Summary

未分化甲状腺癌および頭頸部扁平上皮癌の患者由来異種移植片モデルの確立と特性評価

Published: June 02, 2023
doi:

Summary

本プロトコルは、PDXモデルがトランスレーショナルオンコロジーの分野で急速に標準になりつつあるため、未分化甲状腺癌(ATC)および頭頸部扁平上皮癌(HNSCC)の患者由来異種移植片(PDX)モデルを確立し、特徴付けます。

Abstract

患者由来異種移植片(PDX)モデルは、原発腫瘍の組織学的および遺伝的特徴を忠実に保存し、その不均一性を維持します。PDXモデルに基づく薬力学的結果は、臨床診療と高い相関があります。未分化甲状腺癌(ATC)は、甲状腺癌の最も悪性の亜型であり、浸潤性が強く、予後が悪く、治療が限られています。ATCの発生率は甲状腺癌のわずか2%〜5%を占めていますが、その死亡率は15%〜50%と高くなっています。頭頸部扁平上皮癌(HNSCC)は、最も一般的な頭頸部悪性腫瘍の1つであり、世界中で毎年60万人以上の新規症例があります。ここでは、ATCおよびHNSCCのPDXモデルを確立するための詳細なプロトコルが提示される。本研究では、モデル構築の成功率に影響を与える主要な要因を分析し、PDXモデルと原発腫瘍の病理組織学的特徴を比較しました。さらに、モデルの臨床的関連性は、首尾よく構築されたPDXモデルにおける代表的な臨床的に使用された薬物の in vivo 治療効果を評価することによって検証された。

Introduction

PDXモデルは、ヒト腫瘍組織を免疫不全マウスに移植し、マウス1が提供する環境下で増殖させる動物モデルである。従来の腫瘍細胞株モデルには、不均一性の欠如、腫瘍微小環境を保持できないこと、in vitro継代の繰り返し中の遺伝的変異に対する脆弱性、臨床応用の不備など、いくつかの欠点があります2,3。遺伝子改変動物モデルの主な欠点は、ヒト腫瘍のゲノム特性の潜在的な喪失、新しい未知の突然変異の導入、およびマウス腫瘍とヒト腫瘍の間の相同性の程度を特定することの難しさです4。さらに、遺伝子改変動物モデルの作製は、費用と時間がかかり、比較的非効率的です4

PDXモデルには、腫瘍の不均一性を反映するという点で、他の腫瘍モデルに比べて多くの利点があります。組織病理学の観点からは、マウスの対応物は時間の経過とともにヒト間質に置き換わるが、PDXモデルは原発腫瘍の形態学的構造をよく保存する。さらに、PDXモデルは、原発腫瘍のメタボローム同一性を少なくとも4世代にわたって保存し、腫瘍細胞とその微小環境との間の複雑な相互関係をよりよく反映しているため、ヒト腫瘍組織の成長、転移、血管新生、および免疫抑制のシミュレーションにおいてユニークです5,6,7.細胞レベルおよび分子レベルでは、PDXモデルは、ヒト腫瘍の腫瘍間および腫瘍内の不均一性、ならびに遺伝子発現パターン、突然変異状態、コピー数、DNAメチル化およびプロテオミクスなどの元の癌の表現型および分子特性を正確に反映しています8,9。継代の異なるPDXモデルは薬物療法に対して同じ感受性を有し、PDXモデルの遺伝子発現が非常に安定していることを示している10,11。研究によると、薬物に対するPDXモデルの反応とその薬物に対する患者の臨床反応との間には優れた相関関係があります12,13。したがって、PDXモデルは、特に薬物スクリーニングと臨床予後予測のための強力な前臨床およびトランスレーショナル研究モデルとして浮上しています。

甲状腺がんは内分泌系の一般的な悪性腫瘍であり、近年発生率が急速に増加しているヒトの悪性腫瘍です14。未分化甲状腺癌(ATC)は最も悪性の甲状腺癌であり、患者の生存期間の中央値はわずか4.8か月です15。中国では毎年甲状腺がん患者の少数派のみがATCと診断されていますが、死亡率は100%に近い16,17,18です。ATCは通常急速に成長し、頸部の隣接組織や頸部リンパ節に浸潤し、患者の約半数が遠隔転移を起こしています19,20。頭頸部扁平上皮癌(HNSCC)は、世界で6番目に多い癌であり、癌による死亡の主要な原因の1つであり、毎年推定60万人がHNSCCに罹患しています21,22,23。HNSCCには、鼻、副鼻腔、口、扁桃腺、咽頭、喉頭24の腫瘍を含む多数の腫瘍が含まれます。ATCとHNSCCは、主要な頭頸部悪性腫瘍の2つです。新規治療薬や個別化治療の開発を促進するためには、ATCやHNSCCのPDXモデルなど、堅牢で高度な前臨床動物モデルの開発が必要です。

本稿では,ATCとHNSCCの皮下PDXモデル確立の詳細な方法を紹介し,モデル構築における腫瘍採取率に影響を与える主要因子の解析を行い,PDXモデルと原発巣の病理組織学的特徴を比較した.一方、本研究では、臨床的関連性を検証するために、正常に構築されたPDXモデルを使用して in vivo 薬力学的試験を実施しました。

Protocol

すべての動物実験は、四川大学西中国病院の施設動物管理および使用委員会によって承認された実験動物管理の評価および認定協会のガイドラインおよびプロトコルに従って実施されました。4〜6週齢(男女ともに)のNOD-SCID免疫不全マウスおよび4〜6週齢の雌Balb / cヌードマウスを本研究に使用しました。動物は商業的な供給源から入手した( 材料表を参照)。西中国病院の倫理委員?…

Representative Results

甲状腺癌標本18例を移植し,未分化甲状腺癌4例,未分化甲状腺癌1例を含む5つのPDXモデルの構築に成功した(腫瘍採取率27.8%)。モデル構築の成功率と年齢,性別,腫瘍径,腫瘍悪性度,分化との相関を分析した。グレード4の腫瘍サンプルのモデル成功率は低グレードのサンプルよりも高く、未分化腫瘍サンプルの成功率も高分化サンプルよりも高かったが、相関分析の結果、これらの要因はPDXモデルの…

Discussion

本研究により、ATCとHNSCCの皮下PDXモデルの確立に成功しました。PDXモデル構築の過程で注意すべき点はたくさんあります。腫瘍組織が患者から分離されたら、それをアイスボックスに入れ、できるだけ早く接種のために検査室に送るべきです。腫瘍が検査室に到着した後、オペレーターは無菌フィールドの維持に注意を払い、無菌手順を実践する必要があります。針生検サンプルの場合、腫?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作業は、四川省科学技術支援プログラム(助成金番号2019JDRC0019および2021ZYD0097)、卓越性分野のための1.3.5プロジェクト、四川大学西中国病院(助成金番号ZYJC18026)、卓越性分野のための1.3.5プロジェクト-四川大学西中国病院臨床研究インキュベーションプロジェクト(助成金番号2020HXFH023)、中央大学の基礎研究資金(SCU2022D025)、 成都科学技術局の国際協力プロジェクト(助成金番号2022-GH02-00023-HZ)、四川大学のイノベーションスパークプロジェクト(助成金番号2019SCUH0015)、および西中国病院-電子科学技術大学の医工統合のための人材訓練基金(助成金番号HXDZ22012)。

Materials

2.4 mm x 2.0 mm trocar Shenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd 18-9065
Balb/c nude mice Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. 401
Biosafety cabinet Suzhou Antai BSC-1300IIA2
Blade Shenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd 18-0823
Centrifuge tube  Corning 430791/430829
Cryopreservation tube Chengdu Dianrui Experimental Instrument Co., Ltd /
Custodiol HTK-Solution Custodiol 2103417
Dimethyl sulfoxide(DMSO) SIGMA-ALORICH D5879-500mL
Electronic balance METTLER ME104
Electronic digital caliper Chengdu Chengliang Tool Group Co., Ltd 0-220
fetal bovine serum(FBS) VivaCell C04001-500
IBM SPSS Statistics 26 IBM
Ketamine Jiangsu Zhongmu Beikang Pharmaceutical Co., Ltd  100761663
Lenvatinib ApexBio A2174
NOD SCID immunodeficient mice Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. 406
Pen-Strep Solution Biological Industries 03-03101BCS
Petri dish WHB WHB-60/WHB-100
Saline  Sichuan Kelun W220051705
Scissor Shenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd 18-0110
Tweezer Shenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd 18-1241
Vet ointment Pfizer Inc. P10015353
Xylazine Dunhua Shengda Animal Medicine Co., Ltd 070031777

References

  1. Toolan, H. W. Successful subcutaneous growth and transplantation of human tumors in X-irradiated laboratory animals. Proceedings of The Society for Experimental Biology and Medicine. 77 (3), 572-578 (1951).
  2. Gillet, J. P., et al. Redefining the relevance of established cancer cell lines to the study of mechanisms of clinical anti-cancer drug resistance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (46), 18708-18713 (2011).
  3. Hausser, H. J., Brenner, R. E. Phenotypic instability of Saos-2 cells in long-term culture. Biochemical & Biophysical Research Communications. 333 (1), 216-222 (2005).
  4. Pérez-Mancera, P., Guerra, C., Barbacid, M., Tuvesonet, D. A. What we have learned about pancreatic cancer from mouse models. Gastroenterology. 142 (5), 1079-1092 (2012).
  5. Bruna, A., et al. A biobank of breast cancer explants with preserved intra-tumor heterogeneity to screen anticancer compounds. Cell. 167 (1), 260-274 (2016).
  6. Choi, S., et al. Lessons from patient-derived xenografts for better in vitro modeling of human cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 79-80, 222-237 (2014).
  7. Blomme, A., et al. Murine stroma adopts a human-like metabolic phenotype in the PDX model of colorectal cancer and liver metastases. Oncogene. 37 (9), 1237-1250 (2018).
  8. Wang, D., et al. Molecular heterogeneity of non-small cell lung carcinoma patient-derived xenografts closely reflect their primary tumors. International Journal of Cancer. 140 (3), 662-673 (2016).
  9. Jung, J., et al. Generation and molecular characterization of pancreatic cancer patient-derived xenografts reveals their heterologous nature. Oncotarget. 7 (38), 62533-62546 (2016).
  10. Keysar, S., et al. A patient tumor transplant model of squamous cell cancer identifies PI3K inhibitors as candidate therapeutics in defined molecular bins. Molecular Oncology. 7 (4), 776-790 (2013).
  11. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer. Clinical Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  12. Fiebig, H. H., et al. Development of three human small cell lung cancer models in nude mice. Recent Results in Cancer Research. 97, 77-86 (1985).
  13. Morelli, M. P., et al. Prioritizing phase I treatment options through preclinical testing on personalized tumorgraft. Journal of Clinical Oncology. 30 (4), 45-48 (2012).
  14. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA. 68 (6), 394-424 (2018).
  15. Onoda, N., et al. Evaluation of the 8th edition TNM classification for anaplastic thyroid carcinoma. Cancers. 12 (3), 552 (2020).
  16. Nel, C., et al. Anaplastic carcinoma of the thyroid: A clinicopathologic study of 82 cases. Mayo Clinic Proceedings. 60 (1), 51-58 (1985).
  17. Mazzaferri, E. L. Increasing incidence of thyroid cancer in the United States, 1973-2002. Yearbook of Medicine. 2007, 496-499 (2007).
  18. Kebebew, E., Greenspan, F. S., Clark, O. H., Woeber, K. A., Mcmillan, A. Anaplastic thyroid carcinoma. Treatment outcome and prognostic factors. Cancer. 103 (7), 1330-1335 (2005).
  19. Lin, B., et al. The incidence and survival analysis for anaplastic thyroid cancer: A SEER database analysis. American Journal of Translational Research. 11 (9), 5888-5896 (2019).
  20. Maniakas, A., Dadu, R., Busaidy, N. L., Wang, J. R., Zafereo, M. Evaluation of overall survival in patients with anaplastic thyroid carcinoma, 2000-2019. JAMA Oncology. 6 (9), 1397-1404 (2020).
  21. Gilardi, M., et al. Tipifarnib as a precision therapy for HRAS-mutant head and neck squamous cell carcinomas. Molecular Cancer Therapeutics. 19 (9), 1784-1796 (2020).
  22. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2016. CA. 66 (1), 7-30 (2016).
  23. Chow, L. Q. M. Head and neck cancer. New England Journal of Medicine. 382 (1), 60-72 (2020).
  24. Swiecicki, P. L., Brennan, J. R., Mierzwa, M., Spector, M. E., Brenner, J. C. Head and neck squamous cell carcinoma detection and surveillance: Advances of liquid biomarkers. Laryngoscope. 129 (8), 1836-1843 (2019).
  25. Wang, R., et al. Distribution and activity of lenvatinib in brain tumor models of human anaplastic thyroid cancer cells in severe combined immune deficient mice. Molecular Cancer Therapeutics. 18 (5), 947-956 (2019).
  26. Takahashi, S., et al. A phase II study of the safety and efficacy of lenvatinib in patients with advanced thyroid cancer. Future Oncology. 15 (7), 717-726 (2019).
  27. Ferrari, S. M., et al. Lenvatinib exhibits antineoplastic activity in anaplastic thyroid cancer in vitro and in vivo. Oncology Reports. 39 (5), 2225-2234 (2018).
  28. Cabanillas, M. E., Habra, M. A. Lenvatinib: Role in thyroid cancer and other solid tumors. Cancer Treatment Reviews. 42, 47-55 (2016).
  29. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The generation and application of patient-derived xenograft model for cancer research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  30. Peng, S., et al. Tumor grafts derived from patients with head and neck squamous carcinoma authentically maintain the molecular and histologic characteristics of human cancers. Journal of Translational Medicine. 11, 198 (2013).
  31. Derose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514-1520 (2011).
  32. Chen, X., Shen, C., Wei, Z., Zhang, R., Xiao, K. Patient-derived non-small cell lung cancer xenograft mirrors complex tumor heterogeneity. Cancer Biology and Medicine. 18 (1), 184-198 (2021).
  33. Choi, Y. Y., et al. Establishment and characterisation of patient-derived xenografts as paraclinical models for gastric cancer. Scientific Reports. 6, 22172 (2016).
  34. Maider, I. V., Andrés, C., Alberto, B. Preclinical models for precision oncology. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Reviews on Cancer. 1872 (2), 239-246 (2018).
  35. Okada, S., Vaeteewoottacharn, K., Kariya, R. Establishment of a patient-derived tumor xenograft model and application for precision cancer medicine. Chemical & Pharmaceutical Bulletin. 66 (3), 225-230 (2018).
  36. Michael, G., et al. Tumor take rate optimization for colorectal carcinoma patient-derived xenograft models. BioMed Research International. 2016, 1715053 (2016).
  37. Bernardo, C., Costa, C., Sousa, N., Amado, F., Santos, L. Patient-derived bladder cancer xenografts: a systematic review. Translational Research. 166 (4), 324-331 (2015).
  38. Facompre, N. D., et al. Barriers to generating PDX models of HPV-related head and neck. Laryngoscope. 127 (12), 2777-2783 (2017).
  39. Kang, H. N., Kim, J. H., Park, A. Y., Choi, J. W., Kim, H. R. Establishment and characterization of patient-derived xenografts as paraclinical models for head and neck cancer. BMC Cancer. 20 (1), 316 (2020).
  40. Ahn, S. H., et al. An orthotopic model of papillary thyroid carcinoma in athymic nude mice. Archives of Otolaryngology-Head & Neck Surgery. 134 (2), 190-197 (2008).
  41. Nucera, C., et al. A novel orthotopic mouse model of human anaplastic thyroid carcinoma. Thyroid. 19 (10), 1077-1084 (2009).
  42. De Rose, F., et al. Galectin-3 targeting in thyroid orthotopic tumors opens new ways to characterize thyroid cancer. Journal of Nuclear Medicine. 60 (6), 770-776 (2019).
  43. Pearson, A. T., et al. Patient-derived xenograft (PDX) tumors increase growth rate with time. Oncotarget. 7 (7), 7993-8005 (2016).
  44. Huo, K. G., D’Arcangelo, E., Tsao, M. S. Patient-derived cell line, xenograft and organoid models in lung cancer therapy. Translational Lung Cancer Research. 9 (5), 2214-2232 (2020).
  45. Kumari, R., Xu, X., Li, H. Q. Translational and clinical relevance of PDX-derived organoid models in oncology drug discovery and development. Current Protocols. 2 (7), e431 (2022).
  46. Takahashi, N., et al. Construction of in vitro patient-derived tumor models to evaluate anticancer agents and cancer immunotherapy. Oncology Letters. 21 (5), 406 (2021).
  47. Barasch, A., et al. Photobiomodulation effects on head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC) in an orthotopic animal model. Supportive Care in Cancer. 28 (6), 2721-2727 (2020).
  48. Wang, M., et al. Humanized mice in studying efficacy and mechanisms of PD-1-targeted cancer immunotherapy. FASEB Journal. 32 (3), 1537-1549 (2018).
  49. Wu, C., Wang, X., Shang, H., Wei, H. Construction of a humanized PBMC-PDX model to study the efficacy of a bacterial marker in lung cancer immunotherapy. Disease Markers. 2022, 1479246 (2022).
  50. Yao, L. C., et al. Creation of PDX-bearing humanized mice to study immuno-oncology. Methods in Molecular Biology. 1953, 241-252 (2019).
check_url/64623?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Wu, M., Liu, Y., Zhao, Y., Zhang, Y., Huang, L., Du, Q., Zhang, T., Zhong, Z., Luo, H., Xiao, K. Establishment and Characterization of Patient-Derived Xenograft Models of Anaplastic Thyroid Carcinoma and Head and Neck Squamous Cell Carcinoma. J. Vis. Exp. (196), e64623, doi:10.3791/64623 (2023).

View Video