Summary

토양 밀도 분별을 활용하여 뚜렷한 토양 탄소 풀 분리

Published: December 16, 2022
doi:

Summary

토양 밀도 분별은 토양 유기물을 안정화 메커니즘, 화학 물질 및 회전 시간이 다른 별개의 풀로 분리합니다. 특정 밀도의 폴리 텅스텐 산 나트륨 용액은 유리 미립자 유기물과 미네랄 관련 유기물을 분리하여 관리 및 기후 변화에 대한 토양 반응을 설명하기에 적합한 유기물 분획을 생성합니다.

Abstract

토양 유기물(SOM)은 부분적으로 분해된 유리 식물 성분부터 토양 응집체에 보유된 미생물 변형 화합물, 반응성 토양 광물과 강한 연관성을 가진 고도로 가공된 미생물 부산물에 이르기까지 다양한 화합물의 복잡한 혼합물입니다. 토양 과학자들은 토양을 쉽게 측정할 수 있고 토양 탄소(C) 모델링에 유용한 분획으로 분리하는 방법을 찾기 위해 고군분투해 왔습니다. 밀도를 기준으로 토양을 분류하는 것이 점점 더 많이 사용되고 있으며 SOM과 다른 광물 사이의 연관 정도에 따라 수행하기 쉽고 C 풀을 생성합니다. 따라서 토양 밀도 분별은 SOM을 특성화하고 SOM 안정화 메커니즘을 식별하는 데 도움이 될 수 있습니다. 그러나 보고된 토양 밀도 분별 프로토콜은 크게 다르기 때문에 다양한 연구와 생태계의 결과를 비교하기 어렵습니다. 여기에서는 미립자 및 광물 관련 유기물을 분리하는 강력한 밀도 분획 절차를 설명하고 토양을 2개, 3개 또는 그 이상의 밀도 분율로 분리할 때의 장점과 단점을 설명합니다. 이러한 분획은 종종 화학적 및 광물 조성, 회전율 시간, 미생물 처리 정도 및 광물 안정화 정도가 다릅니다.

Introduction

토양은 육상 탄소 (C)의 가장 큰 저장고이며, 상단 1m에 1,500 Pg 이상의 C를 함유하고 있으며 전 세계적으로 더 깊은 수준에서는 그 양의 거의 두 배이므로 토양은 식물 바이오 매스보다 더 많은 C를 함유하고 대기를 합친 것입니다1. 토양 유기물(SOM)은 물과 토양 영양분을 유지하며 식물 생산성과 육상 생태계의 기능에 필수적입니다. 토양 건강 및 농업 생산성을 위한 적절한 SOM 재고의 중요성에 대한 세계적인 인식에도 불구하고 토양 C 재고는 지속 불가능한 산림 및 농업 관리, 경관 변화 및 기후 온난화로 인해 상당히 고갈되었습니다 2,3. 토양 건강 회복과 토양 C 보유를 자연 기후 솔루션의 핵심 요소로 사용하는 것에 대한 관심이 높아짐에 따라 다양한 환경에서 토양 C 격리 및 안정화를 제어하는 요인을 이해하려는 노력이 이루어졌습니다 4,5.

토양 유기물(SOM)은 부분적으로 분해된 유리 식물 성분부터 토양 응집체에 함유된 미생물 변형 화합물(여기서는 별도의 단위 또는 품목의 조합에 의해 형성된 물질로 정의됨), 반응성 토양 광물과 강한 연관성을 가진 고도로 가공된 미생물 부산물에 이르기까지 다양한 화합물의 복잡한 혼합물입니다6 . SOM에서 개별 화합물의 전체 제품군을 식별하는 것이 비현실적인 경우, 조사관은 종종 물리적 현실로 존재하고 회전율, 일반적인 화학 성분 및 토양의 미네랄 성분에 따른 안정화 정도에 따라 달라지는 소수의 C의 기능적 풀을 식별하는 데 중점을 둡니다1, 7입니다. 풀(pool)을 비판적으로 해석하고 모델링하기 위해서는 분리된 풀(pool)의 수가 적어야 하고, 이론적인 것이 아니라 직접 측정할 수 있어야 하며, 구성과 반응성에서 분명한 차이를 보여야 한다8.

의미 있는 토양 C 웅덩이를 분리하기 위해 화학적 및 물리적 기술의 많은 다른 기술이 사용되었으며, 이는 von Lützow et al.9 및 Poeplau et al.10에 의해 잘 요약되어 있습니다. 화학적 추출 기술은 결정성이 낮거나 결정질인 Fe 및 Al11과 관련된 C와 같은 특정 풀을 분리하는 것을 목표로 합니다. 유기 용매는 지질12와 같은 특정 화합물을 추출하는 데 사용되어 왔으며 SOM의 가수 분해 또는 산화는 C13,14의 불안정한 풀의 척도로 사용되었습니다. 그러나 이러한 추출 방법 중 어느 것도 C의 모든 풀을 측정 가능하거나 모델링 가능한 분수로 분류하지 않습니다. 토양의 물리적 분획은 크기에 따라 모든 토양 C를 웅덩이로 분류하고 식물 파편의 분해로 인해 파편화되고 점점 더 작은 입자가 발생한다고 가정합니다. 크기만으로는 광물 관련 SOM15에서 유리 식물 파편을 분리할 수 없지만, 형성 및 회전율의 공통적인 공간적, 물리적, 생지화학적 차이로 인해 이 두 풀을 정량화하는 것은 토양 C 안정화를 이해하는 데 중요합니다16.

밀도에 기초한 토양 C의 분별은 점점 더 많이 사용되고 있으며, 다른 광물과의 연관성 정도에 따라 C의 다른 풀을 수행하고 식별하는 것이 쉽습니다17,18,19; 따라서 토양 밀도 분별은 다양한 토양 C 안정화 메커니즘을 설명하는 데 도움이 될 수 있습니다. 토양을 분별하기 위한 주요 요구 사항은 유기 및 광물 입자를 완전히 분산시키는 능력입니다. 일단 분산되면 상대적으로 미네랄이 없는 분해된 유기물은 ~1.85g/cm3보다 가벼운 용액에 떠 있는 반면, 광물은 일반적으로 2-4.5g/cm3 범위에 속하지만 산화철은 밀도가 최대 5.3g/cm3일 수 있습니다. 경질 또는 자유 미립자 분획은 회전 시간이 더 짧은 경향이 있으며(숯에 의한 심각한 오염이 없는 한) 재배 및 기타 교란에 매우 민감하게 반응하는 것으로 나타났습니다. 중질(>1.85g/cm3) 또는 미네랄 관련 분획은 유기 분자가 반응성 미네랄 표면과 결합할 때 얻어지는 미생물 매개 분해에 대한 저항성으로 인해 종종 더 긴 회전 시간을 갖습니다. 그러나, 무거운 분획은 포화될 수 있는 반면(즉, 광물 착물 용량에 대한 상한에 도달), 가벼운 분획은 이론적으로 거의 무한정 축적될 수 있다. 따라서 광물 관련 유기물 대 미립자 유기물 풀에서 유기물의 물리적 분포를 이해하면 효율적인 탄소 격리를 위해 어떤 생태계를 관리할 수 있는지, 그리고 다양한 시스템이 기후 변화와 인위적 교란의 변화하는 패턴에 어떻게 대응할 것인지를 설명하는 데 도움이 됩니다20.

지난 10 년 동안 다양한 밀도의 폴리 텅스텐 산 나트륨 용액을 사용한 밀도 분획의 사용이 크게 증가했지만 기술과 프로토콜이 크게 다르기 때문에 다른 연구와 다른 생태계의 결과를 비교하기가 어렵습니다. 1.85 g/cm3의 밀도가 광물 관련 유기물(MAOM)의 최소 포함으로 가장 많은 양의 자유광 분획을 회수하는 것으로 나타났지만17, 많은 연구에서 1.65-2.0 g/cm3 범위의 밀도를 사용했습니다. 대부분의 연구에서는 토양을 단 두 개의 웅덩이(경분획 및 중분획, 이하 LF 및 HF)로 분류했지만, 다른 연구에서는 여러 밀도를 사용하여 무거운 분획을 관련된 광물, 유기 코팅에 대한 광물의 상대적 비율 또는 응집 정도(예: Sollins et al.17, Sollins et al.18, Hatton et al.21, Lajtha et al.22, Yeasmin et al.23, Wagai et al.24, Volk et al.25). 또한, 크기와 밀도 분리를 결합하는 보다 복잡한 분획 절차가 제안되어 더 많은 수의 풀(예: Yonekura et al.26, Virto et al.27, Moni et al.15, Poeplau et al.10)뿐만 아니라 방법론 및 풀 크기와 관련하여 오류의 여지가 더 많습니다. 또한, 저자는 또한 미네랄 표면28,29,30에서 응집체와 MAOM을 분산시키기 위해 다양한 강도와 시간에 초음파 처리를 사용했습니다.

여기에서는 먼저 두 개의 고유한 토양 탄소 풀(LF 및 HF 또는 POM 및 MAOM)을 식별하는 강력한 밀도 분별 절차를 설명하고, HF 풀을 광물학, 유기 코팅 정도 또는 응집 정도에 따라 다른 추가 분획으로 추가로 분리하는 기술과 주장을 모두 제공합니다. 여기에서 확인된 분획은 화학적 조성, 회전율, 미생물 처리 정도 및 광물 안정화 정도 측면에서 다른 것으로 나타났습니다18,19.

다음 절차는 특정 밀도의 용액에 알려진 양의 토양을 혼합하여 벌크 토양을 미립자 유기물(POM)과 광물 관련 유기물(MAOM)로 분리합니다. 절차의 효능은 초기 토양 샘플 질량 및 C 함량에 대한 토양 질량과 탄소의 결합 회수에 의해 측정됩니다. 고밀도 용액은 폴리 텅스텐 산 나트륨 (SPT)을 탈 이온수에 용해시킴으로써 달성된다. 토양은 초기에 조밀 한 SPT 용액과 혼합되고 교반되어 토양 응집체를 완전히 혼합하고 분산시킵니다. 그런 다음 원심분리를 사용하여 용액에 부유(경분) 또는 가라앉는(중분획) 토양 물질을 분리합니다. 혼합, 분리, 회수 및 세척 단계는 재료에서 SPT를 제거하는 것과 함께 가벼운 분획과 무거운 분획의 분리를 보장하기 위해 여러 번 반복됩니다. 마지막으로, 토양 분획을 건조시키고, 칭량하고, C 함량에 대해 분석한다. 분획된 물질은 후속 절차 및 분석에 사용될 수 있습니다.

Protocol

1. 폴리 텅스텐 산 나트륨 (SPT)의 원액 만들기 주의: SPT는 자극성이며 삼키거나 흡입하면 해롭습니다. 수생 생물에 유독합니다. 환경으로의 방출을 피하십시오. 밀도가 1.85g/cm3인 SPT 용액 1L를 만들려면 결정화된 SPT 1,051g을 약 600mL의 탈이온수(DDI)에 녹입니다. SPT가 완전히 용해될 때까지 약 15분 동안 용액을 저어준 다음 DDI를 사용하여 용액 부피를 1L?…

Representative Results

토양 밀도 분별은 토양의 미립자 및 미네랄 관련 유기물 함량이 어떻게 다른지 조사하는 데 이상적입니다. SOC를 이 두 개의 별개의 풀로 분리하면 벌크 토양 C 함량의 추세를 관찰할 때 불분명할 수 있는 토양 C 함량 및 안정화 역학의 변화를 설명할 수 있는 방법이 제공됩니다. 중질 물질(밀도 >1.85g/cm3)의 추가 분리는 토양 C 안정화의 변화와 추세에 대한 추가 통찰력을 제공하지만 절차 및 …

Discussion

토양 밀도 분획 프로토콜 전반에 걸쳐 토양 분획의 분리 및 분석 오류를 줄이기 위해 면밀히 모니터링해야 하는 몇 가지 특정 절차가 있습니다. 토양 밀도 분별 절차에서 중요한 단계는 SPT 용액의 밀도를 반복적으로 확인하는 것입니다. 토양 샘플의 수분은 종종 SPT 용액을 희석하여 SPT의 밀도를 낮춥니다. 따라서 연구원은 원심분리 후 가벼운 용액과 무거운 용액이 완전히 분리되었는지 항상 확인…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작업을 위해 국립 과학 재단 보조금 DEB-1257032는 KL에, DEB-1440409는 HJ Andrews 장기 생태 연구 프로그램에 의해 지원되었습니다.

Materials

Aspirator/vacuum tubing 1/4 x 1/2" Kimble 10847-216
Conical polypropylene centrifuge tube, 250mL Thermo Scientific 376814
Conical rubber gasket for filtering flasks DWK Life Sciences 292020001
Double flat ended stainless steel spatula/scraper Fisher Scientific 14-373-25A
Glass fiber filter, grade GF/F, 110 mm Whatman WHA1825110
Glass mason jar, 16 oz Ball Corporation 500 ml beaker or glass weigh dish are also suitable 
Polypropylene conical bottle adapter, 250mL Beckman Coulter 369385
Porcelain buchner funnel, 90mm FisherBrand FB966F
Reciprocating shaker, 2-speed Eberbach E6000.00
Sidearm flask, 1000mL VWR 89000-386
Sodium Polytungstate, crystalline Sometu SPT-0 or SPT-1, see Discussion for SPT choice Shipping via FedEx from Germany
Swinging bucket centrifuge  Beckman Coulter 3362020

References

  1. Jackson, R. B., et al. The ecology of soil carbon: Pools, vulnerabilities, and biotic and abiotic controls. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 48, 419-445 (2017).
  2. Crowther, T. W., et al. Quantifying global soil carbon losses in response to warming. Nature. 540 (7631), 104-108 (2016).
  3. Deng, L., Zhu, G., Tang, Z., Shangguan, Z. Global patterns of the effects of land-use changes on soil carbon stocks. Global Ecology and Conservation. 5, 127-138 (2016).
  4. Griscom, B. W., et al. Natural climate solutions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (44), 11645-11650 (2017).
  5. Fargione, J. E., et al. Natural climate solutions for the United States. Science Advances. 4 (11), (2018).
  6. Kögel-Knabner, I., Rumpel, C. Advances in molecular approaches for understanding soil organic matter composition, origin, and turnover: A historical overview. Advances in Agronomy. 149, 1-48 (2018).
  7. Schmidt, M. W. I., et al. Persistence of soil organic matter as an ecosystem property. Nature. 478 (7367), 49-56 (2011).
  8. Billings, S. A., et al. Soil organic carbon is not just for soil scientists: Measurement recommendations for diverse practitioners. Ecological Applications. 31 (3), 02290 (2021).
  9. von Lützow, M., et al. SOM fractionation methods: Relevance to functional pools and to stabilization mechanisms. Soil Biology and Biochemistry. 39 (9), 2183-2207 (2007).
  10. Poeplau, C., et al. Isolating organic carbon fractions with varying turnover rates in temperate agricultural soils – A comprehensive method comparison. Soil Biology and Biochemistry. 125, 10-26 (2018).
  11. Heckman, K., Lawrence, C. R., Harden, J. W. A sequential selective dissolution method to quantify storage and stability of organic carbon associated with Al and Fe hydroxide phases. Geoderma. 312, 24-35 (2018).
  12. Frostegård, &. #. 1. 9. 7. ;., Tunlid, A., Bååth, E. Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. Journal of Microbiological Methods. 14 (3), 151-163 (1991).
  13. Plante, A. F., Conant, R. T., Paul, E. A., Paustian, K., Six, J. Acid hydrolysis of easily dispersed and microaggregate-derived silt- and clay-sized fractions to isolate resistant soil organic matter. European Journal of Soil Science. 57 (4), 456-467 (2006).
  14. Eusterhues, K., Rumpel, C., Kögel-Knabner, I. Stabilization of soil organic matter isolated via oxidative degradation. Organic Geochemistry. 36 (11), 1567-1575 (2005).
  15. Moni, C., Derrien, D., Hatton, P. -. J., Zeller, B., Kleber, M. Density fractions versus size separates: does physical fractionation isolate functional soil compartments. Biogeosciences. 9 (12), 5181-5197 (2012).
  16. Lavallee, J. M., Soong, J. L., Cotrufo, M. F. Conceptualizing soil organic matter into particulate and mineral-associated forms to address global change in the 21st century. Global Change Biology. 26 (1), 261-273 (2020).
  17. Sollins, P., et al. Organic C and N stabilization in a forest soil: Evidence from sequential density fractionation. Soil Biology and Biochemistry. 38 (11), 3313-3324 (2006).
  18. Sollins, P., et al. Sequential density fractionation across soils of contrasting mineralogy: evidence for both microbial- and mineral-controlled soil organic matter stabilization. Biogeochemistry. 96 (1-3), 209-231 (2009).
  19. Crow, S. E., Swanston, C. W., Lajtha, K., Brooks, J. R., Keirstead, H. Density fractionation of forest soils: methodological questions and interpretation of incubation results and turnover time in an ecosystem context. Biogeochemistry. 85 (1), 69-90 (2007).
  20. Cotrufo, M. F., Ranalli, M. G., Haddix, M. L., Six, J., Lugato, E. Soil carbon storage informed by particulate and mineral-associated organic matter. Nature Geoscience. 12 (12), 989-994 (2019).
  21. Hatton, P. -. J., et al. Transfer of litter-derived N to soil mineral-organic associations: Evidence from decadal 15N tracer experiments. Organic Geochemistry. 42 (12), 1489-1501 (2012).
  22. Lajtha, K., et al. Changes to particulate versus mineral-associated soil carbon after 50 years of litter manipulation in forest and prairie experimental ecosystems. Biogeochemistry. 119 (1-3), 341-360 (2014).
  23. Yeasmin, S., Singh, B., Johnston, C. T., Sparks, D. L. Organic carbon characteristics in density fractions of soils with contrasting mineralogies. Geochimica et Cosmochimica Acta. 218, 215-236 (2017).
  24. Wagai, R., Kajiura, M., Asano, M., Hiradate, S. Nature of soil organo-mineral assemblage examined by sequential density fractionation with and without sonication: Is allophanic soil different. Geoderma. 241-242, 295-305 (2015).
  25. Volk, M., Bassin, S., Lehmann, M. F., Johnson, M. G., Andersen, C. P. 13C isotopic signature and C concentration of soil density fractions illustrate reduced C allocation to subalpine grassland soil under high atmospheric N deposition. Soil Biology and Biochemistry. 125, 178-184 (2018).
  26. Yonekura, Y., et al. Soil organic matter dynamics in density and particle-size fractions following destruction of tropical rainforest and the subsequent establishment of Imperata grassland in Indonesian Borneo using stable carbon isotopes. Plant and Soil. 372 (1-2), 683-699 (2013).
  27. Virto, I., Moni, C., Swanston, C., Chenu, C. Turnover of intra- and extra-aggregate organic matter at the silt-size scale. Geoderma. 156 (1-2), 1-10 (2010).
  28. Poeplau, C., et al. Reproducibility of a soil organic carbon fractionation method to derive RothC carbon pools. European Journal of Soil Science. 64 (6), 735-746 (2013).
  29. Cerli, C., Celi, L., Kalbitz, K., Guggenberger, G., Kaiser, K. Separation of light and heavy organic matter fractions in soil – Testing for proper density cut-off and dispersion level. Geoderma. 170, 403-416 (2012).
  30. Kaiser, K., Guggenberger, G. Distribution of hydrous aluminium and iron over density fractions depends on organic matter load and ultrasonic dispersion. Geoderma. 140 (1-2), 140-146 (2007).
  31. Helbling, E., Pierson, D., Lajtha, K. Sources of soil carbon loss during soil density fractionation: Laboratory loss or seasonally variable soluble pools. Geoderma. 382, 114776 (2021).
  32. Nelson, D. W., Sommers, L. E., Sparks, D. L., Page, A. L., Helmke, P. A., Loeppert, R. H. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of Soil Analysis: Part 3 Chemical Methods. , 539-579 (2015).
  33. Pierson, D., et al. Mineral stabilization of soil carbon is suppressed by live roots, outweighing influences from litter quality or quantity. Biogeochemistry. 154 (3), 433-449 (2021).
  34. Kramer, M. G., Lajtha, K., Thomas, G., Sollins, P. Contamination effects on soil density fractions from high N or C content sodium polytungstate. Biogeochemistry. 92 (1-2), 177-181 (2009).
  35. Throop, H. L., Lajtha, K., Kramer, M. Density fractionation and 13C reveal changes in soil carbon following woody encroachment in a desert ecosystem. Biogeochemistry. 112 (1-3), 409-422 (2013).
  36. Amelung, W., Zech, W. Minimisation of organic matter disruption during particle-size fractionation of grassland epipedons. Geoderma. 92 (1-2), 73-85 (1999).
  37. Kaiser, M., Asefaw Berhe, A. How does sonication affect the mineral and organic constituents of soil aggregates?-A review. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 177 (4), 479-495 (2014).
check_url/64759?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Pierson, D., Lajtha, K., Peter-Contesse, H., Mayedo, A. Utilizing Soil Density Fractionation to Separate Distinct Soil Carbon Pools. J. Vis. Exp. (190), e64759, doi:10.3791/64759 (2022).

View Video