Summary
Specialbyggda mikroenheter gör det möjligt att rikta in sig på kortikala inspelningsplatser med linjära kiselmatriser under millimetern.
Abstract
Silkesapan ger en idealisk modell för att undersöka laminära kortikala kretsar på grund av sin släta kortikala yta, vilket underlättar inspelningar med linjära matriser. Silkesapan har nyligen vuxit i popularitet på grund av dess liknande neurala funktionella organisation som andra primater och dess tekniska fördelar för registrering och avbildning. Neurofysiologin i denna modell innebär dock några unika utmaningar på grund av den lilla storleken och avsaknaden av gyri som anatomiska landmärken. Med hjälp av specialbyggda mikroenheter kan forskare manipulera linjär arrayplacering till submillimeterprecision och på ett tillförlitligt sätt spela in på samma retinotopiskt riktade plats under flera inspelningsdagar. Detta protokoll beskriver den stegvisa konstruktionen av mikrodrivenhetspositioneringssystemet och den neurofysiologiska inspelningstekniken med linjära elektrodmatriser av kisel. Med exakt kontroll av elektrodplaceringen över inspelningssessioner kan forskare enkelt korsa cortex för att identifiera intressanta områden baserat på deras retinotopiska organisation och de registrerade neuronernas inställningsegenskaper. Vidare, med hjälp av detta laminära arrayelektrodsystem, är det möjligt att tillämpa en strömkällans densitetsanalys (CSD) för att bestämma inspelningsdjupet för enskilda neuroner. Det här protokollet visar också exempel på laminära inspelningar, inklusive spikvågformer isolerade i Kilosort, som sträcker sig över flera kanaler på matriserna.
Introduction
Den vanliga silkesapan (Callithrix jacchus) har snabbt vuxit i popularitet som modell för att studera hjärnans funktion de senaste åren. Denna växande popularitet beror på tillgängligheten av silkesapans släta cortex, likheterna i neural funktionell organisation med människor och andra primater, och den lilla storleken och snabba avelshastigheten1. I takt med att denna modellorganism har vuxit i popularitet har det skett en snabb utveckling av de neurofysiologiska tekniker som lämpar sig för användning i silkesapans hjärna. Elektrofysiologiska metoder används i stor utsträckning inom neurovetenskapen för att studera aktiviteten hos enskilda neuroner i cortex hos både gnagare och primater, vilket resulterar i oöverträffad tidsupplösning och platsåtkomst. På grund av den relativa nyheten med silkesapan som en modell för visuell neurovetenskap, utvecklas optimeringen av elektrofysiologiska tekniker för vaket beteende fortfarande. Tidigare studier har visat upprättandet av robusta protokoll för elektrofysiologi i bedövade preparat2, och neurofysiologiska studier i tidig vaket tillstånd har visat tillförlitligheten hos enkanaliga volframelektoder3. Under de senaste åren har forskare etablerat användningen av kiselbaserade mikroelektroder för neurofysiologi som beter sig vaket4. Silkesapan utgör dock unika målutmaningar på grund av sin lilla hjärnstorlek och brist på anatomiska landmärken. Detta protokoll beskriver hur man konstruerar och använder ett mikrodrivet inspelningssystem som är lämpligt för silkesapan och som möjliggör inspelning av stora populationer av neuroner med linjära kiselmatriser samtidigt som det ger minimal vävnadsskada.
Att arbeta med silkesapan är en utmaning på grund av den mindre skalan på retinotopkartorna i synbarken jämfört med större primater. En liten förskjutning av elektroderna med bara 1 mm kan resultera i betydande förändringar i kartorna. Dessutom behöver forskarna ofta ändra placeringen av elektroderna mellan inspelningssessionerna för att få ett bredare spektrum av retinotopiska positioner i synbarken. Nuvarande semi-kroniska preparat tillåter inte justering av elektrodpositioneringen dagligen eller med tillräcklig precision för att rikta in sig på specifika platser på submillimeterskalor5. Med detta i åtanke använder det föreslagna mikrodrivsystemet ett X-Y-elektrodsteg som monterar en lätt mikroenhet på en inspelningskammare och möjliggör submillimeterinriktning av kortikala platser. De rörliga X-Y-stegkomponenterna möjliggör vertikal och horisontell rörelse av den linjära matrisen för att systematiskt korsa de kortikala områdena, vilket krävs för att identifiera intressanta områden (via retinotopi och stämningsegenskaper). Under inspelningssessionerna kan forskarna också manuellt justera X-Y-stadiet för att flytta de målinriktade platserna inom området. Detta är en viktig fördel jämfört med alternativa tekniker som använder semi-kroniska inspelningsförberedelser, som inte har enkla elektrodmålsmekanismer.
Mikroenheten är ett mångsidigt verktyg som gör det möjligt att montera olika kiselmatriser för att sänka ner dem i hjärnbarken. I detta protokoll användes en anpassad sond med två 32-kanals linjära arrayer med 200 μm mellanrum för undersökning av laminära kretsar som spänner över det kortikala djupet. De flesta metoder för att undersöka de neurala kretsarna samplar vanligtvis de elektriska potentialerna eller enskilda enheter i genomsnitt över alla lager i hjärnbarken. Ny forskning har dock avslöjat spännande fynd om kortikala laminära mikrokretsar6. Genom att använda mikroenheten kan forskare använda laminära sonder och göra finjusteringar av registreringsdjupet för att säkerställa omfattande provtagning över alla lager.
Detta system kan konstrueras med kommersiellt tillgängliga komponenter och kan enkelt modifieras för olika experimentella tekniker eller sonder. De viktigaste fördelarna med denna förberedelse är möjligheten att ändra XY-inspelningspositionen med submillimeterprecision och att kontrollera djupet på inspelningen i cortex. Detta protokoll presenterar steg-för-steg-instruktioner för att konstruera X-Y-scenens mikroenhet och neurofysiologiska inspelningstekniker.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De experimentella procedurerna följde National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Protokollen för de experimentella och beteendemässiga procedurerna godkändes av University of Rochester Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Konstruktion av den mikroenhet som innehåller elektroden för registrering (figur 1)
OBS: Specialbyggda XY-steg som innehåller flerkanaliga linjära kiselmatriser möjliggör submillimeterinriktning på inspelningsplatserna.
- Samla ihop alla delar av mikroenheten som beskrivs i figur 1. Använd genomskinlig akrylnitrilbutadienstyren (ABS) plast för att 3D-printa de anpassade delarna. Detta inkluderar skyddshylsan, basen, X-steget och Y-steget. Ritningar för 3D-delar finns tillgängliga online (https://marmolab.bcs.rochester.edu/resources.html). Samla dessutom elektroden, den rektangulära plastplattformen, gallret, mikromanipulatorn, stålröret och sex skruvar i rostfritt stål (skruvstorlek: 00).
- Använd ett roterande verktyg med diamantskivskärningstillsats och skär ut en 4 mm x 3 mm x 3 mm sektion av plastgallret med 1 mm x 1 mm hålavstånd.
- Använd epoxi för att fästa den lilla utskurna gallersektionen på toppen av Y-steget. Montera sedan mikroenheten över rutnätet med en skruv. Tillsätt epoxi vid basen för stabilitet.
- Fäst den lilla 3D-printade rektangulära plattformen på ett 28 G stålrör med epoxi. Detta kommer att användas i framtida steg för att hålla kiselelektroden.
- Trä ett 23 G styrrör genom gallret. Trä sedan stålröret som är fäst vid plastplattformen genom styrröret på 23 G. Placera stålröret på 28 G i en av skårorna på mikroenheten.
- Montera sedan 3D-delarna (bas, X-steg, Y-steg) med sexkantsskruvar i rostfritt stål (storlek: 00, längd: 1/8 tum) för att bygga basen för enheten.
- Använd först ett handknackningsverktyg för att knacka på de förgjorda skruvhålen i både bas- och X-steget. Börja sedan med att sätta in fyra skruvar genom de långa skårorna i X-steget och fäst dem i motsvarande skruvhål som är förgjorda i basen.
- När den rörliga X stage är fäst vid basen, sätt in två skruvar genom den långa skåran i Y stage och fäst dem i de förgjorda skruvhålen i X stage.
OBS: Både X stage och Y stage bör förbli rörliga tills skruvarna är helt åtdragna.
- Se till att mikromanipulatorenheten är utrustad med en plastplattform för att fästa elektrodkontakten, samt ett förlängt polyimidrör för att hålla elektroden. Fäst den 64-poliga kontakten på plattformen på mikromanipulatorn med tejp.
- Placera försiktigt en klick bacitracin (steril salva) på plaströret på mikromanipulatorn och fäst elektroden som är ansluten till 64-stiftskontakten via en flexibel bandkabel.
- Använd mikromanipulatordrivningen för att hålla kiselelektroden och dess kontakt medan du trär plaströret genom ett hål i Y-stage. Elektroden kommer att hänga under sondens stage och väntar på att fästas på den rektangulära plastplattformen (steg 7, avsnitt 1).
- Lossa den 64-poliga kontakten från mikromanipulatorenheten och använd limgel för att fästa kontakten på plattformen på X-stage. Ytterligare epoxi kan tillsättas för att stärka bindningen av kontakten när limmet håller den på plats. Låt torka över natten.
- Lossa försiktigt elektroden från plaströret och ta bort mikromanipulatordrivningen från enheten.
OBS: Vid denna tidpunkt hålls enheten endast med krokodilklämman på en hjälpande hand, och elektroden sitter inte fast i drivenhetens konstruktion. - Flytta försiktigt krokodilklämman för att vända enheten för att se den osäkrade elektroden. Använd en trubbig pincett, placera elektroden på plasthållaren under Y-steget och fäst den med en liten mängd silikonelastomer (silastisk). Vänta i 5 minuter tills limmet har härdat.
- Använd skruvreglaget på mikrodrivenheten för att dra in elektroden.
- Placera skyddshylsan över elektroden på mikroenheten. Detta skyddsfodral har samma storlek som de specialtryckta inspelningskamrarna och passar säkert in i basen av drivenheten.
- Använd en platt skruvmejsel och dra åt de tre sidoplacerade skruvarna på mikroenhetens baskomponent för att säkra skyddshylsan på plats. Anslut huvudentage som används för inspelningarna till 64-stiftskontakten.
2. Polytrodplätering av elektroder för att minska den totala impedansen (figur 2)
OBS: För bästa inspelningskvalitet är det användbart att elektrodplätera kiselelektrodmatriserna med en poly(3,4-etylendioxitiofen) lösning (PEDOT). Denna metod har visat sig öka signal-brusförhållandet 7,8.
- För att bereda PEDOT-lösningen, kombinera 0,075 ml 3,4-etylendioxitiofen(EDOT) och 1,4 g poly(natrium-4-styrensulfonat) (PSS) i 70 ml destillerat vatten. Virvla denna lösning kort för att säkerställa fullständig upplösning av komponenterna. Blanda denna lösning dagen före användning för bästa upplösning.
- Efter att ha startat impedanstestarens programvara (se materialtabell), förbered inställningarna med den valda elektrodförberedelsen. Använd den övre rullgardinsmenyn längst upp till vänster i programvarufönstret och välj den adapter som används (N2T A32). Använd den andra rullgardinsmenyn för att välja den elektrod som används (NLX-EIB-36). Om elektroden inte finns med i rullgardinsmenyn, se manualen för hur du definierar en ny elektrod. Se till att antalet kanaler är korrekt.
- Anslut sonden till impedanstestarsystemet via kontakten och sänk sonden till jordad koksaltlösning för att få en baslinjeavläsning.
- I impedanstestarsystemet, tryck på knappen Testimpedanser på vänster sida och säkerställ korrekta inställningar (Inställningar: Testfrekvens: 1 004 Hz, Cykler: 100, Paus: 0). Tryck sedan på knappen Testsond längst ned till höger.
- Ett sondrapportfönster visas när impedanstestaren körs och lagrar resultaten i ett kalkylblad. Spara dessa resultat för framtida referens för elektrodens båda skaft (monteringen av elektroden i en bägare för användning med impedanstestaren visas i figur 2D). Om du använder en sond med flera skaft, se till att steg 3 upprepas för varje skaft.
- Ta bort sonden från saltlösningen genom att sänka piedestalen (dvs. labbuttaget) som håller bägaren. Byt ut bägarvätskan mot destillerat vatten. Lyft upp labbuttaget för att sänka elektroden, skölj av den återstående saltlösningen och sänk sedan labbuttaget igen.
- Byt ut det destillerade vattnet i bägaren mot PEDOT-lösning och höj labbuttaget tills elektroden är nedsänkt i lösningen.
- Välj DC Electroplate-knappen till vänster i programvarufönstret och se till att rätt inställningar används (Inställningar: Autoplate: 0.004 μA, 350 Hz, Varaktighet: 5, Paus: 1). Tryck sedan på Autoplate-knappen längst ned till höger. Återigen visas ett sondrapportfönster med resultaten av galvaniseringen. Spara dessa resultat för framtida referens. Om du använder en sond med flera skaft, se till att detta steg upprepas för varje skaft.
- Ta bort sonden från PEDOT-lösningen genom att sänka labbuttaget och skölj sonden med destillerat vatten som utförts tidigare (steg 4). Efter sköljning, fyll bägaren med koksaltlösning och höj labbuttaget tills elektroden är nedsänkt.
- Tryck på knappen Testimpedanser på vänster sida av programvarufönstret och se till att rätt inställningar används (Inställningar: Testfrekvens: 1 004 Hz, Cykler: 100, Paus: 0). Tryck på knappen Testsond längst ned till höger. Spara dessa resultat för framtida referens. Om du använder en sond med flera skaft, se till att detta steg upprepas för varje skaft.
OBS: Jämför de efterelektropläterade värdena med de förelektropläterade värdena. Impedansvärdena bör minska. - Vid kontinuerlig användning kan sonderna visa ökningar av impedansvärdena efter 6 månader. Om det finns en oro för impedansvärdena från inspelningssignalen, testa sondens impedanser igen enligt steg 3. Om impedansvärdena har ökat från de ursprungliga värdena, upprepa galvaniseringen (steg 6).
3. Kirurgisk placering av huvudkåpan, kamrarna och kraniotomi (Figur 3A-C)
OBS: I detta arbete, vid studiens slut, sövdes djuret under isofluran och fick intramuskulära (IM) injektioner av ketamin, följt av en intraperitoneal (IP) injektion av euthasol. Hjärnan extraherades efter transkardiell perfusion med koksaltlösning följt av 10 % formalin.
- Träna silkesaporna (minst 1,5 år) att sitta i en liten primatstol enligt tidigare beskrivna metoder 3,9,10,11 2 månader före operationen.
- På operationsdagen, inducera försökspersonerna med en intramuskulär (i.m.) injektion av ketamin (5-15 mg/kg)/dexdormitor (0.02-0.1 mg/kg) (och midazolam vid 0.25 mg/kg som ett muskelavslappnande medel), och bekräfta korrekt bedövning baserat på hjärtfrekvens, andning och tånypreflex. Intubera djuren för kontinuerlig administrering av isofluran (0,5%-2% i 100% syrgas) under hela operationen samtidigt som deras vitala värden övervakas. Använd veterinärsalva på ögonen under operationen för att förhindra torrhet under narkos.
- Efter att kirurgerna har tagit på sig steril personlig skyddsutrustning, förbered ett sterilt kirurgiskt fält med sterila draperier för att täcka ytorna och operationsområdet. Med hjälp av aseptiska tekniker kan kirurgerna implantera ett akrylhuvud med titanstolpar och skruvar för att stabilisera huvudet med hjälp av metoder som beskrivits i detalj tidigare av Nummela et al.11.
- Under implantatoperationen, planera inspelningskammarens placeringar över de intressanta områdena (t.ex. synområden, mellersta temporala området [MT] och primära visuella cortex [V1]) baserat på stereotaktiska koordinater12.
- Placera en jordledning.
- Börja med att borra ett 1,1 mm borrhål i skallen nära området för den planerade inspelningskammaren. Böj en 36 G rostfri ståltråd ca 0.075-1 mm från spetsen och skjut den böjda delen av tråden mellan skallen och dura i botten av gradhålet.
- Täta först tråden och hålet med benvax och sedan med cement och akryl när du placerar kamrarna. Se till att lämna en del utomhus nära kammaren för att fästa för jordning.
- Efter att ha placerat ett basskikt av snabbhäftande cement för att täcka hela området på inspelningsplatsen och jordledningen, fäst inspelningskamrarna (bestående av anpassade 3D-printade delar) på skallen med hjälp av det snabbhäftande cementet och förstärk med akryl när du bygger huvudimplantatet.
- Försegla kamrarna med ett 3D-printat kammarlock som är utformat för att passa tätt inuti kammaren (och som inte kan tas bort av burkamrater som är inhysta tillsammans med försökspersonen).
- Fördela en liten mängd silikonelastomer (silastisk) runt kammarens inre kanter med hjälp av de medföljande blandningsspetsarna och sätt sedan in kammarlocket tills det är i jämnhöjd med de yttre kammarväggarna.
- Kamrarna är utformade med åtkomsthål (1 mm diameter) på vardera sidan av kammaren för att säkerställa att kammarlocket lätt kan tas bort. Använd silastic för att täta dessa åtkomsthål, vilket resulterar i en lufttät kammartätning.
OBS: För att ta bort kammarlocken, använd en pincett för att ta bort den silastiska tätningen av åtkomsthålen först för att bryta kammarens lufttäta tätning. Sedan kan en stift användas för att dra ut kammarlocket ur kammaren.
- Hämta djuren från narkos och lämna dem inte utan uppsikt förrän de har återfått tillräckligt medvetande för att bibehålla sternal liggande. Behandla djuren postkirurgiskt med antibiotika (amoxicillin-klavulansyra 13,75 mg/kg) i 7 dagar och antiinflammatoriska medel (meloxikam 0,1 mg/kg) i 3 dagar. Ge smärtstillande läkemedel med långsam frisättning före återhämtning som varar i 72 timmar efter operationen, och håll djuren oberoende av varandra tills de är helt återställda.
- Två till tre veckor efter operationen börjar du träna nackstöd och visuellt beteende. Placera silkesapan i en primatstol och låt den acklimatisera sig till nackstödet. När du känner dig bekväm tränar du silkesapan att utföra flera grundläggande uppgifter, inklusive central visuell fixering13 och en sackaduppgift mot ett perifert detekterat Gabor-galler, som används för att mäta synskärpan11.
- Efter tillräcklig beteendeträning, utför en kraniotomi i inspelningskammaren. Under steril teknik, utför en andra operation för att skapa en kraniotomi (2-3 mm i diameter) i registreringskammaren över det intressanta området (t.ex. område MT). Försegla kraniotomin med en tjock applicering av silastic på cirka 1 mm eller djupet av kraniotomin för att skydda hjärnan från infektion och minska granulationstillväxten14. Se till att den silastiska tätningen har kanter som griper tag i minst 2 mm eller mer av tandcementet på alla sidor. Sätt tillbaka kammarlocket enligt beskrivningen i steg 7.
- Om någon blödning uppstår eller om den silastiska tätningen läcker klar vätska dagarna efter operationen, måste kammaren rengöras.
- Om den silastiska förseglingen är intakt, använd steril teknik för att rengöra med 10 % betadin och tvätta med steril koksaltlösning innan du tar bort förseglingen. Om den silastiska tätningen inte är intakt, rengör den endast med steril koksaltlösning under sterila tekniker.
- När silastiken har tagits bort, skölj dura med steril koksaltlösning flera gånger och torka med en bomullsapplikator. Torka kammaren ytterligare noggrant med en bomullsapplikator innan du applicerar ett nytt lager silastic. Vanligtvis stabiliseras kammaren och förblir torr med en tät förslutning efter några dagar till 1 vecka.
- När kraniotomin har stabiliserats och inte visar några tecken på blödning, utför en duralskrapa för att ta bort överflödig vävnad över duran. Applicera sedan ett tunt lager (<1 mm) silastisk (tillräckligt tunn för att möjliggöra passage av elektroderna för inspelningar) och använd en 1/4 borr för att suga upp silastiken över kraniotomins väggar, som visas i figur 3C, för mekaniskt köp.
OBS: Detta gör det också lättare att ta bort för rengöringsändamål. Silastiken kan sitta kvar under hela studien och kan punkteras med linjära matriselektroder för inspelning.
4. Inställning av neurofysiologisk registrering (Figur 3D-F)
OBS: Djurhanteringsstegen kommer att variera beroende på labb och experiment. Följande steg är specifika för placeringen av mikroenheten och penetrationen av dura för inspelningarna.
- Ta bort locket från registreringskammaren (beskrivs i avsnitt 3, steg 7.2). Placera locket i 91 % isopropylalkohol för att blötlägga under inspelningen. Se till att kammarens kanter är fria från silastisk. Om silastic lämnas kvar på kammarens kanter kommer mikroenheten inte att sitta korrekt.
- Mikroenhetens bas har tre skruvar för att dra åt den till kammaren på djuret. Normalt dras dessa skruvar åt på plats runt en skyddshylsa som är av samma storlek som kammaren för att hålla kiselsonden inuti skyddad från att träffas.
- Använd först skruvmejseln för att lossa de tre skruvarna som håller skyddshylsan över silikonsonden och ta försiktigt bort hylsan. Anslut mikroenheten till inspelningskammaren, var försiktig så att du inte träffar kiselelektroderna på kammarens väggar (Figur 3D, E).
- Se dessutom till att elektroderna är helt indragna innan du placerar enheten på kammaren, så att de sitter långt ovanför cortex vid den första placeringen.
- När den är placerad använder du skruvmejseln för att dra åt varje skruv på sidan av mikroenheten (Figur 3F). Välj en ordning för att dra åt skruvarna och använd den varje gång för att bibehålla stabiliteten på platsen. Forskare kanske också vill räkna antalet varv när de först lossar skruvarna för att dra åt dem med en liknande mängd. Kontrollera om sonden är lös och dra åt den vid behov, men var försiktig så att du inte tar bort skruvgängorna i plasten genom att dra åt för hårt.
- När mikroenheten är fäst vid kammaren, placera alla jordledningar som behövs.
OBS: Låt huvudet stage insatt i kontakten över natten, och sätt bara in SPI-kabeln (Serial Peripheral Interface) i huvudet stage för inspelningar eftersom det är svårt att sätta in huvudet stage i kontakten medan den är på djuret. - Anslut försiktigt SPI-kabeln till huvudet stage (redan ansluten till sonden). Se till att inte böja tråden. Förstärk och digitalisera alla neurofysiologiska data från huvudstadiet vid 30 kHz med hjälp av Open-Ephys GUI (https://github.com/open-ephs/plugin-GUI). Högpassfilter bredbandssignalen från huvudsteget vid 0,1 Hz. Korrigera för fasförskjutningarna från denna filtrering, som beskrivits tidigare15. För linjära matriser förbearbetar du de resulterande spårningarna med referens till common-average.
- Ange kanalkartan för den specifika elektrodmatrisen som används i inspelningssystemet så att kanalerna som plottas under inspelningen sorteras efter djup i högpassfiltrerad inspelningssignal view. Denna view kommer att användas när elektroden flyttas fram och tillbaka.
5. Utföra experimentet med registrering av neurofysiologi (figur 4)
OBS: Här beskrivs metoden för att sänka elektrodmatriserna i cortex; Denna metod har optimerats för att undvika överdriven gropning av den underliggande vävnaden. En ökning av brus i de elektrofysiologiska inspelningarna ger en bra indikation på gropar innan de tränger in i silastiken och kommer in i hjärnan. Väl inne i hjärnan, om det finns för mycket gropar, kan forskaren märka att enheter förskjuts på sonden även utan manipulation av enheten (enheter som gradvis rör sig över kanaler på djupet), eller alternativt kan forskaren märka undertryckande av den neurala aktiviteten, särskilt på ytliga platser på sonden. Under dessa förhållanden dras enheten in för att minska gropar och underlätta bättre inspelningar.
- Använd skruvkontrollen på mikroenheten och sänk kiselsonden och gör ett varv (250 μm) var 1-2:e sekund tills enheter observeras vid matrisspetsen.
OBS: En mindre ökning av bruset under penetrationen av silastic placerad över dura kan observeras. Skaften kommer att fördjupa silastiken innan de poppar igenom, vilket kan öka bruset på sonden. En snabb nedstigning tills det första tecknet på enheter hjälper till att tränga in i det silastiska skiktet. - När de första neuronerna har observerats, dra tillbaka ett varv på mikroenheten (250 μm) för att minska ingångshastigheten när elektroden börjar dyka upp genom silastiken och dura in i kortikal vävnad. Om elektroden verkar fortsätta att avancera in i vävnaden över tid utan mikromanipulation, dra tillbaka ytterligare ett varv för att avlasta trycket från sonden som trycker på silastiken och vävnaden under den.
OBS: Det bör vara möjligt att spåra placeringen av neuroner om rätt kanalkarta för den linjära matrisen har laddats (kanalerna kommer att visas ordnade efter deras djup i förhållande till cortex). - Fortsätt att köra arrayen in i cortex mycket långsamt, avancera med cirka fyra till sex varv (1-1,5 mm) under en 20-30 minuters varaktighet tills neuronerna är jämnt fördelade över sondens längd.
- Dra långsamt tillbaka matrisen med ett till två varv (0,25-0,5 mm) för att minska trycket på vävnaden innan du påbörjar inspelningarna.
OBS: Neuroner byter vanligtvis inte kanalplats på den linjära arrayen under denna retraktion, vilket tyder på att det främst verkar för att minska trycket på vävnaden. Utan retraktion kan en kontinuerlig uppställningsförskjutning ses under inspelningen när vävnaden slappnar av, vilket stör inspelningsstabiliteten (figur 4C). - Efter indragning, vänta 20 minuter innan du startar inspelningarna. Detta kommer att begränsa mängden rörelse som visas i inspelningen. Använd den här tiden för att förbereda dig för inspelningen (dvs. kalibrera ögonspårningen och förbereda stimuluspresentationssystemen).
- Välj Spela in i inspelningsprogrammet.
- När experimentet är klart väljer du inspelningsknappen igen. Detta kommer att skapa hela inspelningsfilen på den valda destinationen. Se till att filen har sparats korrekt innan du fortsätter.
- Börja långsamt dra ut arrayen ur cortex med samma hastighet som tidigare (fyra till sex varv under en 20-30 minuters varaktighet). Visualisera att sonden drar sig tillbaka genom att se neuronerna förskjutas längs sonden. Efter att ha dragit tillbaka med antalet varv sedan du först såg neuroner och när inga fler neuroner observeras på sonden, fortsätt att dra tillbaka snabbare tills du återgår till den helt indragna startpositionen.
- För att ta bort sonden från inspelningskammaren, utför steg 1-3 i avsnitt 4 i omvänd ordning (dvs. utför först steg 3, följt av steg 2 och sedan steg 1).
- När sonden har tagits bort från inspelningskammaren, blötlägg den i kontaktlinsvätska i 20 minuter för att ta bort eventuell vävnad eller blod från elektroden. Placera sedan sonden i alkohol i 1 minut för att ta bort kontaktlinslösningen och låt elektroden torka.
- Använd Kilosort2 för att toppsortera matrisdata efter den inledande filtreringen från inspelningssystemet (enligt beskrivningen tidigare i avsnitt 4, steg 5).
- Märk utdata manuellt från spiksorteringsalgoritmerna med hjälp av "phy" GUI (https://github/kwikteam/phy). Klassificera enheterna med små eller fysiologiskt osannolika vågformer som brus och exkludera dem.
- Om du använder laminära sonder, view spikvågformerna över varje kanal för att säkerställa att enstaka enheter är märkta på kanalen med toppvågformen (Figur 5A). Inkludera endast enheter som har tydliga kluster i PCA-utrymmet, mindre än 1 % inter-spike inter-spike intervall överträdelser och bi-fasiska spikvågformer (som bör lokaliseras till intilliggande kanaler på den linjära arrayen). Ett exempel på en enskild enhet visas i figur 5B, som visar tydliga kluster i PCA-utrymmet (överst till höger) och stabilitet över tid (längst ned till höger).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Detta protokoll beskriver hur man bygger ett X-Y-elektrodsteg (figur 1) som möjliggör submillimeterinriktning av platser och upprätthåller tillförlitlig positionering över separata inspelningssessioner. Tillförlitligheten hos X-Y-positioneringen illustreras i figur 6, som visar att två inspelningssessioner som genomfördes med en veckas mellanrum visade en överlappning på 70,8 % i deras genomsnittliga RF-platser (figur 6A). Dessutom kan mindre justeringar av mikroenhetens positionering stödja exakta rörelser i det retinotopiska utrymmet. Små X- och Y-stegrörelser upp till 0,2 mm kan göras genom att hänvisa till de förborrade hålen i varje steg, som ligger 2 mm från varandra. I en serie inspelningssessioner som korsade MT/MTC-gränsen med hjälp av mindre positioneringsjusteringar (Figur 6B) kunde exakta rörelser i retinotoprummet ses (Figur 6C). Inspelningsplatserna för MT och MTC överensstämde med elektrofysiologiska kartor som tidigare avbildats i Solomon och Rosa2. På samma sätt, med detta protokoll, kan Z-positioneringen spåras med antalet varv till önskat elektroddjup. Även om Z-positioneringen av frekvensomriktaren för att placera elektroder på kortikalt djup måste justeras dagligen och inkluderar viss variation, är det möjligt att få uppskattningar av djupet i tidiga synområden offline genom att använda strömkällans densitetsanalys (CSD), som beskrivits tidigare16.
Med hjälp av denna X-Y-stegteknik kan forskare utföra neurofysiologisk registrering med linjära arrayer medan försökspersonerna utför en mängd olika födosöksuppgifter för visuell receptiv fältkartläggning och enkla sackaduppgifter17. Elektrodplaceringstekniker visas i figur 4, som belyser vikten av indragning för att lindra trycket på vävnaden och förhindra långsiktiga kortikala skador. Genom att använda linjära matriser med två skaft kan ett stort antal neuroner samplas över kortikala djup under varje inspelning. I detta arbete visade de spiksorterade arraydata som erhölls med hjälp av Kilosort att de huvudsakliga komponentegenskaperna hos ett urval av toppar i ett kluster skilde sig från bakgrundstoppar och att inspelningarna var stabila över tid (figur 5).
Figur 1: Konstruktion av elektrodmikrodenheten. Konstruktionen av en elektrodmikrodrivenhet är möjlig efter att ha erhållit alla nödvändiga komponenter som beskrivs i avsnitt 1, steg 1. Varje efterföljande steg (avsnitt 1, steg 2-10) visar en före- och en efterbild för att hjälpa till att visualisera de åtgärder som krävs. Denna konstruktion förklaras utförligt i protokollets avsnitt 1. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Konstruerad installation av mikroenhet och galvanisering. Översiktsbild av den färdiga mikrodrivenheten uppifrån och nedtill (B). C) Mikroenheten fästs på en skyddshylsa (samma mått som kamrarna på djurets implantat, med en förlängd längd för skydd) och fästs sedan på djurets kammare genom att dra åt tre sidoskruvar. (D) Konfiguration av mikroenheten på impedansprovaren för galvanisering. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Schematisk bild av huvudkåpan och kammarens placering (A) Ritningsrepresentation av ett djur med huvudkåpa, huvudstolpe och MT-kammare. (B) Bild av en MT-kammare 6 månader efter kraniotomi och förseglad med ett tunt lager silastisk. C) Schematisk bild av kammaren och förberedelsen av mikrodrivenheten. Illustrationen visar kammarberedningen och det tunna skiktet av silastik för användning i inspelningarna. Mikrodrivenheten är fäst vid inspelningskammaren med hjälp av sidoskruvarna. (D) Man bör röra sig parallellt med kammaren för att fästa mikroenheten på inspelningskammaren. Att komma från en vinkel kommer sannolikt att resultera i att man träffar sidan av kammaren eller cementsidorna av kraniotomin. (E) Mikroenheten fäst på ett exempel på huvudkåpan. (F) Avbildning av de tre skruvarna på mikroenheten som ska dras åt för säker placering. Notera: En skruv sitter bakom kontakten och dras vanligtvis åt uppifrån. Skruvarna dras åt i en repeterbar ordning för att säkerställa tillförlitlighet vid drivningens placering. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Neurofysiologiska registreringar (A) Avbildning av elektroden före och efter att den vidrör dura (överst). Högpassfiltrerad inspelningssignal från en enda sond i en neural inspelning före och efter att sonden vidrör dura (nederst). (B) Avbildning av en elektrod som orsakar gropar efter att först ha poppat genom silastiken (överst). Högpassfiltrerad inspelningssignal från en avsökning i en neural inspelning efter att avsökningen har dykt upp genom silastiken (nederst). Kanaler med neuroner är märkta som fyllda. (C) Avbildning av elektroden i cortex före och efter indragning (överst). Högpassfiltrerad inspelningssignal från en sond i en neural inspelning före och efter en 500 μm retraktion; Enheterna har förskjutits en kanal (nederst). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Efterbehandling av neurofysiologiska data. (A) Avbildning av en laminär sond (vänster) och ett urval av spikvågformer sedda över varje kanal (höger). (B) Exempel på Kilosort-produktion. (Vänster) Exempel på vågform över flera kanaler med en toppvågform på kanal 46. (Överst till höger) Huvudkomponenten består av ett urval av toppar i det valda klustret (blått) mot en uppsättning bakgrundstoppar (jämnt fördelade i tid över hela inspelningen, grått). Toppkluster är lätta att skilja från bakgrundstoppar. (Nederst till höger) Amplituden för ett urval av toppar som tillhör det valda klustret över tid. Inspelningarna visar stabilitet över tid för denna exempelneuron. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Tillförlitlighet för X-Y-stegpositionering (A) Genomsnittliga konturer för receptivt fält (RF) för två inspelningssessioner med 1 veckas mellanrum med samma mikroenhetskoordinater, som visar 70,8 % överlappning. (B) En MT/MTC-karta som visar de olika inriktningsplatserna under inspelningssessionerna. De heldragna linjerna och siffrorna indikerar excentricitet från fovea i grader. De streckade linjerna anger den horisontella meridianen (HM). De fetstilta linjerna anger den vertikala meridianen (VM). (C) Motsvarande RF-platser för varje skaft som är markerade med en cirkel som markerar mittplatsen visar att mindre justeringar av mikroenhetens positionering kan stödja exakt rörelse i det retinotopiska utrymmet. Panel B har anpassats med tillstånd från Solomon och Rosa2. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Flera metoder (t.ex. kroniska, halvkroniska, akuta) finns för närvarande tillgängliga för att utföra neurofysiologiska experiment på icke-mänskliga primater. Den vanliga silkesapan utgör unika utmaningar för neurofysiologiska experiment på grund av sin ringa storlek och avsaknad av gyri som anatomiska landmärken. Detta kräver att forskare använder neurofysiologiska landmärken som retinotopi och inställningsegenskaper hos intressanta områden för att identifiera inspelningsmålen. Därför, när man initialt kartlägger ett kortikalt område, kan dagliga justeringar av elektrodens positionering behövas. Nuvarande preparat för silkesapans neurofysiologi använder ofta semi-kronisk sondpositionering, vilket inte möjliggör lättåtkomliga positioneringsmekanismer5. Detta protokoll demonstrerar en lätt mikroenhet för stabila linjära arrayinspelningar som möjliggör flexibel positionering med exakta submillimeterrörelser över sessioner för att kartlägga retinotopin i en kammare.
Det nuvarande tillvägagångssättet, som innebär akuta dagliga elektrodpenetrationer för exakt elektrodinriktning och rörelse över retinotopiska kartor, skiljer sig från kroniska elektrodimplantat i silkesapor5. Akuta preparat har dock i sig nackdelar, såsom en ökad experimentell förberedelsetid och en ökad risk för infektion, samt en ökad risk för kortikal vävnadsskada på grund av upprepade penetrationer. Även om användningen av silastic har optimerats i detta preparat för att begränsa risken för infektion, kräver applicering av silastic viss felsökning för att säkerställa att det görs korrekt och för att få en torr tätning. Denna förberedelse kräver också försiktighet för att undvika elektrodskador under enhetsmonteringen och kräver försiktighet vid åtdragning av drivskruvarna för att säkerställa tillförlitlig inriktning över sessioner.
Långvarig kortikal skada kan undvikas i detta preparat när det appliceras korrekt med en säker enhet, långsam penetration av vävnaden och undvikande av större blodkärl. Dessutom har användningen av silastik i kraniotomin för att förhindra infektioner optimerats i denna teknik. Hjärnan täcks med ett tunt lager silastisk efter att kraniotomin har utförts för att förhindra infektion och hålla kammarens insida torr14. När dura är fri från blod och granulationsvävnad (vilket är möjligt med en tät silastisk tätning) möjliggör detta visualisering av de stora blodkärlen i den underliggande vävnaden och för att rikta kiselsonderna för att undvika att träffa blodkärlen under inspelningar. Denna teknik kräver viss felsökning under inlärningen, eftersom det är viktigt att den silastiska tätningen är tunn (<1 mm) i mitten för att tillåta elektrodpenetration utan överdriven grop samtidigt som den är tjock i kanterna för att ge mekaniskt inköp. Dessa metoder kommer att vara värdefulla för att undersöka lagrens kretsroll över silkesapans cortex och för att förhindra vävnadsskador vid multipla penetrationer.
Med hjälp av specialtryckta plastkomponenter tillsammans med kommersiellt tillgängliga förbrukningsartiklar är denna mikroenhetsdesign lätt att använda när den väl är tillverkad och kan anpassas för olika inspelningsprober. Även om denna metod har visat sig vara tillförlitlig kan den initiala tillverkningen vara svår och kostsam att lära sig. Komponenterna i sonden är dock relativt ekonomiska att köpa, och när sonderna väl är konstruerade har de visat sig hålla i upp till 1 år vid kontinuerlig användning.
En av de viktigaste fördelarna med denna förberedelse är den exakta och repeterbara inriktningen på intresseområden på grund av X-Y-stadiet. Med denna teknik kan forskare kartlägga retinotopplatserna i inspelningskamrarna och registrera från olika områden över dagar med hjälp av ett koordinatsystem. För att uppnå detta är det viktigt att säkerställa korrekt placering av sonden dagligen och att dra åt alla yttre skruvar på ett repeterbart sätt. Förändringar i den yttre skruvtätheten kan leda till små förändringar i elektrodens placering under flera dagar.
Akuta registreringar ger fördelen med upprepade oberoende mätningar och kan resultera i ett högre utbyte av data från en enda enhet. Men semi-kroniska eller kroniska inspelningar kan också erbjuda fördelar. Hos små djur som möss kan kroniska registreringar göras med kiselsonder med hög densitet för att få stabila, långsiktiga populationsregistreringar under flera dagar18. Att eliminera de upprepade insättningarna av elektroder i hjärnan för varje inspelningssession kan förkorta den totala experimentella förberedelsetiden och minska risken för infektion eller kortikal vävnadsskada. När man utvärderar användningen av kroniska eller akuta registreringspreparat är det därför viktigt att ta hänsyn till de specifika försökskraven.
Den föreslagna mikroenhetsdesignen möjliggör flexibiliteten hos olika inspelningstekniker och arrayanvändning, vilket innebär att den enkelt kan användas i befintliga experimentella uppställningar och pipelines. Dessutom kan flexibiliteten i arraymonteringen på mikroenheten leda till möjliga framtida tillämpningar, såsom styrning av laserstimulering för optogenetiska ändamål. Denna metod kan göra det möjligt för framtida studier att förbättra målinriktningen för laserstimulering i silkesapan.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Institutes of Health (NIH) anslag R01 EY030998 (J.F.M., A.B. och S.C.). Denna metod bygger på metoder som utvecklats i Coop et al. (under granskning, 2022; https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2022.10.11.511827v2.abstract). Vi vill tacka Dina Graf och medlemmar i Mitchell-labbet för hjälp med skötsel och hantering av silkesapan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1/4 Hp burr drill bit | McMaster & Carr | Cat# 43035A32 | Carbide Bur with 1/4" Shank Diameter, Rounded Cylinder Head, trade Number SC-1, single Cut(https://www.mcmaster.com/products/bur-bits/burs-7/?s=1%2F4%22+bur+bits) |
| 1x1mm Crist Grid | Crist Instruments | 1 mm x 1 mm Grid | https://www.cristinstrument.com/products/implant-intro/grids |
| 91% isopropyl alcohol | Medline | N/A | https://www.medline.com/product/Medline-Isopropyl-Rubbing-Alcohol/Bulk-Alcohol/Z05-PF03807?question=91%25%20isopropyl%20alcohol |
| Acquisition Board | Open-Ephys | N/A | https://open-ephys.org/acquisition-system/eux9baf6a5s8tid06hk1mw5aafjdz1 |
| Bacitracin Ointment | Medline: Cosette Pharmaceuticals Inc | N/A | https://www.medline.com/product/Bacitracin-Ointment/Antibiotics/Z05-PF86957?question=bacitr |
| Blunt straight Forceps | Medline | N/A | https://www.medline.com/category/Central-Sterile/Surgical-Instruments/Forceps/Z05-CA16_02_20/products |
| Bone wax | Medline | ETHW31G | https://www.medline.com/product/Ethicon-Bone-Wax/Bone-Wax/Z05-PF61528?question=bonewax |
| C&B Metabond Quick Adhesive Cement System | Parkell, Inc. | SKU: S380 | https://www.parkell.com/C-B-Metabond-Quick-Adhesive-Cement-System |
| Clavamox | MWI Animal Health | N/A | |
| Contact lens solution | Bausch and lomb | Various sources available | |
| Custom Printed 3D printed parts | ProtoLab | https://marmolab.bcs.rochester.edu/resources.html | |
| DB25-G2 25 Pin Male Plug Port Signal Connector | Various Sources | DB25-G2 25 | DB25-G2 25 Pin Male Plug Port Signal 2 Row Terminal Breakout Board Screw Nut Connector |
| diamond saw attachment for dremel | Dremel | 545 Diamond Wheel | https://www.dremel.com/us/en/p/545-26150545ab |
| Digitizing Head-stages | Intan | RHD 32channel (Part #C3314) | https://intantech.com/RHD_headstages.html?tabSelect=RHD32ch&yPos=120.80 000305175781 |
| EDOT | Sigma Aldrich | Product # 483028 | https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/483028 |
| Helping Hands | Harbor Freight | N/A | https://www.harborfreight.com/helping-hands-60501.html |
| Hook Electrical Clips | Various Sources | N/A | Hook test Cable wires |
| Interface Cables (RHD 3-ft (0.9 m) ultra thin SPI cable) | Intan | Part #C3213 | https://intantech.com/RHD_SPI_cables.html |
| Lab jack | Various Sources | N/A | https://www.amazon.com/Stainless-Steel-Scissor-Stand-Platform/dp/B07T8FM85H/ref=asc_df_B07T8FM85H/?tag=&linkCode=df0&hvadid=366343 827267&hvpos=&hvnetw=g&hvrand =2036619536500717246&hvpone =&hvptwo=&hvqmt=&hvdev=c&hv dvcmdl=&hvlocint=&hvlocphy=900 5674&hvtargid=pla-795933567991& ref=&adgrpid=71496544770&th=1 |
| Meloxicam | MWI Animal Health | N/A | |
| Micro-drive | Crist Instrument | 3-NRMD | https://www.cristinstrument.com/products/microdrives/miniature-microdrive-3-nrmd |
| Multi-channel linear silicon arrays with 64 channel connector | NeuroNexus | A1x32-5mm-25-177 | https://www.neuronexus.com/products/electrode-arrays/up-to-10-mm-depth/ |
| NanoZ Omentics Adapter- 32 Channel | NeuraLynx | ADPT-NZ-N2T-32 | https://neuralynx.com/hardware/adpt-nz-n2t-32 |
| NanoZ System | Plexon | NanoZ Impedance Tester | https://plexon.com/products/nanoz-impedance-tester/ |
| Narishige Micromanipulator | Narishige | Stereotaxic Micromanipulator | https://usa.narishige-group.com/ |
| Open-Ephys GUI | Open-Ephys | https://open-ephys.org/ | |
| Polyimide Tubing (OD(in): 0.021 / ID(in) 0.018 ) | Various Sources (Chamfr) | Chamfr Cat#HPC01895 | https://chamfr.com/sellers/teleflex-medical-oem-llc/ |
| Primate Chair | Custom made by University of Rochester Machine Shop | Designs online | https://marmolab.bcs.rochester.edu/resources.html |
| Poly(sodium 4-styrenesulfonate) (PSS) | Sigma Aldrich | Product # 243051 | https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/243051 |
| RHD USB Interface board | Intan | RHD2000 Evaluation Board Version 1.0 | https://intantech.com/RHD_USB_interface_board.html |
| Silastic gel | World Precision Instruments | # KWIK-SIL | Low Toxicity Silicone Adhesive ((https://www.wpiinc.com/kwik-sil-low-toxicity-silicone-adhesive) |
| Slow release buprenorphine | Compounding Pharmacy | ||
| Stainless steel wire 36 gauge | McMaster & Carr | Cat# 6517K11 | Round Bend-and-Stay Multipurpose 304 Stainless Steel Wire, Matte Finish, 1-Foot Long, 0.008" Diameter |
| Stanley 6-Piece Precision Screwdriver Set | Stanley | 1.4mm flathead screwdriver | https://www.amazon.com/Stanley-Tools-6-Piece-Precision-Screwdriver/dp/B076621ZGC/ref=sr_1_3?crid=237VSK5FNFP9N&keywords= stanley+66-052&qid=1672764369&sprefix= stanley+66-052%2Caps%2C90&sr=8-3 |
| Steel Screws | McMaster & Carr | type 00 stainless steel hex screws and 1/8” in length | https://www.mcmaster.com/ |
| Steel Tube | McMaster & Carr | 28 gauge stainless steel tubing | https://www.mcmaster.com/tubing/multipurpose-304-stainless-steel-6/id~0-055/ |
| Superglue | Loctite | SuperGlue Gel Control | https://www.loctiteproducts.com/en/products/fix/super-glue/loctite_super_gluegelcontrol.html |
References
- Mansfield, K. Marmoset models commonly used in biomedical research. Comparative Medicine. 53 (4), 383-392 (2003).
- Solomon, S. G., Rosa, M. G. P. A simpler primate brain: the visual system of the marmoset monkey. Frontiers in Neural Circuits. 8, 96 (2014).
- Remington, E. D., Osmanski, M. S., Wang, X. An operant conditioning method for studying auditory behaviors in marmoset monkeys. PLoS One. 7 (10), e47895 (2012).
- Walker, J. D., et al. Chronic wireless neural population recordings with common marmosets. Cell Reports. 36 (2), 109379 (2021).
- Jendritza, P., Klein, F. J., Fries, P. Multi-area recordings and optogenetics in the awake, behaving marmoset. Nature Communications. 14 (1), 577 (2023).
- Pinotsis, D. A., et al. Linking canonical microcircuits and neuronal activity: Dynamic causal modelling of laminar recordings. Neuroimage. 146, 355-366 (2017).
- Ludwig, K. A., et al. Poly (3, 4-ethylenedioxythiophene)(PEDOT) polymer coatings facilitate smaller neural recording electrodes. Journal of Neural Engineering. 8 (1), 014001 (2011).
- Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly (3, 4-ethylenedioxythiophene)(PEDOT) film. Journal of Neural Engineering. 3 (1), 59 (2006).
- Lu, T., Liang, L., Wang, X. Neural representations of temporally asymmetric stimuli in the auditory cortex of awake primates. Journal of Neurophysiology. 85 (6), 2364-2380 (2001).
- Osmanski, M. S., Song, X., Wang, X. The role of harmonic resolvability in pitch perception in a vocal nonhuman primate, the common marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Neuroscience. 33 (21), 9161-9168 (2013).
- Nummela, S. U., et al. Psychophysical measurement of marmoset acuity and myopia. Developmental Neurobiology. 77 (3), 300-313 (2017).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Cambridge, MA. (2012).
- Mitchell, J. F., Reynolds, J. H., Miller, C. T. Active vision in marmosets: A model system for visual neuroscience. Journal of Neuroscience. 34 (4), 1183-1194 (2014).
- Spitler, K. M., Gothard, K. M. A removable silicone elastomer seal reduces granulation tissue growth and maintains the sterility of recording chambers for primate neurophysiology. Journal of Neuroscience Methods. 169 (1), 23-26 (2008).
- Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
- Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena. Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).
- Coop, S. H., Yates, J. L., Mitchell, J. F. Pre-saccadic neural enhancements in marmoset area MT. bioRxiv. , (2022).
- Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long term recordings with immobile silicon probes in the mouse cortex. PloS One. 11 (3), e0151180 (2016).
