Summary

Visualización de proteínas de baja abundancia y modificaciones postraduccionales en embriones vivos de Drosophila mediante inyección de anticuerpos fluorescentes

Published: January 19, 2024
doi:

Summary

Este protocolo describe el marcaje de fluorescencia personalizado basado en anticuerpos y la inyección en embriones tempranos de Drosophila para permitir la obtención de imágenes en vivo de proteínas de baja abundancia o modificaciones postraduccionales que son difíciles de detectar utilizando los enfoques tradicionales de GFP/mCherry-tag.

Abstract

La visualización de proteínas en células vivas utilizando GFP (proteína fluorescente verde) y otras etiquetas fluorescentes ha mejorado en gran medida la comprensión de la localización, la dinámica y la función de las proteínas. En comparación con la inmunofluorescencia, las imágenes en vivo reflejan con mayor precisión la localización de proteínas sin posibles artefactos que surjan de la fijación tisular. Es importante destacar que las imágenes en vivo permiten la caracterización cuantitativa y temporal de los niveles y la localización de proteínas, lo que es crucial para comprender los procesos biológicos dinámicos, como el movimiento o la división celular. Sin embargo, una limitación importante de los enfoques de marcado fluorescente es la necesidad de niveles de expresión de proteínas suficientemente altos para lograr una visualización exitosa. En consecuencia, no se pueden detectar muchas proteínas fluorescentes marcadas endógenamente con niveles de expresión relativamente bajos. Por otro lado, la expresión ectópica mediante promotores virales puede conducir a veces a una mala localización de proteínas o a alteraciones funcionales en contextos fisiológicos. Para abordar estas limitaciones, se presenta un enfoque que utiliza la detección de proteínas mediadas por anticuerpos de alta sensibilidad en embriones vivos, esencialmente realizando inmunofluorescencia sin necesidad de fijación tisular. Como prueba de principio, el receptor Notch marcado con GFP endógeno que apenas es detectable en embriones vivos se puede visualizar con éxito después de la inyección de anticuerpos. Además, este enfoque se adaptó para visualizar las modificaciones postraduccionales (PTM) en embriones vivos, lo que permitió detectar cambios temporales en los patrones de fosforilación de tirosina durante la embriogénesis temprana y reveló una nueva subpoblación de fosfotirosina (p-Tyr) debajo de las membranas apicales. Este enfoque puede modificarse para adaptarse a otros anticuerpos específicos de proteínas, específicos de etiquetas o específicos de PTM y debe ser compatible con otros organismos o líneas celulares modelo susceptibles de inyección. Este protocolo abre nuevas posibilidades para la obtención de imágenes en vivo de proteínas de baja abundancia o PTM que antes eran difíciles de detectar con los métodos tradicionales de marcado fluorescente.

Introduction

La inmunofluorescencia es una técnica fundamental de la biología celular moderna desarrollada originalmente por Albert Coons, que permite la detección de moléculas en sus compartimentos celulares nativos y la caracterización de las composiciones moleculares de orgánulos o maquinarias subcelulares1. Junto con las manipulaciones genéticas, la inmunofluorescencia ayuda a establecer el concepto ahora bien aceptado de que la localización de proteínas es esencial parasu función. Aparte de los anticuerpos primarios específicos y los colorantes fluorescentes brillantes, el éxito de esta técnica se basa en un proceso preliminar llamado fijación y permeabilización, que preserva las morfologías celulares, inmoviliza los antígenos y aumenta la accesibilidad de los anticuerpos a los compartimentos intracelulares. Inevitablemente, el proceso de fijación y permeabilización mataría a las células y terminaría con todos los procesos biológicos3. Por lo tanto, la inmunofluorescencia solo proporciona instantáneas del viaje de la vida de las proteínas. Sin embargo, muchos procesos biológicos, como la migración y la división celular, son de naturaleza dinámica, lo que requiere la investigación del comportamiento de las proteínas de una manera resuelta espacio-temporalmente 4,5.

Para examinar la dinámica de las proteínas en los organismos vivos, se han desarrollado métodos de imagen en vivo basados en proteínas fluorescentes codificadas genéticamente, como la proteína fluorescente verde (GFP)6 y microscopios confocales de alta velocidad. Brevemente, la proteína de interés puede ser manipulada genéticamente para ser fusionada con GFP7, y luego expresada ectópicamente a partir de promotores virales o de levaduras como el citomegalovirus (CMV)8 o la secuencia de activación ascendente (UAS)9. Debido a que la GFP es de naturaleza autofluorescente, no se requieren anticuerpos acoplados a fluoróforos para revelar la localización de las proteínas diana, lo que evita la necesidad de procesos preliminares de fijación o permeabilización. A lo largo de las últimas dos décadas, se han desarrollado etiquetas fluorescentes que abarcan todo el espectro de longitudes de onda10, lo que permite obtener imágenes en vivo multicolor de varias proteínas diana al mismo tiempo. Sin embargo, en comparación con los colorantes fluorescentes de ingeniería química como AlexaFluor o ATTO, la autofluorescencia de estas proteínas fluorescentes codificadas genéticamente es relativamente débil e inestable cuando se expresa a partir de promotores endógenos, especialmente durante la obtención de imágenes en vivo en escalas de tiempo más largas10. Si bien este déficit puede mitigarse mediante la sobreexpresión de proteínas diana marcadas con fluorescencia, muchas con actividades enzimáticas como quinasas y fosfatasas interrumpen gravemente los procesos biológicos normales si no se expresan a niveles fisiológicos.

Este protocolo presenta un método que permite la iluminación de dianas basada en anticuerpos fotoestables en una configuración de imagen en vivo, lo que esencialmente permite la inmunofluorescencia sin el proceso de fijación o permeabilización (Figura 1). A través de una simple reacción de amina primaria basada en NHS11, se pueden conjugar colorantes fluorescentes como AlexaFluor 488 o 594 con esencialmente cualquier anticuerpo primario o GFP/HA/Mycnanobody 12. Aprovechando una característica del desarrollo de que todas las células embrionarias de Drosophila comparten un citoplasma común durante la etapa13 de sincitio, se puede lograr la unión al antígeno y la iluminación en embriones enteros después de la inyección de anticuerpos conjugados con colorante. Con la expansión de las bibliotecas de proteínas marcadas endógenamente disponibles en Drosophila y otros sistemas modelo14, este método puede ampliar potencialmente las aplicaciones de estas bibliotecas al revelar la dinámica de las proteínas marcadas con fluorescencia de baja abundancia y otras proteínas marcadas con fluorescencia (marcadas con HA/Myc) en tejidos vivos.

Protocol

Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices y la aprobación de la Facultad de Ciencias de la Vida de la Universidad SUSTech. El organismo utilizado es Drosophila melanogaster, y los genotipos son Notch-Knockin-GFP (Cromosoma X) y Sqh-sqh-GFP (Cromosoma II), generosamente proporcionados por los laboratorios del Dr. François Schweisguth (Instituto Pasteur) y la Dra. Jennifer Zallen (Instituto Sloan Kettering), respectivamente. Si bien este protocolo se centra principalmente en aspectos del…

Representative Results

Para demostrar las ventajas del método de inyección de anticuerpos sobre las imágenes vivas basadas en marcadores fluorescentes o la inmunofluorescencia, se proporcionan dos estudios de caso que caracterizan la localización dinámica de un receptor transmembrana de baja abundancia, Notch, y un tipo de modificación postraduccional llamada fosforilación de tirosina en embriones vivos. La actividad de señalización de Notch juega un papel importante en la determinación del destino celular…

Discussion

Este procedimiento presentado describe el método especializado de marcaje de fluorescencia con anticuerpos personalizados y la posterior inyección en embriones de Drosophila en etapa temprana. Esta técnica facilita la visualización en tiempo real de proteínas o modificaciones postraduccionales que existen en pequeñas cantidades y que suelen ser difíciles de observar a través de los métodos convencionales de marcado GFP/mCherry.

Se debe tener precaución al extender este méto…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nos gustaría agradecer a la Dra. Jennifer A. Zallen por proporcionar la línea Sqh-GFP Drosophila y el apoyo para el desarrollo inicial de esta técnica, y al Dr. Francois Schweisguth por proporcionar la línea Notch-GFP Drosophila . Este trabajo contó con el apoyo financiero de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (32270809) para H.H.Yu, el generoso apoyo financiero y de personal de la Escuela de Ciencias de la Vida, SUSTech, y el financiamiento a Y. Yan de la Comisión de Innovación Científica y Tecnológica de Shenzhen/JCYJ20200109140201722.

Materials

Agarose Sangon Biotech  A620014 
Alexa Fluor 594 Antibody Labeling Kit Invitrogen  A20185 Purification column from step 1.6 is included in this kit
Biological Microscope SOPTOP EX20 Eyepiece lens: PL 10X/20. Objective lens: 10x/0.25
Bleach Clorox®
Borosilicate Glass Capillaries World Precision Instruments TW100F-4
Centrifuge Eppendorf 5245
Cell Strainer FALCON 352350
Desiccation chamber  LOCK&LOCK HSM8200 320ml
Dissecting Microscope Mshot MZ62 Eyepiece lens: WF10X/22mm.
Double-sided Tape Scotch 665
Fine Super Tweezer VETUS ST-14
Fisherbrand™ Cover Glasses: Rectangles Fisherbrand 12-545F
Fisherbrand™ Superfrost™ Plus Microscope Slides Fisherbrand 12-550-15
Forcep VETUS 33A-SA
Halocarbon oil 27 Sigma-Aldrich H8773-100ML
Halocarbon oil 700 Sigma-Aldrich H8898-100ML
Heptane Sigma-Aldrich H2198-1L Heptane glue is made of double-sided tape immersed in heptane
Dehydration reagent  TOKAI 1-7315-01 Fill to 90% volume of the dessication chamber
Manual Micromanipulator World Precision Instruments M3301R
Micropipette puller World Precision Instruments PUL-1000 Procedure: step 1, Heat: 290, Force:300, Distance:1.00, Delay:50.
Step 2, Heat: 290, Force:300, Distance:2.21, Delay:50 
Pneumatic picopump World Precision Instruments PV 830 Eject: 20 psi;  Range: 100ms; Duration: timed
PY20 Santa Cruz SC-508
Square petri dishes Biosharp BS-100-SD
GFP nanobody Chromotek gt

References

  1. Coons, A. H. The beginnings of immunofluorescence. Journal of Immunology (Baltimore, Md). 87, 499-503 (1961).
  2. Arthur, G., et al. Harnessing the power of the antibody. The Lancet Respiratory Medicine. 4 (3), 181-182 (2016).
  3. Im, K., Mareninov, S., Diaz, M. F. P., Yong, W. H. Biobanking, methods and protocols. Methods in Molecular Biology. 1897, 299-311 (2018).
  4. Ragkousi, K., Gibson, M. C. Epithelial integrity and cell division: Concerted cell cycle control. Cell Cycle. 17 (4), 399-400 (2018).
  5. Herszterg, S., Leibfried, A., Bosveld, F., Martin, C., Bellaiche, Y. Interplay between the dividing cell and its neighbors regulates adherens junction formation during cytokinesis in epithelial tissue. Developmental Cell. 24 (3), 256-270 (2013).
  6. Shimomura, O., Johnson, F. H., Saiga, Y. Extraction, purification and properties of aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, aequorea. Journal of Cellular and Comparative Physiology. 59 (3), 223-239 (1962).
  7. Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science. 263 (5148), 802-805 (1994).
  8. Boshart, M., et al. A very strong enhancer is located upstream of an immediate early gene of human cytomegalovirus. Cell. 41 (2), 521-530 (1985).
  9. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  10. Rodriguez, E. A., et al. The growing and glowing toolbox of fluorescent and photoactive proteins. Trends in Biochemical Sciences. 42 (2), 111-129 (2016).
  11. Berg, E. A., Fishman, J. B. Labeling antibodies using N -Hydroxysuccinimide (NHS)-fluorescein. Cold Spring Harbor Protocols. 2019 (3), (2019).
  12. Saerens, D., et al. Identification of a universal VHH framework to graft non-canonical antigen-binding loops of camel single-domain antibodies. Journal of Molecular Biology. 352 (3), 597-607 (2005).
  13. Loncar, D., Singer, S. J. Cell membrane formation during the cellularization of the syncytial blastoderm of Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (6), 2199-2203 (1995).
  14. Lye, C. M., Naylor, H. W., Sanson, B. Subcellular localisations of the CPTI collection of YFP-tagged proteins in Drosophila embryos. Development. 141 (20), 4006-4017 (2014).
  15. Iordanou, E., Chandran, R. R., Blackstone, N., Jiang, L. RNAi interference by dsRNA injection into Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. 50, e2477 (2011).
  16. Figard, L., Sokac, A. M. Imaging cell shape change in living Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. 49, e2503 (2011).
  17. Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. The embryonic development of Drosophila melanogaster. , 9-102 (1997).
  18. Ho, D. M., Artavanis-Tsakonas, S. The Notch-mediated proliferation circuitry. Current Topics in Developmental Biology. 116, 17-33 (2016).
  19. Kopan, R., Ilagan, X. G., Ma, The canonical Notch signaling pathway: unfolding the activation mechanism. Cell. 137 (2), 216-233 (2009).
  20. Fehon, R. G., et al. Molecular interactions between the protein products of the neurogenic loci Notch and Delta, two EGF-homologous genes in Drosophila. Cell. 61 (3), 523-534 (1990).
  21. Struhl, G., Greenwald, I. Presenilin is required for activity and nuclear access of Notch in Drosophila. Nature. 398 (6727), 522-525 (1999).
  22. Henrique, D., Schweisguth, F. Mechanisms of Notch signaling: a simple logic deployed in time and space. Development. 146 (3), dev172148 (2019).
  23. Trylinski, M., Mazouni, K., Schweisguth, F. Intra-lineage fate decisions involve of notch receptors basal to the midbody in drosophila sensory organ precursor cells. Current Biology. 27 (15), 2239.e3-2247.e3 (2017).
  24. Hunter, T. Protein kinases and phosphatases: The Yin and Yang of protein phosphorylation and signaling. Cell. 80 (2), 225-236 (1995).
  25. Glenney, J. R., Zokas, L., Kamps, M. P. Monoclonal antibodies to phosphotyrosine. Journal of Immunological Methods. 109 (2), 277-285 (1988).
  26. Hunter, T., Cooper, J. A. Epidermal growth factor induces rapid tyrosine phosphorylation of proteins in A431 human tumor cells. Cell. 24 (3), 741-752 (1981).
  27. Yu, H. H., Zallen, J. A. Abl and Canoe/Afadin mediate mechanotransduction at tricellular junctions. Science. 370 (6520), eaba5528 (2020).
  28. Martin, A. C., Kaschube, M., Wieschaus, E. F. Pulsed contractions of an actin–myosin network drive apical constriction. Nature. 457 (7228), 495-499 (2009).

Play Video

Cite This Article
Zheng, Q., Xiang, X., Yan, Y., Yu, H. H. Visualizing Low-Abundance Proteins and Post-Translational Modifications in Living Drosophila Embryos via Fluorescent Antibody Injection. J. Vis. Exp. (203), e66080, doi:10.3791/66080 (2024).

View Video