Hjerteinfarkt ved perkutan emboliseringsspoledistribusjon i en svinemodell
Summary
Myokardinfarkt (MI) dyremodeller som emulerer den naturlige prosessen med sykdommen hos mennesker, er avgjørende for å forstå patofysiologiske mekanismer og teste sikkerheten og effekten av nye nye behandlinger. Her beskriver vi en MI-svinemodell opprettet ved å distribuere en perkutan emboliseringsspole.
Abstract
Hjerteinfarkt (MI) er den ledende årsaken til dødelighet over hele verden. Til tross for bruk av evidensbaserte behandlinger, inkludert koronar revaskularisering og kardiovaskulære legemidler, utvikler en betydelig andel av pasientene patologisk venstre-ventrikulær ombygging og progressiv hjertesvikt etter MI. Derfor har nye terapeutiske alternativer, som blant annet cellulære og genterapier, blitt utviklet for å reparere og regenerere skadet myokardium. I denne sammenhengen er dyremodeller av MI avgjørende for å utforske sikkerheten og effekten av disse eksperimentelle terapiene før klinisk oversettelse. Store dyremodeller som svin foretrekkes fremfor mindre på grunn av den høye likheten mellom svin og menneskelige hjerter når det gjelder koronararterieanatomi, hjertekinetikk og post-MI-helbredelsesprosessen. Her hadde vi som mål å beskrive en MI-modell i gris ved permanent spoleutplassering. Kort sagt består det av en perkutan selektiv koronararteriekannasjon gjennom retrograd femoral tilgang. Etter koronar angiografi er spolen utplassert ved målgrenen under fluoroskopisk veiledning. Til slutt bekreftes fullstendig okklusjon ved gjentatt koronarangiografi. Denne tilnærmingen er gjennomførbar, svært reproduserbar, og emulerer patogenesen av menneskelig ikke-revascularized MI, unngår den tradisjonelle åpen brystkirurgi og den påfølgende postoperative betennelsen. Avhengig av oppfølgingstidspunktet er teknikken egnet for akutte, sub-akutte eller kroniske MI-modeller.
Introduction
Hjerteinfarkt (MI) er den mest utbredte årsaken til dødelighet, sykelighet og funksjonshemming over hele verden1. Til tross for dagens terapeutiske fremskritt utvikler en betydelig andel av pasientene negativ ventrikulær ombygging og progressiv hjertesvikt etter MI, noe som resulterer i dårlig prognose på grunn av ventrikulær dysfunksjon og plutselig død 2,3,4. Nye terapeutiske alternativer for å reparere og/eller regenerere skadet myokard er dermed under gransking, og translasjonelle MI-dyremodeller er avgjørende for å teste sikkerhet og effekt. Selv om flere modeller har blitt brukt til kardiovaskulær forskning, inkludert rotter 5,6, mus 7,8, hunder9 og sauer10, er griser et av de beste valgene for modellering av hjerte iskemistudier på grunn av deres høye likhet med mennesker når det gjelder hjertestørrelse, koronararterieanatomi, hjertekinetikk, fysiologi, metabolisme og post-MI-helbredelsesprosessen 11, 12,13,14,15.
I denne sammenhengen er mange forskjellige åpne kirurgiske og perkutane tilnærminger tilgjengelige for å utvikle MI svinemodeller. Åpen bryst tilnærming innebærer en venstre lateral thoracotomy prosedyre og er nyttig i å utføre kirurgisk koronar arterie ligation16,17, myokard kryo-skade, cauterization12, og koronar arterie plassering av en hydraulisk occlude18 eller en ameroid constrictor19, blant andre. Kirurgisk koronar okklusjon har blitt mye brukt til å teste nye terapeutiske alternativer som hjertevevsteknikk og celleterapi, da det gir bred tilgang og visuell vurdering av hjertet; Men i motsetning til menneskelig MI, kan det resultere i kirurgiske vedheft, tilstøtende arrdannelse og postoperativ betennelse17. Myokard kryoskade og cauterisering er lett reproduserbare teknikker, men reproduserer ikke den patofysiologiske MI-progresjonen observert hos mennesker12. På den annen side er det utviklet flere perkutane teknikker for å produsere midlertidig eller permanent koronarblokkering. Disse består av transkoronær eller intrakoronær etanol ablasjon 20,21, okklusjon ved ballong angioplastikk22, eller levering av trombogene materialer som agarose gel perler23, fibrinogen blandinger 9, eller spole embolisering17,24. Mens ballong angioplastikk er bedre egnet for iskemi / reperfusjonsstudier, er koronar spoledistribusjon et av de beste valgene for modellering av ikke-revaskulær MI. Denne perkutane tilnærmingen er gjennomførbar, konsekvent reproduserbar, og unngår åpen brystkirurgi. Det gir presis kontroll over den infarkterende plasseringen og resulterer i patofysiologi som ligner på en menneskelig ikke-reperfused MI. Videre er spoleemboliisering egnet for modellering av akutt, sub-akutt eller kronisk MI; kronisk kongestiv hjertesvikt; eller valvulær sykdom17.
Den nåværende protokollen tar sikte på å beskrive hvordan man utvikler en MI-svinemodell ved permanent spoledistribusjon. Kort sagt består det av en perkutan selektiv koronararteriekannasjon gjennom retrograd femoral tilgang. Etter koronar angiografi er en spole utplassert ved målgrensarterien under fluoroskopisk veiledning. Til slutt bekreftes fullstendig okklusjon ved gjentatt koronarangiografi.
Protocol
Representative Results
Discussion
En spole utplassert i en koronararterie gir en reproduserbar og konsistent preklinisk ikke-reperfused MI-modell i svin som kan brukes til å utvikle og teste nye kardiovaskulære terapeutiske strategier.
I våre hender var dødelighet ved oppfølging 19% relatert til komplikasjoner av MI, hovedsakelig innenfor de første 24 t av prosedyren. Alle disse dødsfallene er relatert til den naturlige historien til den ikke-reperfused MI og var de primære resultatene av studien. Et av de mest kritisk…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi uttrykker vår takknemlighet til Center of Comparative Medicine and Bioimaging of Catalonia (CMCiB) og ansatte for deres bidrag til dyremodellutførelsen. Dette arbeidet ble støttet av Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología og Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Dette arbeidet ble også finansiert av Red de Terapia Celular – TerCel [RD16/0011/0006] og CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] prosjekter, som en del av planen Nacional de I+D+I, og cofunded av ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr. Fadeuilhe ble støttet av et stipend fra det spanske kardiologiforeningen (Madrid, Spania).
Materials
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464 (2011).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction – Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms – Clinical Applications. , 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter – preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
