769 For tail vein injection
Islr probe (RNAscope) ACD 450041
Isoflurane Henry Schein 988-3244
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software Perkin Elmer 128113
Matrigel Corning 356231
MRI fibrosis tool N/A N/A https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma D8537
RNAscope kit ACD 322300
Rodent restrainer Sold by multiple suppliers
Rosa26-Cas9 mouse The Jackson Laboratory 024858
Saline Pfizer PHA19042010
Scissors Sold by multiple suppliers
Skin staplers Able Scientific AS59028 9 mm wound clips
Stapler applicator Able Scientific AS59026 9 mm wound clip applicator
Stapler remover Able Scientific AS59037 Wound clip remover
Surgical drape Multigate 29-220
Surgical gauze Sentry Medical GS001
Topical anesthesia cream EMLA N/A EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine
TrypLE Express Gibco 12605028 Recombinant cell-dissociation enzyme mix
Y-27632 Tocris 1254
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
  2. Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
  3. Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
  4. Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. Cancer Research. 79 (20), 5367-5381 (2019).
  5. Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
  6. Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
  7. Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
  8. Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
  9. Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
  10. Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
  11. Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
  12. Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
  13. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
  14. Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
  15. Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
  16. O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
  17. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
  18. Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
  19. Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
  20. McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
  21. Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
  22. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  23. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
  24. Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
  25. Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
  26. Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
  27. Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
  28. de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
  29. Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
  30. Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
  31. George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
  32. Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
  33. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
  34. Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
  35. O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
  36. Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
  37. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  38. Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
  39. Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
  40. Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
  41. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
  42. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  43. Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
  44. Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
  45. Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
  46. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
  47. Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
  48. Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
  49. Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
  50. Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
  51. Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
  52. Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  53. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  54. Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
  55. Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).

Tags

Portal VeinColorectal CancerLiver MetastasisTumor StromaOrganoidsTumoroidsCASTumor MicroenvironmentMouse ModelSurgical ProcedureBuprenorphineAnesthesiaIncisionPeritoneum

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kobayashi, H., Gieniec, K. A., Ng, J. Q., Goyne, J., Lannagan, T. R. M., Thomas, E. M., Radford, G., Wang, T., Suzuki, N., Ichinose, M., Wright, J. A., Vrbanac, L., Burt, A. D., Takahashi, M., Enomoto, A., Worthley, D. L., Woods, S. L. Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma. J. Vis. Exp. (175), e62630, doi:10.3791/62630 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image