Modèle à tête fermée contrôlé électromagnétique de lésion cérébrale traumatique légère chez la souris
Summary
Le protocole décrit une lésion cérébrale traumatique légère dans un modèle murin. En particulier, un protocole étape par étape pour induire un léger traumatisme crânien fermé de la ligne médiane et la caractérisation du modèle animal est entièrement expliqué.
Abstract
Des modèles animaux hautement reproductibles de lésions cérébrales traumatiques (TCC), avec des pathologies bien définies, sont nécessaires pour tester les interventions thérapeutiques et comprendre les mécanismes de la façon dont un traumatisme crânien altère la fonction cérébrale. La disponibilité de plusieurs modèles animaux de TCC est nécessaire pour modéliser les différents aspects et sévérités du TCC observés chez les humains. Ce manuscrit décrit l’utilisation d’un traumatisme crânien fermé (CHI) médian pour développer un modèle murin de TCC léger. Le modèle est considéré comme léger parce qu’il ne produit pas de lésions cérébrales structurelles basées sur la neuroimagerie ou la perte neuronale macroscopique. Cependant, un seul impact crée suffisamment de pathologie pour que la déficience cognitive soit mesurable au moins 1 mois après la blessure. Un protocole étape par étape pour induire un CHI chez la souris à l’aide d’un impacteur électromagnétique guidé stéréotaxiquement est défini dans l’article. Les avantages du modèle CHI médian léger comprennent la reproductibilité des changements induits par les blessures avec une faible mortalité. Le modèle a été caractérisé temporellement jusqu’à 1 an après la blessure pour les changements neuroimageurs, neurochimiques, neuropathologiques et comportementaux. Le modèle est complémentaire aux modèles à crâne ouvert d’impact cortical contrôlé utilisant le même dispositif d’impacteur. Ainsi, les laboratoires peuvent modéliser à la fois un TCC diffus léger et un TCC focal modéré à sévère avec le même impacteur.
Introduction
Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) sont causées par une force externe sur le cerveau, souvent associée à des chutes, des blessures sportives, de la violence physique ou des accidents de la route. En 2014, les Centers for Disease Control and Prevention ont déterminé que 2,53 millions d’Américains se sont rendus au service des urgences pour demander de l’aide médicale pour des accidents liés à un TCC1. Étant donné que les TCC légers (TCL) représentent la majorité des cas de TCC, au cours des dernières décennies, plusieurs modèles de TCC ont été adoptés, notamment la perte de poids, les traumatismes crâniens fermés entraînés par piston et les chocs corticaux contrôlés, les lésions par rotation, les lésions légères par percussion fluide et les modèles de blessures par souffle 2,3. L’hétérogénéité des modèles de TCLm est utile pour aborder les différentes caractéristiques associées au TCLm observées chez les personnes et pour aider à évaluer les mécanismes cellulaires et moléculaires associés aux lésions cérébrales.
Parmi les modèles couramment utilisés de traumatisme crânien fermé, l’un des premiers et des plus largement utilisés est la méthode de perte de poids, où un objet est laissé tomber d’une hauteur spécifique sur la tête de l’animal (anesthésié ou éveillé)2,4. Dans la méthode de perte de poids, la gravité de la blessure dépend de plusieurs paramètres, notamment la craniotomie pratiquée ou non, la tête fixe ou libre, ainsi que la distance et le poids de l’objet qui tombe 2,4. L’un des inconvénients de ce modèle est la grande variabilité de la gravité de la blessure et le taux de mortalité élevé associé à la dépression respiratoire 5,6. Une alternative courante consiste à administrer l’impact à l’aide d’un dispositif pneumatique ou électromagnétique, ce qui peut être fait directement sur la dure-mère exposée (impact cortical contrôlé: CCI) ou le crâne fermé (traumatisme crânien fermé: CHI). L’une des forces de la blessure entraînée par piston est sa reproductibilité élevée et sa faible mortalité. Cependant, l’ICC nécessite une craniotomie7,8, et une craniotomie elle-même induit une inflammation9. Au lieu de cela, dans le modèle CHI, il n’y a pas besoin de craniotomie. Comme déjà indiqué, chaque modèle a des limites. L’une des limites du modèle CHI décrit dans cet article est que la chirurgie est effectuée à l’aide d’un cadre stéréotaxique et que la tête de l’animal est immobilisée. Bien que l’immobilisation complète de la tête assure la reproductibilité, elle ne tient pas compte du mouvement après l’impact qui pourrait contribuer à la blessure associée à un TCL.
Ce protocole décrit une méthode de base pour effectuer un impact CHI avec un dispositif d’impact électromagnétiquedisponible dans le commerce 10 dans une souris. Ce protocole détaille les paramètres exacts impliqués pour obtenir une blessure hautement reproductible. En particulier, l’enquêteur a un contrôle précis sur les paramètres (profondeur de la blessure, temps de séjour et vitesse d’impact) pour définir précisément la gravité de la blessure. Tel que décrit, ce modèle CHI produit une lésion qui entraîne une pathologie bilatérale, à la fois diffuse et microscopique (c.-à-d. activation chronique des dommages gliaux, axonaux et vasculaires) et des phénotypes comportementaux 11,12,13,14,15. De plus, le modèle décrit est considéré comme bénin car il n’induit pas de lésions cérébrales structurelles basées sur l’IRM ou de lésions macroscopiques sur la pathologie même 1 an après la lésion16,17.
Protocol
Representative Results
Discussion
Plusieurs étapes sont nécessaires pour recréer un modèle de blessure cohérent à l’aide du modèle décrit. Tout d’abord, il est essentiel de fixer correctement l’animal dans le cadre stéréotaxique. La tête de l’animal ne doit pas pouvoir bouger latéralement et le crâne doit être complètement plat avec bregma et lambda lisant les mêmes coordonnées. Placer correctement les barres auriculaires est l’aspect le plus difficile de cette chirurgie, et cela ne peut être appris qu’avec de la pratique. S…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu en partie par les National Institutes of Health sous les numéros d’attribution R01NS120882, RF1NS119165 et R01NS103785 et le numéro de récompense AZ190017 du ministère de la Défense. Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas les opinions officielles des National Institutes of Health ou du ministère de la Défense.
Materials
| 9 mm Autoclip Applier | Braintree scientific | ACS- APL | Surgery |
| 9 mm Autoclip Remover | Braintree scientific | ACS- RMV | Surgery |
| 9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips | Braintree scientific | ACS- CS | Surgery (Staples) |
| Aperio ImageScope software | Leica BioSystems | NA | IHC |
| BladeFLASK Blade Remover | Fisher Scientific | 22-444-275 | Surgery |
| Cotton tip applicator | VWR | 89031-270 | Surgery |
| Digitial mouse stereotaxic frame | Stoelting | 51730D | Surgery |
| Dumont #7 Forceps | Roboz | RS-5047 | Surgery |
| Ear bars | Stoelting | 51649 | Surgery |
| EthoVision XT 11.0 | Noldus Information Technology | NA | RAWM |
| Fiber-Lite | Dolan-Jeffer Industries | UN16103-DG | Surgery |
| Fisherbrand Bulb for Small Pipets | Fisher Scientific | 03-448-21 | Head support apparatus |
| Gemini Avoidance System | San Diego Instruments | NA | Active avoidance |
| Heating Pad | Sunbeam | 732500000U | Surgery prep |
| HRP conjugated goat anti-rabbit IgG | Jackson Immuno Research laboratories | 111-065-144 | IHC |
| Induction chamber | Kent Scientific | VetFlo-0530XS | Surgery prep |
| Isoflurane, USP | Covetrus | NDC: 11695-6777-2 | Surgery |
| Mouse gas anesthesia head holder | Stoelting | 51609M | Surgery |
| Neuropactor Stereotaxic Impactor | Neuroscience Tools | n/a | Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one |
| NexGen Mouse 500 | Allentown | n/a | Post-surgery, holding cage |
| Parafilm | Bemis | PM992 | Head support apparatus |
| Peanut – Professional Hair Clipper | Whal | 8655-200 | Surgery prep |
| Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory | Ricca | 3955-16 | Surgery |
| Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant | Dechra | 17033-211-38 | Surgery |
| Rabbit anti-GFAP | Dako | Z0334 | IHC |
| Rabbit anti-IBA1 | Wako | 019-19741 | IHC |
| 8-arm Radial Arm Water Maze | MazeEngineers | n/a | RAWM |
| Scale | OHAUS CS series | BAL-101 | Surgery prep |
| Scalpel Handle #7 Solid 6.25" | Roboz | RS-9847 | Surgery |
| Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v) | Fisher Brand | 22-363-750 | Surgery prep |
| SumnoSuite low-flow anesthesia system | Kent Scientific | SS-01 | Surgery |
| 10 mL syringe Luer-Lok Tip | BD Bard-Parker | 302995 | Head support apparatus |
| Timers | Fisher Scientific | 6KED8 | Surgery |
| Topical anesthetic cream | L.M.X 4 | NDC 0496-0882-15 | Surgery prep |
| Triple antibiotic ointment | Major | NDC 0904-0734-31 | Post-surgery |
| Tubing | MasterFlex | 96410-16 | Head support apparatus |
| Vaporizer Single Channel Anesthesia System | Kent Scientific | VetFlo-1210S | Surgery prep |
References
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