قياس الفلور الوظيفي الموجه للموقع في الخلايا الأصلية لدراسة استثارة العضلات الهيكلية
Summary
القياس الفلوري الوظيفي الموجه للموقع هو طريقة لدراسة حركات مجال البروتين في الوقت الفعلي. يسمح تعديل هذه التقنية لتطبيقها في الخلايا الأصلية الآن باكتشاف وتتبع حركات مستشعر الجهد الفردي من قنوات Ca2+ ذات الجهد الكهربائي في ألياف العضلات الهيكلية المعزولة بالفئران.
Abstract
كان القياس الفلوري الوظيفي الموجه للموقع هو التقنية المفضلة للتحقيق في العلاقة بين البنية والوظيفة للعديد من البروتينات الغشائية ، بما في ذلك القنوات الأيونية ذات الجهد الكهربائي. تم استخدام هذا النهج في المقام الأول في أنظمة التعبير غير المتجانسة لقياس التيارات الغشائية في وقت واحد ، والمظاهر الكهربائية لنشاط القنوات ، وقياسات التألق ، والإبلاغ عن إعادة ترتيب المجال المحلي. يجمع القياس الفلوري الوظيفي الموجه للموقع بين الفيزيولوجيا الكهربية والبيولوجيا الجزيئية والكيمياء والتألق في تقنية واحدة واسعة النطاق تسمح بدراسة عمليات إعادة الترتيب الهيكلية في الوقت الفعلي والوظيفة من خلال التألق والفيزيولوجيا الكهربية ، على التوالي. عادة ، يتطلب هذا النهج قناة غشاء مهندسة ذات بوابات الجهد تحتوي على سيستين يمكن اختباره بواسطة صبغة فلورية تفاعلية مع الثيول. حتى وقت قريب ، تم تنفيذ الكيمياء التفاعلية للثيول المستخدمة في وضع العلامات الفلورية الموجهة للموقع للبروتينات حصريا في بويضات Xenopus وخطوط الخلايا ، مما يحد من نطاق النهج إلى الخلايا الأولية غير القابلة للاستثارة. يصف هذا التقرير إمكانية تطبيق القياس الفلوري الوظيفي الموجه للموقع في خلايا العضلات الهيكلية البالغة لدراسة الخطوات المبكرة لاقتران الإثارة والانكماش ، وهي العملية التي يرتبط بها إزالة الاستقطاب الكهربائي للألياف العضلية بتنشيط تقلص العضلات. يصف هذا البروتوكول منهجيات تصميم ونقل قنوات Ca2 + المهندسة بالجهد (CaV1.1) إلى ألياف العضلات في المثنية الرقمية للفئران البالغة باستخدام التثقيب الكهربائي في الجسم الحي والخطوات اللاحقة المطلوبة لقياسات الفلور الوظيفية الموجهة للموقع. يمكن تكييف هذا النهج لدراسة القنوات الأيونية والبروتينات الأخرى. إن استخدام القياس الفلوري الوظيفي الموجه للموقع لعضلات الثدييات له أهمية خاصة لدراسة الآليات الأساسية للإثارة.
Introduction
تعد القدرة على تتبع عمليات إعادة ترتيب مطابقة القناة الأيونية استجابة لمحفز كهربائي معروف في خلية حية مصدرا للمعلومات القيمة لعلم وظائف الأعضاء الجزيئي1. القنوات الأيونية ذات بوابات الجهد هي بروتينات غشائية تستشعر التغيرات في الجهد عبر الغشاء ، وتتأثر وظيفتها أيضا بتغيرات الجهد2. سمح تطوير تقنيات مشبك الجهد في القرن الماضي لعلماء الفسيولوجيا بدراسة التيارات الأيونية التي تحملها القنوات الأيونية ذات بوابات الجهد في الوقت الفعلي استجابة لإزالة استقطاب الغشاء3. كان استخدام تقنية مشبك الجهد أمرا حاسما في فهم الخصائص الكهربائية للخلايا القابلة للإثارة مثل الخلايا العصبية والعضلات. في سبعينيات القرن العشرين ، سمح صقل مشبك الجهد للكشف عن تيارات البوابات (أو حركة الشحن) في قنوات الكالسيوم ذات الجهد الكهربائي (Ca V) والصوديوم (NaV) 4,5. تيارات البوابة هي تيارات سعوية غير خطية تنشأ من حركة مستشعرات الجهد استجابة للتغيرات في المجال الكهربائي عبر غشاء الخلية6. تعتبر تيارات البوابة مظهرا كهربائيا لإعادة الترتيب الجزيئي الذي يسبق أو يصاحب فتح القناة الأيونية7. في حين أن هذه القياسات الحالية توفر معلومات قيمة فيما يتعلق بوظيفة القناة ، فإن كل من التيارات الأيونية وتيارات البوابة هي قراءات غير مباشرة لإعادة ترتيب المطابقة بين الجزيئات وداخلها للقنوات ذات الجهدالكهربائي 7.
تم تطوير القياس الفلوري الوظيفي الموجه للموقع (FSDF ؛ يشار إليه أيضا باسم قياس فلورومترية مشبك الجهد ، VCF) في أوائل تسعينيات القرن العشرين8 ، ولأول مرة ، قدم القدرة على عرض التغييرات التوافقية المحلية مباشرة ووظيفة بروتين القناة في الوقت الحقيقي. باستخدام مزيج من طفرات القناة ، والفيزيولوجيا الكهربية ، وأنظمة التعبير غير المتجانسة ، من الممكن وضع علامة على الأجزاء المتحركة لقنوات أو مستقبلات معينة وتتبعها استجابة لمحفز التنشيط 9,10. تم استخدام هذا النهج على نطاق واسع لدراسة آليات استشعار الجهد في القنوات الأيونية ذات بوابات الجهد8،10،11،12،13،14،15،16،17،18،19. للاطلاع على مراجعات موثوقة، راجع10،20،21،22،23.
تتكون قنوات Ca V و NaV ، الحاسمة لبدء الإشارات الكهربائية وانتشارها ، من وحدة فرعية رئيسية α1 ، والتي تمتلك مسام مركزية وأربعة مجالات استشعار جهد غير متطابقة2. بالإضافة إلى هيكلها الأساسي المميز ، يتم التعبير عن قنوات Ca V و NaV كمعقدات متعددة الوحدات الفرعية مع وحدات فرعية مساعدة24. تتكون قنوات البوتاسيوم المعتمدة على الجهد (K V) من أربع وحدات فرعية تشبه مجالا واحدا من Na V أو CaV 25. يتم تشكيل الوحدة الفرعية α1 المكونة للمسام واستشعار الجهد لقنوات Ca V و NaV بواسطة تشفير ببتيد واحد لأربعة مجالات فردية من ستة قطاعات غشائية فريدة (S1-S6; الشكل 1 أ) 24,26. تشكل المنطقة المكونة من شرائح الغشاء S1 إلى S4 مجال استشعار الجهد (VSD) وتشكل الأجزاء عبر الغشاء S5 و S6 مجال المسام26. في كل VSD ، يحتوي S4 α-helix على أرجينين أو ليسين موجب الشحنة (الشكل 1A ، B) يتحرك استجابة لإزالة استقطاب الغشاء7. تدعم عدة عقود من البحث ونتائج الأساليب التجريبية المتنوعة للغاية الفرضية القائلة بأن شرائح S4 تتحرك إلى الخارج ، وتولد تيارات بوابات ، استجابة لإزالة استقطاب الغشاء6.
يقيس FSDF التغيرات الفلورية لصبغة تفاعلية ثيول مترافقة مع بقايا سيستين محددة (أي S4 α-helix) على قناة أيونية أو بروتين آخر ، تم هندسته عبر الطفرات الموجهة للموقع ، حيث تعمل القناة استجابة لإزالة استقطاب الغشاء أو المحفزاتالأخرى 10. في الواقع ، تم تطوير FSDF في الأصل للتحقيق فيما إذا كان الجزء S4 في قنوات KV ، المقترح أن يكون مستشعر الجهد الرئيسي للقناة ، يتحرك عندما تتحرك شحنات البوابة استجابة للتغيرات في إمكانات الغشاء 8,10. في حالة القنوات الأيونية ذات بوابات الجهد ، يمكن ل FSDF حل عمليات إعادة الترتيب التوافقي المستقلة ل VSDs الأربعة (تتبع VSD واحد في أي وقت) ، بالتزامن مع قياسات وظيفة القناة. في الواقع ، باستخدام هذا النهج ، تبين أن VSDs الفردية يبدو أنها تشارك بشكل مختلف في جوانب محددة من تنشيط القناة وتعطيلها12،27،28،29،30. إن تحديد مساهمة كل VSD في وظيفة القنوات له أهمية كبيرة ويمكن استخدامه لزيادة توضيح تشغيل القناة وربما تحديد أهداف جديدة لتطوير الأدوية.
كان استخدام FSDF في أنظمة التعبير غير المتجانسة مفيدا للغاية في تعزيز فهمنا لوظيفة القناة من منظور اختزالي10،23. ومثل العديد من النهج الاختزالية، فإنه يقدم مزايا ولكن له أيضا قيود. على سبيل المثال ، أحد القيود الرئيسية هو إعادة التكوين الجزئي لبيئة نانو القناة في النظام غير المتجانس. في كثير من الأحيان ، تتفاعل القنوات الأيونية مع العديد من الوحدات الفرعية الملحقة والعديد من البروتينات الأخرى التي تعدل وظيفتها31. من حيث المبدأ ، يمكن التعبير عن القنوات المختلفة ووحداتها الفرعية الملحقة في أنظمة غير متجانسة باستخدام تركيبات ترميز البروتين المتعددة أو البلازميدات متعددة السيسترونيك ، ولكن لا يمكن إعادة تشكيل بيئتها الأصلية بالكامل30,32.
نشرت مجموعتنا مؤخرا نوعا مختلفا من FSDF في ألياف العضلات الهيكلية المنفصلة الأصلية لدراسة الخطوات المبكرة لاقتران الإثارة والانكماش (ECC) 33,34 ، وهي العملية التي يرتبط بها إزالة الاستقطاب الكهربائي للألياف العضلية بتنشيط تقلص العضلات 35,36. لأول مرة ، سمح هذا النهج بتتبع حركة مستشعرات الجهد S4 الفردية من قناة L-type Ca2+ ذات الجهد الكهربائي (CaV1.1 ، والمعروفة أيضا باسم DHPR) في البيئة الأصلية لألياف العضلات المتمايزةللبالغين 37. تم تحقيق ذلك من خلال النظر في الخصائص المتعددة لهذا النوع من الخلايا ، بما في ذلك النشاط الكهربائي للخلية مما يسمح بإزالة الاستقطاب ذاتية الانتشار التي يسببها التحفيز السريع ، والقدرة على التعبير عن بلازميد cDNA من خلال التثقيب الكهربائي في الجسم الحي ، والتعبير الطبيعي العالي والتنظيم المجزأ للقنوات داخل الخلية ، وتوافقه مع التصوير عالي السرعة وأجهزة التسجيل الكهربية. في السابق ، استخدمنا مجهرا متحد البؤر لمسح الخط عالي السرعة كجهاز كشف37. الآن ، يتم تقديم تباين في التقنية باستخدام الصمام الثنائي الضوئي لاكتساب الإشارة. يمكن لنظام الكشف القائم على الصمام الثنائي الضوئي هذا أن يسهل تنفيذ هذه التقنية في مختبرات أخرى.
هنا ، يتم وصف بروتوكول خطوة بخطوة لاستخدام FSDF في الخلايا الأصلية لدراسة حركة مستشعر الجهد الفردي من CaV1.1. بينما تم استخدام قناة CaV1.1 كمثال في جميع أنحاء هذه المخطوطة ، يمكن تطبيق هذه التقنية على المجالات التي يمكن الوصول إليها خارج الخلية للقنوات الأيونية الأخرى أو المستقبلات أو البروتينات السطحية.
Protocol
Representative Results
Discussion
هنا ، يتم وصف بروتوكول خطوة بخطوة لإجراء FSDF في ألياف العضلات لدراسة حركات مستشعر الجهد الفردي من قناة CaV1.1. على الرغم من أن عدد الخطوات وتنوع الأساليب التي يتم دمجها في هذه التقنية قد يبدو معقدا ، إلا أن معظم هذه التقنيات غالبا ما تستخدم بشكل روتيني في مختبرات الفيزياء الحيوية / علماء ?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نشكر الدكتور ج. فيرغارا (جامعة كاليفورنيا ، لوس أنجلوس) على مشاركة البلازميد من النوع البري EGFP-CaV1.1 (أرنب). نشكر قسم ييل لمختبر إلكترونيات علم وظائف الأعضاء وخاصة هنريك أبيلدجارد لتصميم وبناء الصمام الثنائي الضوئي مع دائرة المسار والتعليق. تم دعم هذا العمل من خلال منح المعاهد الوطنية للصحة R01-AR075726 و R01-NS103777
Materials
| Hyaluronidase | SIGMA ALDRICH | H3884-50mg | |
| 0.5 mL Eppendorf tube | Millipore Sigma | EP022363719-500EA | |
| 1 mL syringe | Millipore Sigma | Z683531-100EA | tuberculine slip tip |
| 1/2” long 29-gauge sterile insulin needle and syringe | Becton Dikinson | 324702 | |
| 35 mm non coated plastic plate | Falcon, Corning | 353001 | |
| 60 mm non coated plastic plate | Falcon, Corning | 351007 | |
| Alcoholic whip | PDI | B60307 | |
| Alexa-533 cube LP | Chroma | 49907 | Ex: 530/30x; BS: 532; Em: 550lp |
| Arc lamp | Sutter Instrumets | LB-LS 672 | |
| Artificial tears cream | Akorn | NDC 59399-162-35 | |
| Borosilicate glass Pasteur pipet 5 3/4" | VWR | 14672-200 | |
| BTS (N-benzyl-p-toluene sulphonamide) | SIGMA ALDRICH | 203895 | |
| collagenase type I | SIGMA ALDRICH | C0130-1g | |
| Cotton tip | VWR | VWR-76048-960-BG | |
| Double electrode array (for electroporation) | BTX harvard apparatus | 45-0120 | 10mm 2 needle array tips |
| EGFP cube | Chroma | 39002AT | Ex: 480/30x; BS 505; Em: 535/40m |
| Electroporation apparatus device | BTX harvard apparatus | ECM 830 | |
| EPC10 | HEKA Elektronik GmbH (Harvard Bioscience) | 895000 | |
| FBS | Biotechne, R&D Systems | RND-S11150H | Fetal Bovine Serum – Premium, Heat Inactivated |
| glass coverslip 35 mm dish | MatTek Life Science | P35G-1.5-14-C | |
| Isoflurane | Fluriso (Isoflurane) Liquid for Inhalation | 502017-250ml | |
| Isothermal heating pad | Braintree scientific inc | 39DP | |
| Laminin | Thermo Fisher | INV-23017015 | Laminin Mouse Protein, Natural |
| Latex bulb | VWR | 82024-554 | |
| LED 530 nm | Sutter Instrumets | 5A-530 | |
| Low binding protein 0.2 μm sterile filter | Pall | FG4579 | acrodisk syringe filter 0.2um supor membrane low protein binding non pyrogenic |
| MEM | Invitrogen | INV-11380037 | |
| MTS-5-TAMRA | Biotium | 89410-784 | MTS-5-TAMRA |
| OriginPro Analysis Software | OriginLab Corporation | OriginPro 2022 (64-bit) SR1 | |
| Photodiode | Custom Made | NA | |
| PlanApo 60x oil 1.4 N.A/∞/0.17 | Olympus | BFPC2 | |
| Platinum wire 0.5 mm, 99.9 % metals basis | SIGMA | 267228-1G | To manufacyte field stimulation electrode |
| Pulse Generator | WPI | Pulsemaster A300 | |
| Shutter drive controller | Uniblitz | 100-2B | |
| Shuttter | Uniblitz | VS2582T0-100 | |
| S-MEM | Invitrogen | INV-11380037 | |
| Sterile bench pad | VWR | DSI-B1623 | |
| Sterile saline | SIGMA ALDRICH | S8776 | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer kit | Dow Corning | 1419447-1198 | |
| Vaporizer for Anesthesia | Parkland Scientific | V3000PK | |
| Voltage generator | Custom Made | NA |
References
- Catterall, W. A., Wisedchaisri, G., Zheng, N. The chemical basis for electrical signaling. Nature Chemical Biology. 13 (5), 455-463 (2017).
- Armstrong, C. M., Hille, B. Voltage-gated ion channels and electrical excitability. Neuron. 20 (3), 371-380 (1998).
- Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. The Journal of Physiology. 117 (4), 500-544 (1952).
- Armstrong, C. M., Bezanilla, F. Currents related to movement of the gating particles of the sodium channels. Nature. 242 (5398), 459-461 (1973).
- Schneider, M. F., Chandler, W. K. Voltage dependent charge movement of skeletal muscle: a possible step in excitation-contraction coupling. Nature. 242 (5395), 244-246 (1973).
- Bezanilla, F. Gating currents. The Journal of General Physiology. 150 (7), 911-932 (2018).
- Bezanilla, F. The voltage sensor in voltage-dependent ion channels. Physiological Reviews. 80 (2), 555-592 (2000).
- Mannuzzu, L. M., Moronne, M. M., Isacoff, E. Y. Direct physical measure of conformational rearrangement underlying potassium channel gating. Science. 271 (5246), 213-216 (1996).
- Akabas, M. H. Cysteine modification: probing channel structure, function and conformational change. Advances in Experimental Medicine and Biology. 869, 25-54 (2015).
- Priest, M., Bezanilla, F. Functional site-directed fluorometry. Advances in Experimental Medicine and Biology. 869, 55-76 (2015).
- Cha, A., Bezanilla, F. Characterizing voltage-dependent conformational changes in the Shaker K+ channel with fluorescence. Neuron. 19 (5), 1127-1140 (1997).
- Pantazis, A., Savalli, N., Sigg, D., Neely, A., Olcese, R. Functional heterogeneity of the four voltage sensors of a human L-type calcium channel. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (51), 18381-18386 (2014).
- Savalli, N., Kondratiev, A., Toro, L., Olcese, R. Voltage-dependent conformational changes in human Ca(2+)- and voltage-activated K(+) channel, revealed by voltage-clamp fluorometry. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (33), 12619-12624 (2006).
- Zheng, J., Zagotta, W. N. Gating rearrangements in cyclic nucleotide-gated channels revealed by patch-clamp fluorometry. Neuron. 28 (2), 369-374 (2000).
- Bannister, J. P. A., Chanda, B., Bezanilla, F., Papazian, D. M. Optical detection of rate-determining ion-modulated conformational changes of the ether-à-go-go K+ channel voltage sensor. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (51), 18718-18723 (2005).
- Bruening-Wright, A., Elinder, F., Larsson, H. P. Kinetic relationship between the voltage sensor and the activation gate in spHCN channels. The Journal of General Physiology. 130 (1), 71-81 (2007).
- Osteen, J. D., et al. KCNE1 alters the voltage sensor movements necessary to open the KCNQ1 channel gate. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (52), 22710-22715 (2010).
- Smith, P. L., Yellen, G. Fast and slow voltage sensor movements in HERG potassium channels. The Journal of General Physiology. 119 (3), 275-293 (2002).
- Gonzalez, C., Koch, H. P., Drum, B. M., Larsson, H. P. Strong cooperativity between subunits in voltage-gated proton channels. Nature Structural & Molecular Biology. 17 (1), 51-56 (2010).
- Gandhi, C. S., Olcese, R. The voltage-clamp fluorometry technique. Methods in Molecular Biology. 491, 213-231 (2008).
- Horne, A. J., Fedida, D. Use of voltage clamp fluorimetry in understanding potassium channel gating: a review of Shaker fluorescence data. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 87 (6), 411-418 (2009).
- Zhu, W., Varga, Z., Silva, J. R. Molecular motions that shape the cardiac action potential: Insights from voltage clamp fluorometry. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 120 (1-3), 3-17 (2016).
- Cowgill, J., Chanda, B. The contribution of voltage clamp fluorometry to the understanding of channel and transporter mechanisms. The Journal of General Physiology. 151 (10), 1163-1172 (2019).
- Catterall, W. A., Lenaeus, M. J., Gamal El-Din, T. M. Structure and pharmacology of voltage-gated sodium and calcium channels. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 60, 133-154 (2020).
- MacKinnon, R. Determination of the subunit stoichiometry of a voltage-activated potassium channel. Nature. 350 (6315), 232-235 (1991).
- Wu, J., et al. Structure of the voltage-gated calcium channel Ca(v)1.1 at 3.6 Å resolution. Nature. 537 (7619), 191-196 (2016).
- Capes, D. L., Goldschen-Ohm, M. P., Arcisio-Miranda, M., Bezanilla, F., Chanda, B. Domain IV voltage-sensor movement is both sufficient and rate limiting for fast inactivation in sodium channels. The Journal of General Physiology. 142 (2), 101-112 (2013).
- Cha, A., Ruben, P. C., George, A. L., Fujimoto, E., Bezanilla, F. Voltage sensors in domains III and IV, but not I and II, are immobilized by Na+ channel fast inactivation. Neuron. 22 (1), 73-87 (1999).
- Muroi, Y., Arcisio-Miranda, M., Chowdhury, S., Chanda, B. Molecular determinants of coupling between the domain III voltage sensor and pore of a sodium channel. Nature Structural & Molecular Biology. 17 (2), 230-237 (2010).
- Savalli, N., et al. The distinct role of the four voltage sensors of the skeletal CaV1.1 channel in voltage-dependent activation. The Journal of General Physiology. 153 (11), e202112915 (2021).
- Muller, C. S., et al. Quantitative proteomics of the Cav2 channel nano-environments in the mammalian brain. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (34), 14950-14957 (2010).
- Perni, S., Lavorato, M., Beam, K. G. De novo reconstitution reveals the proteins required for skeletal muscle voltage-induced Ca2+ release. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (52), 13822-13827 (2017).
- Beam, K. G., Horowicz, P. . Excitation-Contraction Coupling in Skeletal Muscle. , (2004).
- Schneider, M. F., Hernandez-Ochoa, E. O. . Muscle: Fundamental Biology and Mechanisms of Disease. , 811-822 (2012).
- Rios, E., Pizarro, G. Voltage sensor of excitation-contraction coupling in skeletal muscle. Physiological Reviews. 71 (3), 849-908 (1991).
- Hernandez-Ochoa, E. O., Schneider, M. F. Voltage sensing mechanism in skeletal muscle excitation-contraction coupling: coming of age or midlife crisis. Skeletal Muscle. 8 (1), 22 (2018).
- Banks, Q., et al. Voltage sensor movements of CaV1.1 during an action potential in skeletal muscle fibers. Proceedings of the National Academy of Sciences. 118 (40), e2026116118 (2021).
- DiFranco, M., Quinonez, M., Capote, J., Vergara, J. DNA transfection of mammalian skeletal muscles using in vivo electroporation. Journal of Visualized Experiments. (32), e1520 (2009).
- Blunck, R., Starace, D. M., Correa, A. M., Bezanilla, F. Detecting rearrangements of shaker and NaChBac in real-time with fluorescence spectroscopy in patch-clamped mammalian cells. Biophysical Journal. 86 (6), 3966-3980 (2004).
- Liu, Y., Carroll, S. L., Klein, M. G., Schneider, M. F. Calcium transients and calcium homeostasis in adult mouse fast-twitch skeletal muscle fibers in culture. The American Journal of Physiology. 272 (6), C1919-C1927 (1997).
- Hernandez-Ochoa, E. O., Vanegas, C., Iyer, S. R., Lovering, R. M., Schneider, M. F. Alternating bipolar field stimulation identifies muscle fibers with defective excitability but maintained local Ca(2+) signals and contraction. Skeletal Muscle. 6, 6 (2016).
- Klein, M. G., Simon, B. J., Szucs, G., Schneider, M. F. Simultaneous recording of calcium transients in skeletal muscle using high- and low-affinity calcium indicators. Biophysical Journal. 53 (6), 971-988 (1988).
- Irving, M., Maylie, J., Sizto, N. L., Chandler, W. K. Intrinsic optical and passive electrical properties of cut frog twitch fibers. The Journal of General Physiology. 89 (1), 1-40 (1987).
- Hernandez-Ochoa, E. O., Schneider, M. F. Voltage clamp methods for the study of membrane currents and SR Ca(2+) release in adult skeletal muscle fibres. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 108 (3), 98-118 (2012).
- Banks, Q., et al. Optical recording of action potential initiation and propagation in mouse skeletal muscle fibers. Biophysical Journal. 115 (11), 2127-2140 (2018).
- Bannister, R. A. Bridging the myoplasmic gap II: more recent advances in skeletal muscle excitation-contraction coupling. The Journal of Experimental Biology. 219, 175-182 (2016).
- Bannister, R. A., Beam, K. G. Ca(V)1.1: The atypical prototypical voltage-gated Ca2+ channel. Biochimica et Biophysica Acta. 1828 (7), 1587-1597 (2013).
- Beard, N. A., Wei, L., Dulhunty, A. F. Ca(2+) signaling in striated muscle: the elusive roles of triadin, junctin, and calsequestrin. European Biophysics Journal. 39 (1), 27-36 (2009).
- Polster, A., Perni, S., Bichraoui, H., Beam, K. G. Stac adaptor proteins regulate trafficking and function of muscle and neuronal L-type Ca2+ channels. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (2), 602-606 (2015).
- Perni, S. The builders of the junction: roles of Junctophilin1 and Junctophilin2 in the assembly of the sarcoplasmic reticulum-plasma membrane junctions in striated muscle. Biomolecules. 12 (1), 109 (2022).
