تقطير عديد السكاريد الدهني داخل القصبة الهوائية غير الباضع في الفئران
Summary
هنا ، نقترح بروتوكولا لتوصيل عديد السكاريد الدهني داخل القصبة الهوائية (LPS) عن طريق التنبيب الرغامي الفموي البلعومي غير الباضع. تقلل هذه الطريقة من صدمة الإجراء الجراحي للحيوان وتوصل بدقة LPS إلى القصبة الهوائية ثم إلى الرئتين.
Abstract
لا يزال نموذج فأر إصابة الرئة الحادة (ALI) الناجم عن عديد السكاريد الدهني (LPS) أو الذيفان الداخلي من بين النماذج الأكثر استخداما في الدراسات التي أجريت على الحيوانات لإصابة الرئة الحادة أو الالتهاب الحاد. الطرق الحالية الأكثر استخداما في نماذج الفئران المصابة بإصابات الرئة الحادة هي الحقن داخل الصفاق من LPS وفغر القصبة الهوائية لتسريب القصبة الهوائية من LPS. ومع ذلك ، فإن الطريقة الأولى تفتقر إلى استهداف الرئة وتلف الأعضاء الأخرى ، والطريقة الأخيرة تحفز الصدمة الجراحية ، وخطر العدوى ، وانخفاض معدل البقاء على قيد الحياة. هنا ، نوصي بطريقة التنبيب الرغامي الفموي البلعومي غير الغازية لتقطير LPS في الفئران. في هذه الطريقة ، يتم إدخال LPS بشكل غير جراحي في القصبة الهوائية من خلال تجويف البلعوم الفموي ليتم غرسه في الرئة بمساعدة جهاز للتنبيب الرغامي. لا تضمن هذه الطريقة استهداف الرئة فحسب ، بل تتجنب أيضا الضرر وخطر الموت في الحيوانات. نتوقع أن يصبح هذا النهج مستخدما على نطاق واسع في مجال إصابة الرئة الحادة.
Introduction
إصابة الرئة الحادة (ALI) هي متلازمة سريرية شائعة. في ظل مجموعة متنوعة من العوامل المسببة للأمراض ، يؤدي تعطيل الحاجز الفسيولوجي للخلايا الظهارية الرئوية والخلايا البطانية الوعائية إلى زيادة نفاذية السنخية ، مما يؤدي إلى انخفاض امتثال الرئة ، وذمة رئوية ، ونقص الأكسجة الشديد1. متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS) هي أشد أشكال ALI. يعتبر الالتهاب غير المنضبط وتلف الإجهاد التأكسدي من الأسباب الرئيسية ل ALI ومتلازمة الضائقة التنفسية الحادة2 الأكثر حدة. عندما تصاب الخلايا الظهارية السنخية مباشرة بسبب الصدمة ، يتم تنشيط سلسلة الاستجابة الالتهابية للبلاعم السنخية ، مما يؤدي إلى التهاب في الرئة3. على الصعيد العالمي ، هناك أكثر من 3 ملايين مريض يعانون من متلازمة الضائقة التنفسية الحادة سنويا ، وهم يمثلون حوالي 10٪ من حالات دخول وحدة العناية المركزة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن معدل الوفيات في الحالات الشديدة يصل إلى 46٪ 4,5,6. لذلك ، هناك حاجة لإنشاء نموذج حيواني مناسب ل ALI لدراسة التسبب فيه. الفأر هو التجارب الأكثر استخداما في دراسة ALI لأن الجهاز التنفسي يمكن أن يحاكي الجهاز التنفسي البشري جيدا لدراسات ALI. علاوة على ذلك ، يظهر ALI على شكل تسلل هائل للخلايا الالتهابية ، وزيادة نفاذية الأوعية الدموية الرئوية ، والوذمة الرئوية. تعكس التغيرات في السيتوكينات الالتهابية في المصل ونسبة الوزن الجاف الرطب للرئة درجة ALI7.
في الوقت الحاضر ، تشمل الطرق الرئيسية لنمذجة ALI الناجم عن LPS في الفئران التنبيب الرغامي داخل الأنف والجراحة 8,9. هنا ، نقترح طريقة جديدة لتوصيل LPS إلى القصبة الهوائية عن طريق التنبيب الفموي البلعومي غير الباضع. تستخدم هذه الطريقة منبيبا مضيئا للعثور على القصبة الهوائية للفأر ثم توصيل LPS إلى القصبة الهوائية والرئة. هذه الطريقة يسلم LPS إلى الرئتين بشكل أكثر دقة من طريقة التسليم عن طريق الأنف. بالمقارنة مع التنبيب الرغامي الجراحي ، لا تتطلب هذه الطريقة جراحة ، وتتجنب التسبب في الجروح ، وتقلل الألم في الفئران10. لذلك ، يمكن استخدام هذه الطريقة لإنشاء نموذج ماوس أكثر إقناعا ل ALI.
Protocol
Representative Results
Discussion
في البداية ، نظرنا داخل تجويف الفم للعثور على موقع القصبة الهوائية19. ومع ذلك ، خلال هذه العملية ، اكتشفنا أن القصبة الهوائية للفئران C57 / BL ضيقة ، مما يجعل من الصعب العثور على الموقع الصحيح بهذه الطريقة دون مساعدة من معدات مثل المنظار الداخلي20. عند إجراء مزيد من الا…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم: 81903902) ، ومؤسسة علوم ما بعد الدكتوراه الصينية (رقم: 2019M663457) ، وبرنامج سيتشوان للعلوم والتكنولوجيا (رقم: 2020YJ0172) ، ومشروع Xinglin Scholar Research Premotion التابع لجامعة تشنغدو في الطب الصيني التقليدي (رقم: QJRC2022053).
Materials
| Lipopolysaccharide | MERK | L4130 | LPS |
| Microliter Syringes | SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD | 10028505008124 | To deliver LPS |
| Mouse cannula | RWD Life Science | 803-03008-00 | Mouse cannula |
| Mouse intubation kit | RWD Life Science | 903-03027-00 | Including a base, a riser, a intubator, a surgical forceps and some strings |
| Pasteur pipette | Biosharp life science | BS-XG-03 | To verify the success of intubation |
| Pentobarbital sodium | Beijing Chemical Co., China | 20220918 | To anesthetize mice |
References
- Xia, Y., et al. Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice. Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).
- Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. Acute lung injury: A clinical and molecular review. Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).
- Ware, L. B., Matthay, M. A. The acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).
- Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment. JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).
- Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. S. Acute respiratory distress syndrome. Lancet. 398 (10300), 622-637 (2021).
- An, N., Yang, T., Zhang, X. X., Xu, M. X. Bergamottin alleviates LPS-induced acute lung injury by inducing SIRT1 and suppressing NF-κB. Innate Immunity. 27 (7-8), 543-552 (2021).
- Liu, L., et al. Comparative study of trans-oral and trans-tracheal intratracheal instillations in a murine model of acute lung injury. The Anatomical Record. 295 (9), 1513-1519 (2012).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. (52), e2581 (2011).
- Li, J., et al. Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway. Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96 (2021).
- Zhou, Y., et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice. Shock. 47 (5), 638-645 (2017).
- Nosaka, N., et al. Optimal tube length of orotracheal intubation for mice. Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).
- Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59999 (2019).
- Yang, H., et al. STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway. Cell Death & Disease. 13 (6), 530 (2022).
- Aramaki, O., et al. Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody. Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).
- Lan, W. Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI). Peking Union Medical College. , (2010).
- Lv, H., et al. Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-κB and MAPK signalling pathways. Respiratory Physiology & Neurobiology. 216, 43-51 (2015).
- Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-κB pathways. Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62 (2019).
- Im, G. H., et al. Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies. Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).
- Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844 (2020).
- Zhang, S., et al. Microvesicles packaging IL-1β and TNF-α enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling. International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).
- Feng, Z. Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice. Jilin University. , (2010).
- Chen, J. H., et al. Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide. Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).
- Luckow, B., Lehmann, M. H. A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy. BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
