Embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (MCAO) pour AVC ischémique avec homologues caillots sanguins chez les rats

L’objectif global de cette procédure est de développer un modèle d’AVC embolique chez le rat. Ceci est accompli en ligaturant d’abord l’artère carotide commune temporairement avec un nœud coulant et l’artère carotide externe aussi serrée que possible. Placez ensuite une suture lâche autour de l’ECA au-dessus de la bifurcation.

La deuxième étape consiste à isoler l’artère palatine tego et l’artère carotide interne et à les ligaturer temporairement avec des nœuds coulants. Ensuite, découpez un petit trou dans l’ECA entre les ligatures serrées et lâches. Ensuite, le tube P 50 modifié contenant un caillot sanguin est introduit dans l’ECA.

Ensuite, le cathéter est inversé dans l’ICA et le tube est doucement avancé jusqu’à ce que l’extrémité du cathéter atteigne l’origine du MCA. La dernière étape consiste à injecter le caillot sanguin à travers le cathéter avec une solution saline, puis à retirer le cathéter de l’ECA cinq minutes plus tard. En fin de compte, 24 heures après l’AVC, la coloration TTC est utilisée pour montrer les zones d’infarctus dans les tranches de cerveau.

Le principal avantage de cette technique, notre modèle d’AVC existant, comme le modèle MC, est que ce modèle d’AVC embolique imite étroitement l’homme est l’AVC et l’utilisation, adapté à l’étude préalable de la thérapie SLI pour l’AVC ischémique, démontrant que la procédure sera une défaillance du port Dr.A de mon laboratoire. Dr.Gene a plus de 10 ans d’expérience dans la réalisation de modèles de circuit rouge. La démonstration visuelle de cette méthode est une étape critique est la difficulté de nommer.

Pour préparer le tube PE 50, ramollissez et étirez progressivement un tube PE 50 de 30 centimètres de long au-dessus d’un feu de gaz. Sélectionnez un point sur le tube extensible à l’aide d’un pied à coulisse numérique. Ensuite, coupez-le en un segment de 25 centimètres de long avec une pointe d’un centimètre de long et un diamètre extérieur compris entre 0,30 et 0,34 millimètre.

Ensuite, prélevez le sang de l’artère fémorale d’un rat anesthésié avec un tube PE 50 de 20 centimètres de long. Placez le tube à température ambiante pendant deux heures pour que le sang coagule. Conservez ensuite le tube pendant 22 heures à quatre degrés Celsius.

Coupez le tube PE 50 en segments de 50 millimètres et rincez le caillot du tube dans une boîte de Pétri stérile contenant une solution saline normale. Transférez le caillot de 50 millimètres de long dans un tube PE 10 de 60 millimètres de long. Connectez ensuite chaque extrémité du tube PE 10 à un tube PE 50 de 20 centimètres de long, qui est relié à une seringue d’un millilitre contenant une solution saline normale avec une aiguille de calibre 23 pour retirer les cellules sanguines sans perturber le noyau de fibrine, déplacez le caillot d’une seringue à l’autre et vice versa en continu pendant cinq minutes après cela, coupez le caillot en un segment de 40 millimètres de long et transférez-le dans un cathéter PE 50 modifié.

Dans cette procédure, stérilisez tous les outils chirurgicaux par autoclave et désinfectez la table d’opération et le matériel chirurgical associé avec de l’éthanol à 70 %. Ensuite, anesthésie le rat avec de l’isofluor et assure-toi de la profondeur de l’anesthésie en effectuant un pincement des orteils sur les pattes arrière. Appliquez une petite quantité de pommade sur les yeux pour prévenir le dessèchement.

Placez ensuite le rat en position couchée sur un coussin chauffant. Après cela, rasez la fourrure sur la région ventrale du cou avec la tondeuse électrique pour désinfecter la peau et la fourrure environnante avec 70 % d’éthanol. Insérez une sonde rectale et maintenez la température corporelle à environ 37 degrés Celsius à l’aide d’une unité de contrôle de couverture homéothématique.

Ensuite, sous un microscope à dissection, faites une incision médiane de deux centimètres de long sur le cou. Utilisez les écarteurs pour exposer le champ opératoire. Disséquez le CCA sans endommager le nerf vague, et placez une suture stérile en soie cinq zéros sous l’artère.

Faites un nœud coulant et tirez la suture vers le corps. Ensuite, disséquez l’ECA et ses deux branches, l’OA et le STA coagulent les deux branches à l’aide d’une unité électrochirurgicale vétérinaire, puis placez deux morceaux de suture stérile à six zéros sous l’ECA, séparez les deux sutures en soie placées sous l’artère, une pièce vers la tête et l’autre vers le corps. Attachez une ligature serrée du côté le plus proche de la tête.

Saisissez la suture de soie avec de petits hémostatiques et tirez vers la tête. Préparez un nœud lâche avec l’autre suture en soie pour une utilisation ultérieure. Maintenant, disséquez l’ICA et le PPA des nerfs environnants sans endommager le nerf vagal.

Attachez le PPA avec une suture à six zéro. Faites ensuite un nœud coulant autour de l’ICA ou coupez l’ICA à l’aide d’un clip microvasculaire. Ensuite, découpez un petit trou dans l’ECA entre les ligatures serrées et lâches avec des ciseaux à ressort de style vénitien.

Insérez le tube PE 50 modifié contenant le caillot sanguin dans l’incision et avancez jusqu’à la bifurcation de l’ACC. Serrez la ligature lâche autour de la lumière juste assez pour préserver en toute sécurité la mobilité du tube à demeure. Coupez ensuite l’ECA à l’endroit du petit trou pour libérer la souche.

Positionnez la souche sous la bifurcation de l’ECA et de l’ICA. Cela permettra au tube modifié de glisser facilement dans l’ICA. Ouvrez l’ICA et faites avancer doucement le tube de la lumière de l’ECA dans l’ICA jusqu’à ce que l’extrémité du cathéter atteigne l’origine de l’ACM.

Injectez maintenant le caillot à travers le cathéter P 50 modifié avec 10 microlitres de solution saline pendant 10 secondes à l’aide d’une seringue Hamilton de 100 microlitres. Cinq minutes plus tard, retirez le cathéter de l’ECA, attachez l’ECA et rouvrez l’ECA par la suite, suturez l’incision sur le cou. Dans cette procédure, faites une incision médiane de 1,2 centimètre de long dans le cuir chevelu d’un rat anesthésié pour exposer l’os du crâne.

Percez ensuite, un trou de fraise de 1,5 millimètre de diamètre situé à deux millimètres en arrière et à cinq millimètres latéralement de la bgma à l’aide d’une meule sphérique en acier inoxydable de 0,7 millimètre. Placez la sonde à 0,5 millimètre au-dessus de la surface de la dure-mère. Mesurez le RCBF à l’aide d’un débitmètre sanguin à 0, 5, 15, 30, 60, 90 et 120 minutes après l’embolisation, deux heures après l’embolisation.

Traitez le rat avec TPA et surveillez continuellement le flux sanguin à 5, 15, 30, 45 et 60 minutes après le traitement TPA après la chirurgie, injectez 2,5 millilitres de solution saline dans l’animal par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et injectez Bren à 0,05 milligramme par kilogramme par voie sous-cutanée immédiatement après la chirurgie et toutes les six à 12 heures au besoin pour soulager la douleur. Arrêtez l’anesthésie au fluorure. Placez le rat dans une chambre de récupération vétérinaire à 37 degrés Celsius et continuez à le surveiller.

Après environ 10 minutes, placez l’animal dans une cage stérilisée avec de la nourriture humide dans une boîte de Pétri avant de remettre la cage dans la salle de stérilisation des animaux. Deux heures après l’embolisation, le score neurologique est évalué à l’aide du score BESON. Les rats ne présentant aucun déficit sont exclus de l’étude ultérieure.

Cette figure montre la mesure du RCBF à l’aide d’un débitmètre laser Doppler. L’injection de caillot a entraîné une réduction de plus de 70 % du RCBF de la valeur de référence. Traitement TPA deux heures après le caillot pendant 30 minutes restauré.

RCBF près de la ligne de fond. Voici les photos représentatives montrant les caillots sanguins à l’origine de l’ACM et une AC 24 heures après l’AVC. Et ce sont les images représentatives des tranches de cerveau colorées par la TTC.

24 heures après l’AVC Une fois maîtrisé Cette technique doit être réalisée en 30 minutes.