Summary
Synthèse et la fabrication de fibres longues électrofilé couvrant une zone de plus grand dépôt par un collecteur nouvellement conçu à partir d'un polymère biodégradable roman nommé poly (glycérol-dodécanoate) (PGD) a été signalé. Les fibres sont capables de soutenir la croissance de cellules dérivées de cellules souches pluripotentes de souris.
Abstract
Pour les applications de génie tissulaire, la préparation d'échafaudages biodégradables et biocompatibles est la tâche la plus souhaitable, mais difficile. Parmi les différents procédés de fabrication, électrofilage est le plus intéressant en raison de sa simplicité et sa polyvalence. En outre, les nanofibres électrofilées imitent la taille de la matrice extracellulaire naturelle assurant un soutien supplémentaire pour la survie et la croissance cellulaire. Cette étude a montré la viabilité de la fabrication de fibres longues couvrant une plus grande surface de dépôt pour un polymère biodégradable et biocompatible roman nommé poly (glycérol-dodécanoate) (DPI) 1 en utilisant un collecteur nouvellement conçu pour électrofilature. DPI présente des propriétés élastiques uniques avec des propriétés mécaniques similaires aux tissus nerveux, il est donc approprié pour des applications de génie tissulaire de neurones. La synthèse et la fabrication mis en place pour la fabrication de matériaux d'échafaudage fibreux était simple, hautement reproductible et peu coûteux. Dans biocompatibilitéles essais, les cellules dérivées de cellules souches embryonnaires de souris pourraient adhérer à et se développer sur les fibres électrofilées de DPI. En résumé, ce protocole fournit un procédé de fabrication polyvalent de fabrication de fibres DPI électrofilé pour soutenir la croissance des cellules de la lignée de cellules souches embryonnaires de souris dérivées de neurones.
Introduction
Électrofilage est l'un des procédés de traitement efficaces pour produire des échafaudages de fibres de taille de micropore de nanomètres. Le principe de base de électrofilature implique un cône de Taylor de la solution qui se tient à l'orifice d'une aiguille par application d'une haute tension entre la pointe de l'aiguille et un collecteur de terre. Lorsque la répulsion électrostatique dans la solution dépasse la tension de surface, un jet de fluide chargé est éjecté hors de la pointe de l'aiguille, se déplace à travers l'air par évaporation de solvant, et est finalement déposé sur le collecteur à la masse. La pompe de seringue fournit un flux continu de solution sortant de la filière et par conséquent des copies multiples des fibres électrofilées peut être fabriqué à l'intérieur d'une courte période de temps. Au cours de sortie de la filière d'arriver au niveau du collecteur, le jet chargé va subir des étirements et fouetter selon un certain nombre de paramètres qui comprennent la viscosité et la tension superficielle de la solution de polymère, les électrostatiques!force de c dans la solution, et l'interaction du champ électrique externe, etc 2.
Dans le procédé d'électrofilage, un collecteur servant de substrat conducteur, où les fibres à micro-nanomètres pourraient être déposées. Dans cette étude, un nouveau type de collecteur de fibres a été conçue pour obtenir des mats de fibres avec la taille souhaitée (longueur x largeur). Traditionnellement, la feuille d'aluminium est utilisée en tant que collecteur, mais il est difficile de transférer les fibres à partir de la surface plane à un autre substrat. La difficulté de la récolte d'une natte de fibres intactes à partir d'un collecteur traditionnel était principalement dû au fait que les fibres électrofilées fixent fermement à la surface du collecteur. Par conséquent, nous avons modifié le collecteur par pliage d'un morceau de feuille d'aluminium en une bande rectangulaire et sa fixation perpendiculairement à une plaque de métal plate. Les fibres électrofilées sont étirées à travers la zone entre l'extrémité de la bande et la plaque métallique, qui peut être facilement transféré à un autre Substrate.
L'intérêt pour les polymères élastomères thermiquement réticulés est en pleine expansion en raison du travail de pionnier du groupe Robert Langer, qui a introduit le poly (glycérol sebacate) (PGS), un polyester qui est analogue au caoutchouc vulcanisé en 2002 3. Similaires à PGS, nous avons développé avec succès poly (glycérol-dodécanoate) (DPI) par condensation thermique de glycérol et l'acide dodécanedioïque et démontré sa propriété unique à mémoire de forme 1. Contrairement rigide matériaux synthétiques poly (hydroxy butyrate) ou poly (L-lactide) (le modules de Young de 250 MPa et 660 MPa respectivement), le DPI présente une propriété élastomère comme du caoutchouc, avec un module de Young de 1,08 MPa lorsque la température est supérieure à 37 ° C, qui est un match serré au nerf périphérique in-situ (0,45 MPa). En outre, le DPI est biodégradable et le temps de dégradation peut être affiné en faisant varier le rapport de glycérol et l'acide dodécanedioïque. Dodécanedioïque est un sous-douze carboneposition avec deux groupes carboxyliques terminaux, HOOC (CH 2) 10 COOH. Acides dicarboxyliques même numérotées comme l'acide sébacique et l'acide dodécanedioïque peuvent être métabolisés en acétyl-CoA et entrez le Krebs (TCA) / (acide citrique) cycle. Le produit métabolique des acides dicarboxyliques, le succinyl-CoA, est un précurseur intermédiaire gluconeogenetic et de cycle TCA 4. Ainsi, certaines études ont suggéré qu'ils pourraient être utilisés en tant que substrat de carburant alternatif pour la nutrition entérale et parentérale, en particulier dans les états pathologiques. En outre, le DPI présente une mémoire de forme unique, car sa température de transition vitreuse est de 31 ° C, donc il montre des propriétés mécaniques distinctes, à température ambiante et à la température corporelle. En somme, le DPI est biodégradable, biocompatible, présentant des propriétés élastiques uniques avec des propriétés mécaniques similaires aux tissus nerveux; Par conséquent, il s'agit d'un matériau approprié pour des applications nerf d'ingénierie tissulaire. Dans ce protocole, la électrofiléfibres longues couvrant une vaste zone de dépôt ont été fabriqués par le collecteur nouvellement conçu de DPI. Les échafaudages de fibres peuvent soutenir la croissance des cellules souches pluripotentes de souris et de la différenciation.
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Protocol
1. Configuration Électrofilage Collector
- Couper la feuille d'aluminium dans une pièce rectangulaire.
- Pliez le morceau rectangulaire dans une bande rectangulaire, et l'attacher perpendiculaire à une plaque de métal plat avec du ruban adhésif (figure 1). Remarque: La taille de la natte de fibre dépend de la longueur et de la largeur de la bande. Ainsi, les dimensions de la bande peut être ajustée selon les besoins.
2. Préparation de la solution polymérique
- Mélanger le glycérol et l'acide dodécanedioïque (DDA) dans un rapport molaire 1:1 dans un bécher à 120 ° C pendant 100 heures pour obtenir un polymère de DPI.
- Dissoudre du poly (oxyde d'éthylène) (PEO) et de la gélatine dans 65% d'éthanol avec un rapport en poids de 1.5:3:95.5 dans un tube de 15 ml, serrer le bouchon et chauffer le mélange dans une étuve à 60 ° C pendant 1 h sous agitation jusqu'à ce qu'il devienne une solution homogène (solution de fond).
- Pour électrofilature, mélanger le polymère de DPI et la solution de base à 04h06 ratio de poids. Remarque: concentration DPI a un big effet sur le diamètre des fibres. 30% -50% pour cent DPI est acceptable pour produire des fibres de plus de 5 cm de diamètre de la fibre a augmenté.
- Ajouter 0,1% de la riboflavine à la solution de polymère et bien mélanger.
3. Électrofilage
- Nourrir la solution de polymère dans une seringue de 5 ml en standard avec un 18 G émoussé aiguille en acier inoxydable.
- Insérer la seringue dans une pompe à seringue.
- Fixer le fil de mise à la terre d'une source de puissance à haute tension à la plaque métallique et le conducteur chargé positivement à l'aiguille.
- Ajuster la distance entre l'aiguille et la bande de feuille d'aluminium à 15 cm.
- Placer la pompe à seringue dans un angle d'environ 15 ° avec l'horizontale pour empêcher l'agrégation des fibres à l'avant de la bande.
- Mettre en marche la pompe à seringue et d'ajuster le débit de la pompe d'écoulement de 0,6 ml / h.
- Mettre en marche la source d'alimentation à haute tension et régler la tension de fonctionnement à 14,6 kV.
4.Traitement de la fibre
- Après la collecte est terminée, exposer le mat de fibres à une lumière UV pendant 60 min pour la réticulation.
- Transférer la nappe fibreuse de la bande de papier d'aluminium pour une boîte de Pétri de 100 mm, et de l'exposer à une lumière UV pendant 20 minutes pour la stérilisation.
- Dans une enceinte de biosécurité, couper la natte en fibres en morceaux ronds de la même taille avec une lame chirurgicale et placer les morceaux dans une plaque de 24 puits.
- Pour la cellule de traitement pré-semis, plonger échantillons de fibres dans 1 ml de tampon phosphate salin (PBS) et incuber à 37 ° C pendant la nuit.
- Le lendemain, aspirer soigneusement PBS, ajouter 1 ml de milieu de différenciation (DMEM/F12, N2, et FGF2) (voir la recette dans le tableau Matériaux) à chaque puits et incuber à 37 ° C pendant 3 heures.
- milieu de différenciation de Aspirer soigneusement, ajouter 0,2 ml de matrigel pour chaque échantillon de fibre et incuber à 37 ° C pendant 30 min. Remarque: La laminine peut également être utilisé pour le revêtement de la fibre. Ajouter 0,2 ml de 20 pg / ml de lamininepour la fibre et incuber à température ambiante pendant 3 heures.
- Retirez délicatement l'excès matrigel de chaque puits. Rincer avec 2 ml de milieu de différenciation fois. Note: Les échantillons de fibres sont prêtes pour la culture cellulaire.
5. Cellule de semis sur fibres
- Ajouter 1 ml d'Accutase à la boîte de culture cellulaire MES et incuber pendant 10 min à 37 ° C.
- Après 10 minutes, les cellules MES sont détachées de la boîte de culture. Ajouter 4 ml de milieu de différenciation de la plaque. Recueillir les cellules MES flottant dans un tube de 15 ml et les cellules de pipette et pour briser colonies (environ 15x).
- Centrifuger à 400 g pendant 5 min et les cellules re-suspension dans 4 ml de milieu de différenciation.
- Compter les cellules en utilisant un hématimètre. Transférer 200 pl de la suspension cellulaire dans un tube de 15 ml et diluer 10 fois avec du milieu de différenciation. Transférer 15 ul de la suspension cellulaire diluée à une chambre sur la hémocytomètre avec une lamelle couvre-objet en place. Compterles cellules de la place centrale de 1 mm et les quatre cases de coins de la hémocytomètre sous le microscope. Note: cellule par ml = le nombre moyen par mètre carré x le facteur de dilution x 10 4
- Placez environ 5 x 10 4 cellules MES sur chaque puits. Déposer lentement la suspension cellulaire sur le milieu des échantillons de fibres, au lieu de glisser sur le côté du puits, pour empêcher la solution de s'écouler hors du tapis de fibres.
- Ajouter 1 ml de milieu de différenciation à chaque puits, et maintenir la plaque dans un incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2, afin de permettre la fixation des cellules, la croissance et la différenciation.
- Aspirer le vieux milieu de chaque puits et les remplacer par 1 ml de milieu de différenciation frais tous les deux jours.
6. Viabilité cellulaire
- Aspirer l'ancien milieu de chaque puits.
- Mélanger 1/10 ème volume de résazurine réactif de fluorescence avec du milieu de culture et ajouter 1 ml dans chaque puits.
- Incubmangé à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 4 heures, à l'abri de la lumière directe.
- Après 4 heures, transférer 100 pl 3x du réactif de chaque puits à une plaque de 96 puits, puis les échantillons sont prêts à être mesurée sur un spectrophotomètre de fluorescence à l'aide des paramètres de filtre 560EX nm/590EM.
7. PCR en temps réel
- Après 14 jours de culture, ajouter un tampon de lyse pour les échantillons et d'isoler l'ARN total à partir des cellules sur des échantillons de fibres.
- Utilisez 4 ul d'ARN total pour synthétiser l'ADNc dans 20 échelles de réaction ul par transcription inverse.
- Préparer le mélange PCR de réaction dans chaque tube optique: 10 pi Master Mix (2x), 0,2 pi colorant, 8 pi d'eau de nucléase libre, 1 ul d'ADNc, et 1 pi amorce (amorces utilisées dans cette étude sont présentés au tableau 1).
- Mettre en place le programme de PCR: a. 95 ° C 02:20 min, 1 cycle b. 95 ° C 3 sec → 60 ° C 1 min, 40 cycles c. 95 ° C 15 sec, 1 cycle d. 60 ° C 1min, 1 cycle e. 95 ° C 15 sec, 1 cycle. Choisissez comparative méthode C T pour déterminer les niveaux d'expression des gènes relative.
- Après PCR est terminée, analyser les résultats PCR en temps réel avec le logiciel StepOne et exporter les résultats au format Excel.
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Representative Results
Les principaux composants de l'électrofilage sont présentés dans la figure 1. Un grand matelas de fibres de taille a été généralement obtenue à travers la bande de feuille d'aluminium perpendiculairement ci-joint et d'une plaque métallique plane. Figure 2 montre la conception de collecteur et le mat de fibres d'électrofilage. La largeur et la longueur peut être ajustée pour différentes applications. La longueur de la fibre à base de polymère de DPI et mélange de la solution de base est de 10 cm. La morphologie des fibres électrofilées est représenté sur la figure 3. Les diamètres des fibres fabriquées à partir de 40% de la concentration DPI sont de l'ordre du micromètre. Des images de microscopie confocale de cellules différenciées dérivées de cellules en culture pendant 3 à 6 jours sur des fibres MES sont représentés sur la Figure 4. Les signaux fluorescents verts sont venus de l'expression au cours de la-protéine fluorescente verte (GFP) dans les cellules. Le résultat de résazurine réactif de fluorescence à la figure 5 montre que les cellules se développent MESn sur la couche de fibres de PGD avec la laminine et le matrigel eu viabilité cellulaire équivalent et a eu une prolifération relativement plus élevé comparé au groupe non revêtu. L'expression des gènes de marqueurs de la pluripotence des cellules neurales et a été quantifiée par PCR en temps réel (Figure 6). La majorité des cellules MES culture sur fibres exprimé l'OCT4 des marqueurs de pluripotence, Nanog et Sox2 tandis que la minorité de cellules exprimé la cellule souche neurale marque PAX6 et Nestin. Après 2 semaines de culture, MES cultivées sur des fibres ont montré une augmentation des niveaux d'expression de marques de cellules neuronales telles que MAP2 et DCX, ainsi que marqueur des oligodendrocytes et Oligo1 marqueur des astrocytes GFAP.
Figure 1. Électrofilage mis en place. La solution polymère est expulsé d'une aiguille émoussée. Une des raisons de la source de haute tension un métal plat plaque unend d'une bande de feuille d'aluminium entre lesquelles des fibres de micro-mètre à nano-sont déposés (en bleu).
Figure 2. Conception de Collecteur et mat de fibres de électrofilées. La largeur et la longueur de la natte de fibres peuvent être facilement changées par réglage de la taille de la bande de feuille d'aluminium. Il n'ya pas de limite pour la largeur du tapis, et les fibres les plus longues peut être jusqu'à 10 cm de long.
Figure 3. Images MEB de électrofilées de DPI et la solution de base 04:06 (p / p). Le diamètre moyen des fibres est d'environ 2 um. Lorsque la concentration diminue DPI à 30%, le diamètre moyen des fibres tombe dans la gamme du nanomètre. Le blancbarre d'échelle représente 10 um.
Figure 4. Des images de microscopie confocale de cellules différenciées MES sur les fibres. Les cellules portant la GFP présentent une fluorescence verte brillante lorsqu'il est exposé à la lumière en bleu de gamme de l'ultraviolet. L'augmentation du nombre de cellules fluorescentes vertes sur Jour 6 indique que les échafaudages de fibres peuvent soutenir l'adhésion et la prolifération cellulaire. La barre d'échelle blanc représente 100 um. (Jour 3 et jour 6).
Figure 5. L'viabilité cellulaire des cellules MES sur les fibres de DPI revêtement avec Matrigel et la laminine à 1, 3, et 5 jours, tel que déterminé par résazurine fluoreréactif de scence. des cellules cultivées sur des fibres non enrobées utilisées comme témoin (p <0,05).
Figure 6. Analyse qRT-PCR de l'expression génique dans des cellules différenciées de MES sur des fibres de DPI. Les marqueurs neuraux cellulaires évidents après 2 semaines ont montré que les cellules de MES sur les échafaudages sont différenciées en cellules neurales.
| mGAPDH-L | AACTTTGGCATTGTGGAAGG |
| mGAPDH-R | ACACATTGGGGGTAGGAACA |
| mOct4-L | CACGAGTGGAAAGCAACTCA |
| mOct4-R | AGATGGTGGTCTGGCTGAAC |
| mNanog-L | AAGTACCTCAGCCTCCAGCA |
| mNanog-R | GTGCTGAGCCCTTCTGAATC |
| mSox2-L | CACAGTTCAGCCCTGAGTGA |
| mSox2-R | AGGCCACAACAACAACAACA |
| mPax6-L | AACAACCTGCCTATGCAACC |
| mPax6-R | ACTTGGACGGGAACTGACAC |
| mNestin-L | CCAGAGCTGGACTGGAACTC |
| mNestin-R | ACCTGCCTCTTTTGGTTCCT |
| mmap2-L | CTTATGGGAATGTGGGATGG |
| mmap2-R | AAAAAGTGGGCCTTGGAACT |
| mDCX-L | ATGCAGTTGTCCCTCCATTC |
| mDCX-R | ATGCCACCAAGTTGTCATCA |
| mOligo1-L | CTTGCTCTCTCCAGCCAAAC |
| mOligo1-R | GCGAGCCTGAAAAACAGAAC |
| mGFAP-L | CACGAACGAGTCCCTAGAGC |
| mGFAP-R | ATGGTGATGCGGTTTTCTTC |
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Discussion
Les limitations de collecteurs simples ou les complexités de collecteurs qui sont actuellement utilisés pour augmenter la restriction électrofilage d'obtention de la longueur désirée et la taille de matelas de fibres pour certaines applications tournant. En outre, le transfert des fibres à partir du collecteur de masse à la boîte de culture ou d'autres substrats est un défi 5. Dans ce rapport, un collecteur nouvellement conçus, fabriqués en attachant une bande de papier d'aluminium pour le collecteur à la terre, a été en mesure d'obtenir de grandes nappes de fibres de taille jusqu'à 10 cm par 20 cm à la fois. Figures 1 et 2 illustrent la configuration schématique conçu pour fabriquer jusqu'à 10 cm de fibres électrofilées longues avec une largeur de tapis contrôlée. Influencé par le champ électrostatique entre la pointe de l'aiguille et un collecteur, les fibres électrofilées ont été étirés à travers la zone située entre la bande de feuille d'aluminium et le collecteur de mise à la terre pour former une nappe de fibres lisses, qui peut être facilement transféré à un autre de lubstrate. fibres électrofilées fournissent des structures fibreuses poreuses qui permettent aux cellules de pont et attachent à fibres multiples dans un environnement réellement en trois dimensions. Les mats de fibres générées par cette étude sont assez grand pour les candidats idéaux pour une large gamme d'applications telles que la cicatrisation et la régénération neuronale faire.
des diamètres de fibre peuvent être ajustées par le contrôle de plusieurs variables du procédé d'électrofilage. Ces variables comprennent la concentration en polymère, la magnitude de la tension appliquée, le taux de délivrance de polymère, la distance de l'aiguille vers le collecteur, etc 8.6. Dans cette étude, les solutions de test, qui se composaient de 50% DPI et 50% BS, 40% DPI et 60% BS, 30% DPI et 70% BS, et 20% DPI et 80% BS, respectivement, ont été préparés pour fabriquer des fibres électrofilées. Les échafaudages fibreux ont été examinés par SEM pour déterminer le diamètre et morphologies des fibres (Figure 3). Comme prévu, les concentrations élevées de DPI produit de plus grands diamètres de fibres électrofilées. En outre, il est essentiel de régler la longueur de la bande en fonction des différentes concentrations de DPI. Une concentration de DPI faible nécessite une longueur de bande plus courte pour assurer la formation des fibres.
De nombreux efforts ont été faits pour explorer la biocompatibilité des échafaudages fibreux électrofilées à travers l'étude de la culture de cellules 9-13. Les images de microscopie confocale de la figure 4 montrent que les cellules fixées avec les forts signaux fluorescents verts indiqué la survie des cellules de fibres de DPI. En outre, l'augmentation de la densité des cellules au jour 3 au jour 6 a également suggéré la prolifération des cellules sur les fibres de PGD. Le test de viabilité cellulaire dans la figure 5 a également confirmé ce résultat. L'expression des gènes de cellules neurales des marques de MAP2 et DCX a démontré que les cellules des MES ont été capables de se différencier en cellules neurales sur les échafaudages (Figure 6). En conclusion, PGD échafaudages fibreux pourraient soutenir adhesio cellulairen et de la prolifération, et exposer ainsi le potentiel pour des applications d'ingénierie tissulaire neural.
Voici quelques directives générales de dépannage: si la fibre sortant de l'aiguille est discontinue, réchauffer la solution de polymère à nouveau et mélangez bien ou si la fibre est collé à la bande de papier d'aluminium, sans attrait pour la plaque de métal, de réduire la bande longueur ou augmenter la concentration de DPI. Parfois, de gros globules de polymère se forment à la pointe de l'aiguille, couper la source d'alimentation à haute tension, essuyez-le avec une serviette de papier, et de réduire le débit de la pompe de refoulement. En outre, parfois agrégat de fibres sur le bord supérieur de la bande de feuille d'aluminium essayer d'ajuster l'angle de la pompe à seringue.
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Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Ce travail a été réalisé en utilisant les installations du Département de génie biomédical à l'Université internationale de Floride.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glycerol | Sigma-Aldrich | G7757 | |
| Dodecanedioic acid | Sigma-Aldrich | D1009 | |
| Gelatin | Sigma-Aldrich | D1890 | |
| Poly(ethylene oxide) (PEO) | Sigma-Aldrich | 182028 | |
| Riboflavin | Sigma-Aldrich | 132350250 | 0.10% |
| Mouse embryonic stem cells | GlobalStem | GSC-5002 | |
| Matrigel | Becton Dickinson | 356234 | |
| DMEM/F12 | Thermo Scientific | SH30272.02 | |
| N2 supplement | Invitrogen | 17502048 | 1% |
| FGF2 | Stemgent | 03-0002 | 10 ng/ml |
| Accutase | Invitrogen | A11105-01 | |
| Phosphate buffered saline (PBS) | Invitrogen | 10010-031 | |
| Resazurin fluorescence dye | Sigma-Aldrich | 62758-13-8 | |
| SV Total RNA Isolation System | Promega | Z3100 | |
| GoScript Reverse Transcription System | Promega | A5000 | |
| GoTaq qPCR Master Mix | Promega | A6001 | |
| Syringe pump | Fisher scientific | 14-831-200 | |
| High voltage power source | Spellman High Voltage Electronics Corporation | SL30 | |
| UV light | Philips | 308643 | 15W/G15T8 |
| Synergy HT Multi-Mode Microplate Reader | BioTek | ||
| Perkin Elmer GeneAmp PCR System 9600 | Perkin Elmer | 8488 | |
| StepOne Real-time PCR System | Applied Biosystems | 4376357 |
References
- Migneco, F., Huang, Y. -C., Birla, R. K., Hollister, S. J. Poly (glycerol-dodecanoate), a biodegradable polyester for medical devices and tissue engineering scaffolds. Biomaterials. 30, 6479-6484 (2009).
- Reneker, D. H., Yarin, A. L. Electrospinning jets and polymer nanofibers. Polymer. 49, 2387-2425 (2008).
- Wang, Y., Ameer, G. A., Sheppard, B. J., Langer, R.
- Panunzi, S., De Gaetano, A., Mingrone, G. Approximate linear confidence and curvature of a kinetic model of dodecanedioic acid in humans. American Journal of Physiology-Endocrinology And Metabolism. 289, (2005).
- Park, S., et al. Apparatus for preparing electrospun nanofibers: designing an electrospinning process for nanofiber fabrication. Polymer Internationa l. 56, 1361-1366 (2007).
- Barnes, C. P., Sell, S. A., Boland, E. D., Simpson, D. G., Bowlin, G. L. Nanofiber technology: designing the next generation of tissue engineering scaffolds. Advanced drug delivery reviews. 59, 1413-1433 (2007).
- Li, W. -J., Mauck, R. L., Tuan, R. S. Electrospun nanofibrous scaffolds: production, characterization, and applications for tissue engineering and drug delivery. Journal of Biomedical Nanotechnology. 1, 259-275 (2005).
- Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. Electrospinning of polymeric nanofibers for tissue engineering applications: a review. Tissue engineering. 12, 1197-1211 (2006).
- Lim, S. H., Mao, H. -Q. Electrospun scaffolds for stem cell engineering. Advanced drug delivery reviews. 61, 1084-1096 (2009).
- Lowery, J. L., Datta, N., Rutledge, G. C. Effect of fiber diameter, pore size and seeding method on growth of human dermal fibroblasts in electrospun poly (epsilon-caprolactone) fibrous mats. Biomaterials. 31, 491-504 (2010).
- Tillman, B. W., et al. The in vivo stability of electrospun polycaprolactone-collagen scaffolds in vascular reconstruction. Biomaterials. 30, 583-588 (2009).
- Ju, Y. M., Choi, J. S., Atala, A., Yoo, J. J., Lee, S. J. Bilayered scaffold for engineering cellularized blood vessels. Biomaterials. 31, 4313-4321 (2010).
- McCullen, S. D., et al. In situ collagen polymerization of layered cell-seeded electrospun scaffolds for bone tissue engineering applications. Tissue Engineering Part C: Methods. 16, 1095-1105 (2010).
