Summary
L'insuffisance respiratoire est la principale cause de décès suite à une blessure de la moelle épinière cervicale. Avoir un modèle animal pré-clinique reproductible, quantifiable et fiable de l'insuffisance respiratoire provoquée par une blessure cervicale partielle aidera à comprendre la neuroplasticité respiratoire et non respiratoire ultérieure et permettra de tester des stratégies de réparation putatifs.
Abstract
Une lésion de la moelle épinière cervicale induit une paralysie permanente, et conduit souvent à une détresse respiratoire. À ce jour, aucun thérapeutiques efficaces ont été développées pour améliorer / améliorer l'insuffisance respiratoire suite à une blessure cervicale haute de la moelle épinière (SCI). Ici, nous proposons un modèle pré-clinique murin de haute SCI au col de l'utérus 2 (C2) niveau métamérique à étudier divers neuroplasticité respiratoire post-lésionnelle. La technique consiste en une lésion chirurgicale partielle au niveau de C2, qui va induire une hémiparalysie de la membrane due à une désafférentation des motoneurones phréniques des centres respiratoires situés dans le tronc cérébral. Le côté opposé de la blessure reste intacte et permet la récupération des animaux. Contrairement à d'autres SIC qui affectent la fonction locomotrice (au niveau thoracique et lombaire), la fonction respiratoire ne nécessite pas la motivation de l'animal et la quantification du déficit / récupération peut être facilement réalisée (diaphragme et l'enregistrement du nerf phréniques, la ventilation du corps entier). Ce modèle C2 SCI pré-clinique est un modèle pré-clinique puissant, utile et fiable pour étudier divers événements de neuroplasticité respiratoires et non respiratoires à différents niveaux (moléculaires à la physiologie) et de tester différentes stratégies thérapeutiques putatifs qui pourrait améliorer la respiration en patients blessés médullaires.
Introduction
Traumatisme de la moelle épinière est une blessure courante observée dans la population humaine avec des incidences dramatiques, comme une paralysie permanente. Cependant, la gravité de la blessure est fonction du niveau et de l'étendue du traumatisme initial. L'insuffisance respiratoire est la principale cause de mortalité à la suite du col des blessures de la moelle épinière supérieure (SCI) 1. Actuellement, le seul traitement thérapeutique consiste à placer le patient sous assistance ventilatoire. Depuis quelques patients peuvent être sevrés de l'assistance ventilatoire 2, en raison de la récupération spontanée qui se produit avec un retard post-lésionnelle, la nécessité de développer de nouvelles thérapies non invasives novatrices est urgent 3. Avoir un bon modèle pré-clinique normalisée pour étudier l'effet d'une SCI col de l'utérus sur l'insuffisance respiratoire et donc d'étudier l'application de stratégies thérapeutiques putatifs, est essentiel.
Dans cet article technique, nous décrivons un modèle pré-clinique de murin spécifique of insuffisance respiratoire induite par une SCI partielle du col au niveau de C2. Ce modèle est actuellement utilisé par plusieurs laboratoires dans le monde (pour avis: 4-13). Cependant, de légères différences dans la procédure chirurgicale peuvent être observées entre les différents enquêteurs pour générer ce modèle murin de lésion cervicale particulier. L'effet d'une SCI C2 sur le débit respiratoire a été décrite pour la première en 1895 par Porter 14. Une hémi col de l'utérus induit une désafférentation des motoneurones phréniques de leur entraînement central (situé dans le rVRG dans le tronc cérébral, la figure 1A) sur le côté ipsilatéral de blessures, conduisant à une activité du nerf phrénique silence et la paralysie du diaphragme ultérieure. Le côté opposé reste intact et permet à l'animal de survivre. Contrairement différent SCI situé dans un segment vertébral inférieur (par exemple une blessure contusive au niveau de C4 15), l'intégrité du noyau du motoneurone phrénique sur les deux côtés est préservée. Après une cervblessures C2 ical, une activité spontanée peut être observée sur le côté ipsilatéral (phrénique et le diaphragme) en raison d'une activation de contralatérales voies synaptiques silencieuses qui ont traversé la ligne médiane de la moelle au niveau segmentaire C3-C6 (Les voies phrénique croisés, RPC, figure 1B) . L'activation de la RPC, qui est, par définition, un hemisection C2 combiné avec un phrenicotomy controlatéral qui induisent une reprise ipsilatérale du nerf phrénique partielle, peut se produire de plusieurs heures à plusieurs semaines après la lésion 16-18. L'effet bénéfique réel de cette voie RPC sur la reprise respiratoire est limitée 19 et une enquête plus approfondie et le traitement doit être développé pour améliorer l'ampleur de la restauration spontanée 3.
Ce protocole fournit un type puissant modèle murin pré-clinique pour étudier respiratoire plasticité post-lésionnelle à différents niveaux (physiologie respiratoire de motoneurones pré et phrénique, interneurones, moléculaire et cellular, la locomotion de l'aile avant, par exemple) ainsi que d'un modèle pour tester des stratégies thérapeutiques invasives et non-invasives visant à améliorer les voies respiratoires et la récupération locomotrice après une lésion cervicale C2 partielle de la moelle épinière.
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Protocol
Ce protocole a été approuvé par le comité d'éthique de la chaise RBUCE-UP d'excellence (Université de Paris Sud, accord de subvention n ° 246556) et l'Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines.
1. Préparation des instruments chirurgicaux stérilisés
- Nettoyer les instruments chirurgicaux avec détergent de laboratoire.
- Autoclave les instruments avant la chirurgie.
- Dans une session chirurgicale, stériliser les outils en plaçant les pointes dans un stérilisateur à billes à chaud pendant 10 minutes à 180 ° C entre deux interventions chirurgicales.
2. Préparation des médicaments
- Préparer 2 x 1 ml seringues pour les médicaments pré-anesthésique cocktail et post-opératoires médicaments.
- Selon le poids du rat, préparer une seringue à médicaments pré-anesthésique: Carprofen (5 mg / kg), la buprénorphine (50 ug / kg), Baytril (5 mg / kg) et de dexmédétomidine (0,5 mg / kg). Compléter le volume à 1 ml avec Ringer lactate.
- Préparez à l'une autre seringue pour l'inversion des médicaments pré-anesthésique: atipamézole (500 ug / kg).
3. Anesthésie du Rat
- Administrer par voie sous cutanée à l'animal la solution de médicaments pré-anesthésiques décrites à l'étape 2.2. Ensuite, mettez le dos de l'animal en cage et attendre jusqu'à ce que l'effet sédatif apparaît.
- Placez le rat dans une chambre fermée remplie de 5% d'isoflurane dans 100% O 2, et attendre jusqu'à ce que le rythme respiratoire ralentit (environ 30 secondes). Ensuite, retirez le rat de la chambre et le placer sur la table de l'intubation.
4. Orotrachéale intubation
- Allongez l'animal sur son dos, puis fixer la tête en plaçant une sangle attachée à ses dents de devant à la table.
- Avec une lumière de fibre optique, la lumière l'espace thoracique. Ensuite, placez un laryngoscope (ou une coutume fait un, Jou et al. 20 pour plus de détails) dans la bouche de l'animal. Visualiser les cordes vocales.
- Glissée et placer un guide orotrachéal dans la trachée (entre les cordes vocales). Faites glisser le tube orotrachéal (16 G de taille de cathéter) sur le guide.
- Retirer le guide et vérifier avec un miroir laryngé placé à l'extrémité du tube oro-trachéale pour la présence d'humidité, ce qui confirme la position appropriée du tube dans la trachée et non dans l'œsophage.
- Connectez le tuyau à un ventilateur de rongeur (683 rongeur ventilateur, Harvard Apparatus) et ajuster la concentration d'isoflurane à 2% (100% O 2).
- Fixer le tube orotrachéal avec du ruban adhésif chirurgical.
5. Chirurgie rachidienne
- Placer l'animal en décubitus ventral sur une plaque chauffée chirurgical, avec le nez pointant à un angle de 90 ° pour le chirurgien. Maintenir la température du corps d'environ 37,5 ° C pendant toute la chirurgie.
- Raser les cheveux avec une tondeuse entre les omoplates et enlever les poils avec de la gaze.
- Nettoyer la peau avec de la bétadine, puis avec 70% d'alcool. Répétez cette étape 3x.
- Une pincée de pointe est effectuée avant début de la chirurgie pour assurer une profondeur d'anesthésie adéquate. Ensuite, effectuer une incision de la peau rostro-caudale latérale avec des ciseaux entre les omoplates.
- Couper le acromiotrapezius muscle rostro-caudale en suivant le tendon d'éviter tout saignement. Puis dissocier le muscle rhomboïde pour accéder aux muscles de SpinaliS (autour de la vertèbre).
- Rétracter le muscle épineux de C1 à C3 vertèbre. La vertèbre C2 est l'une d'une apophyse proéminent.
- Nettoyez le muscle autour de la partie dorsale de la vertèbre en utilisant des cotons-tiges stériles.
- Commencer à retirer soigneusement l'apophyse de C2 avec un rongeur. Ensuite, continuer méticuleusement jusqu'à la moelle épinière dorsale est exposé. Assurez-vous que la laminectomie est une laminectomie dorsale hémi. Prêtez une attention particulière à la dure qui entoure la moelle épinière, et les artères à proximité de cette zone.
- Avec # 55 pince, disséquer rostro-caudale la dure long C2, à côté de continuer latéralement de chaque côté rostral et caudal.
- Éponger le liquide céphalo-rachidien.
- Faire une coupe latérale sous la dorsale cervicale nombre de racines 2 avec les microciseaux. Vérifier avec un micro scalpel que l'étendue de la lésion est suffisamment proche pour atteindre la ligne médiane de la moelle épinière (voir la figure 2A pour une vue dorsale de la blessure). Si non, alors une autre coupe pourrait être faite pour compléter la blessure. En cas de saignement, utiliser des cotons-tiges stériles. Attention de ne pas aller du côté opposé, sinon, l'animal ne sera pas récupérer de la blessure et aura une insuffisance respiratoire.
- Suturer les muscles comme une couche protectrice et suturer la peau. Nettoyer la plaie avec de la gaze stérile Betadine saturé.
- Tournez-off le vaporisateur isoflurane et injecter les médicaments d'inversion (Atipamézole [500 ug / kg, im]), vérifier la température du corps.
- Quand l'animal commence à respirer contre le ventilateur,débrancher le tube trachéal du ventilateur, puis retirez le tube orotrachéal. Placez l'animal dans une cage chauffée pour la récupération.
6. Soins post-opératoire
Après la chirurgie, les animaux sont surveillés en permanence pour assurer le meilleur environnement possible pour la récupération. Antibiotiques (Baytril, 5 mg / kg), anti-inflammatoire (Carprofen, 5 mg / kg) et la buprénorphine (50 ug / kg) médicaments sont donnés toutes les 12 h pour les 2 premiers jours post-opératoires pour prévenir les infections et réduire l'apparition de la douleur post-opératoire. Les rats ont accès ad libitum à la nourriture et de l'eau douce (ou de l'eau gélifiée pour le 1er jour post-opératoire). Fluides sous-cutanés peuvent être utilisés pour prévenir la déshydratation sur les premiers jours post-opératoires. Le poids corporel et la consommation de nourriture sont contrôlés tous les jours. Leur environnement est enrichi tout au long de l'expérience et du temps post-traumatique (double logement, des tubes dans leurs cages).
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Representative Results
Ampleur de la blessure
Le succès et la reproductibilité de ce modèle expérimental particulier dépendent de l'expérience de chaque manipulateur / chirurgien. La quantité suivante de récupération respiratoire (activité du nerf phrénique et le diaphragme d'activité) à la suite d'une blessure de C2 est en corrélation avec le restant ventrolatérale épargné substance blanche 21. Depuis la blessure est "fait main" et nécessite une certaine pratique du chirurgien, la mesure de chaque blessure doit être vérifiée par des techniques histologiques (fixation du tissu avec du paraformaldéhyde 4%, le tranchage de tissus congelés, violet de crésyl coloration) pour déterminer la taille exacte un tissu endommagé d'(figure 2B).
Les enregistrements électrophysiologiques
Suite à une SCI C2, l'activité du nerf phrénique homolatérale est aboli (figure 3A, voir Vinit et al. 17pour la méthodologie). L'activité du nerf phrénique controlatéral n'est pas affectée par la lésion et permet la survie des animaux (Figure 3B). 7 jours après la blessure, une légère activité peut être enregistrée sur le côté ipsilatéral de certains animaux, principalement en raison de la RPC qui a traversé la ligne médiane du côté controlatéral (figure 3A et 3B). Des résultats similaires peuvent être observées sur l'activité de la membrane (Figure 3C et 3D), avec une légère activité après 7 jours après la lésion sur le côté ipsilatéral (figure 3C). Cette activité est renforcée sur post-traumatique de temps et peut être observée chez tous les animaux après quelques mois (non représenté).
Figure 1. Vue schématique de l'anatomie des voies respiratoires chez le rat.A) Vue latérale de l'organisation d'inspiration principale, avec les pré-motoneurones phréniques situés dans le rVRG (tronc cérébral) et les motoneurones phréniques situés dans le noyau phrénique (C3 à C6), qui projettent leurs axones vers le diaphragme. B) dorsale schématique vue de l'effet d'une blessure partielle C2 sur les voies descendantes respiratoires. A noter la présence des voies phrénique croisés du côté opposé qui traversent la ligne médiane au niveau noyau segmentaire phrénique. Cliquez ici pour agrandir l'image.
Figure 2. Images de la lésion partielle C2 chez le rat. A) image dorsale du site de la chirurgie. La flèche indique le site de l'injUry. Notez l'absence de la vertèbre C2 (partie dorsale). B) de la reconstruction de l'étendue de la blessure C2 (photo de droite, mesure en gris) de section transversale de la moelle épinière (photos de gauche). Barre d'échelle:. 1000 pm Cliquez ici pour agrandir l'image.
Figure 3. Effets physiologiques d'une blessure C2 sur le débit respiratoire. A) Une blessure partielle C2 abolit l'activité du nerf phrénique sur le côté ipsilatéral. Remarque une restauration partielle de l'activité du nerf phrénique homolatérale à 7 jours après la lésion due à la voie franchi phrénique (RPC). B) Une blessure C2 n'affecte pas l'activité du nerf phrénique controlatéral immédiatementet à sept jours après la lésion. C) La blessure partielle C2 abolit l'activité de la membrane ipsilatéral. Une légère activité apparaît à sept jours après la lésion, principalement en raison de l'activité du RPC. La déviation rythmique du signal observé sur le côté ipsilatéral est due à l'enregistrement d'artefact de l'électrocardiogramme. D) la suite d'une lésion de C2, l'activité du diaphragme controlatéral reste la même qu'avant la blessure, et permet à l'animal pour survivre. Cliquer ici pour agrandir l'image.
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Discussion
Les difficultés techniques de Faire la blessure modèle C2
Le modèle murin de blessures C2 est un outil intéressant pour étudier la plasticité synaptique respiratoire post-lésionnelle. Cependant, les étapes nécessaires pour produire un modèle reproductible et fiable sont nombreux et chacun pourraient avoir une incidence sur les résultats de l'étude. Par exemple, au cours du processus d'intubation, un soin extrême doit être pris puisque le tube orotrachéal peut produire une inflammation de la trachée, ce qui peut conduire à des complications diverses telles que l'insuffisance respiratoire obstructive, en plus de l'insuffisance respiratoire initiale en raison de la blessure elle-même . De plus, l'accès à la moelle épinière pendant la procédure de chirurgie peut être critique pour la récupération de l'animal. Toutes les étapes (dissection musculaire / rétraction, dorsale laminectomie, durotomie, la blessure elle-même) doivent être effectuées avec une extrême prudence en raison de la présence de diverses artères autour du site de la chirurgie et dans la moellecordon. Saignements vaste doit être évité depuis la reprise post-chirurgicale pourrait être entravée par la perte de sang, et l'ischémie de la moelle peut se produire, en plus de la blessure.
Un autre rôle important à prendre en compte est la propreté des instruments et de la salle où l'opération est effectuée. En dépit du fait que les antibiotiques sont injectées dans l'animal et un soin extrême sur les conditions de "pseudo-stérile" ont été utilisés au cours de la chirurgie, une infection bactérienne peut se produire un impact et l'ensemble de l'étude prévu pour être exécuté sur ce modèle. Par exemple, l'inflammation systémique induite par l'injection lipopolysaccharide abolira la neuroplasticité respiratoire 22, et pourrait avoir un impact et / ou masquer la neuroplasticité spontanée ultérieure ou l'effet des stratégies de restauration putatifs. La surveillance de la température du corps tout au long de cette procédure pourrait également participer à la réussite de la fabrication de ce modèle expérimental. En effet, l'hypothermie peut agir comme uneuroprotectant de blessures de la moelle épinière et peut provoquer des effets bénéfiques (voir Ahmad et al. 23 à l'examen).
La section du col 2 sur un modèle murin est un modèle drastique en terme de handicap (locomotion). Il est fréquent d'observer une perte de poids, une semaine après la blessure due au fait que l'animal est hémiplégique et éprouve quelques difficultés pour atteindre la nourriture et de l'eau. Une aide appropriée est effectuée par l'opérateur après la chirurgie afin d'assurer que la perte de poids est d'environ 20% du poids initial (alimentation manuelle). Ainsi, le point final de ce modèle est une perte de poids de 30% du poids corporel initial en une semaine. Environ une semaine après la chirurgie, les animaux guérissent lentement une locomotion partielle en leur laissant la possibilité de se nourrir et reprendre du poids (voir Lovett-Bar et al. 24 pour l'étude de la récupération locomotrice).
A la fin de l'étude, étant donné que la blessure est C2 "handmade "par le chirurgien, pour des raisons de reproductibilité et la fiabilité du modèle, l'étendue de chaque blessure doit être reconstruite par des techniques histologiques. En particulier, lorsque la neuroplasticité respiratoire est étudiée, Fuller et al. Ont montré 21 que la quantité de récupération respiratoire suite à une blessure de C2 a été corrélée avec le restant épargnées substance blanche ventrale.
Les avantages d'utiliser un modèle de rat de C2 blessures à étudier neuroplasticité respiratoire post-lésionnelle
Le modèle murin C2 pour étudier la physiologie respiratoire post-lésionnelle et / ou stratégies putatifs pour améliorer / restaurer l'insuffisance respiratoire présente de nombreux avantages car: 1) les rats sont facilement disponibles auprès des éleveurs commerciaux dans le monde entier; 2) en raison de leur petite taille et de courte durée de vie, les conditions environnementales peuvent être surveillés attentivement et strictement contrôlés de la naissance à l'âge adulte; 3) les rats sont devenus le modèle de premier of neurobiologie respiratoire, remplaçant le modèle plus traditionnel, les chats. Par conséquent, de nombreuses données sont disponibles dans la littérature concernant la neuroanatomie de rat, la neurochimie, neurophysiologie et réponses ventilatoires réflexes, fournissant le contexte dans lequel effectuer et interpréter les résultats expérimentaux; 4) la (relativement) faible hétérogénéité génétique entre les souches de rats disponibles dans le commerce permet la réduction du nombre d'animaux nécessaires pour atteindre la puissance statistique, et facilite la comparaison des résultats entre différents laboratoires; 5) les rats ont un taux de mortalité très faible après une lésion de la moelle épinière cervicale qui réduit le nombre d'animaux requis pour pouvoir statistique; 6) les rats ont un taux de récupération de moteur très rapide suite à une lésion de la moelle épinière cervicale (par exemple, contre les chats, les chiens ou les primates). En conséquence, l'utilisation de rats réduit la durée pendant laquelle l'animal a besoin de soins intensifs post-chirurgicale (par exemple, expression de la vessie, de l'administration de fluide, etc), et minimizes animaux, détresse; 7) la différence de la fonction locomotrice, la fonction respiratoire ne nécessite pas la motivation de l'animal et est facilement quantifiable (EMG, nerf phrénique ENG, volume courant diaphragme et la fréquence); 8) un aspect clé est le «phénomène phrénique croisé» (RPC). Ce sujet particulier a une vaste littérature publiée sur des rats comme modèle (voir Goshgarian et al 5,16 pour commentaires.); 9) Les rats et les humains partagent de nombreuses caractéristiques communes dans leur système de contrôle de la respiration, ce qui rend le rat un bon modèle préclinique pour étudier l'insuffisance respiratoire suite à SCI12 col de l'utérus. En outre, un laboratoire a démarré avec succès pour développer une hémisection de C2 sur un modèle de souris 25. Cette approche fournit un grand enthousiasme à propos de l'utilisation future des animaux transgéniques.
Un modèle plus cliniquement pertinente des animaux est une blessure contondante au niveau du col 26-28. Cependant, la reproductibilité de la blessure est inconsistent, principalement en raison de l'emplacement des voies respiratoires descendant et l'impossibilité de faire une contusion étendue (qui va considérablement réduire le taux de survie des animaux). Plus de travail doit être fait sur l'élaboration de modèles contondantes pour déterminer la façon appropriée pour les induire une blessure contondante avec des déficits permanents.
Utilisations pour le C2 blessures modèle murin
Ce modèle C2 SCI est particulièrement pertinent pour l'étude de différents types de plasticité. Par exemple, les changements moléculaires et cellulaires des motoneurones pré-identifiés blessés situés dans le tronc cérébral (rVRG noyau) 29 ainsi que les motoneurones phréniques déafférenté Niveau 30-32 ont été étudiés. Les processus inflammatoires ultérieures 33 et les changements cytoarchitecturales (net périneuronal change 10) ont été étudiées après une SCI C2. Les changements structurels de la colonne vertébrale (d'implication de substitution pa34 thways et la participation des interneurones médullaires 8) ou les changements ultrastructuraux de la plaque diaphragme d'extrémité de moteur 4 aussi participer activement à la restauration spontanée de l'activité respiratoire suite à une SCI C2. Le sujet le plus étudié sur le modèle C2 SCI sont les conséquences physiologiques de la lésion initiale sur l'ensemble du système respiratoire (volume courant, la fréquence chez les animaux non anesthésiés 24) et sa guérison spontanée ultérieure (sur les préparatifs anesthésiés à savoir l'activité du nerf phrénique 17, diaphragme 16,17 activité et, plus récemment, l'activité intercostal 35). Ce modèle murin C2 SCI a également été utilisée pour étudier des membres postérieurs dépréciation et la reprise spontanée ultérieure et la reprise induite suite à une stratégie non-invasive (hypoxies intermittent 24).
Conclusion
Le modèle murin C2 SCI est un puissant unnd utiles pré-clinique modèle pour étudier des voies respiratoires et la neuroplasticité non-respiratoire et de tester différentes stratégies thérapeutiques putatives qui peuvent améliorer la respiration du blessé médullaire.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.
Acknowledgments
Ce travail est soutenu par un financement du programme de l'Union européenne septième cadre (FP7/2007-2013) sous convention de subvention n ° 246556 (projet RBUCE-UP européenne), HandiMedEx attribué par l'Office d'investissement public français. Marcel Bonay a été soutenue par la Chancellerie des Universités de Paris (Legs Poix), le Fonds de Dotation Recherche en Santé Respiratoire, et le Centre d'Assistance Respiratoire à Domicile d'Île de France (CARDIF)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Male Sprague Dawley Rat | Janvier | 225-250 g | |
| Surgical Instruments | |||
| Student Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 91150-20 | |
| Student Standard Pattern Forceps | Fine Science Tool | 91100-12 | |
| Mayo-Stille Scissors | Fine Science Tool | 14013-15 | Curved |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tool | 91500-09 | Straight |
| Spring Scissors - 8 mm Blades | Fine Science Tool | 15025-10 | Straight Blunt/Blunt |
| Friedman Pearson Rongeur | Fine Science Tool | 16121-14 | Curved |
| Dissecting Knife - Fine Tip | Fine Science Tool | 10055-12 | Straight |
| Olsen-Hegar Needle Holder | Fine Science Tool | 12002-14 | Serrated |
| Weitlaner-Locktite Retractor | Fine Science Tool | 17012-11 | 2x3 Blunt |
| Absorbable surgical sutures | Centravet | BYO001 | Suture size 4-0 |
| Equipment | |||
| Hot Bead Steriliser | Fine Science Tool | 18000-45 | |
| Catheter | Centravet | CAT188 | 16 G |
| Laryngoscope | |||
| Guide wire | |||
| Laryngeal mirror | Centravet | MIR011 | |
| Lactated Ringers | Centravet | RIN020 | |
| Syringe | Centravet | ||
| Needle | Centravet | ||
| O2 | Air Liquid | I1001M20R2A001 | |
| 683 RodentT Ventilator 115/230V | Harvard Apparatus | 55-0000 | |
| Stand-Alone Vaporizer | WPI | EZ-155 | |
| Thin line heated bed | WPI | EZ-211 | |
| Air canister | WPI | EZ-258 | |
| Drugs | |||
| Carprofen | Centravet | ||
| Rimadyl | Centravet | RIM011 | |
| Buprenorphine | Centravet | BUP001 | |
| Baytril | Centravet | BAY001 | |
| Dexmedetomidine | Centravet | DEX010 | |
| Atipamezole | Centravet | ANT201 | |
| Betadine solution | Centravet | VET002 | |
| Isoflurane | Centravet | VET066 | |
References
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