Introduction
Maladie polykystique des reins (PKD) comprend un groupe de maladies monogéniques caractérisées par le développement de kystes rénaux. Parmi eux se trouvent autosomique dominante polykystose rénale (PKD) et maladie polykystique rénale autosomique récessive (ARPKD), qui représentent les types les plus communs 1,2. ADPKD, la forme la plus fréquente des maladies rénales héréditaires kystique, est originaire par des mutations dans les gènes PKD1 ou PKD2. Elle est caractérisée par d'apparition tardive, de multiples kystes rénaux bilatéraux, accompagné par des kystes extra-rénale différents, ainsi que des anomalies cardiovasculaires et musculaires squelettiques. ARPKD, la plupart des nouveau-nés et qui influencent généralement les jeunes enfants, est causée par des mutations dans PKHD1 et se caractérise par les reins échogènes agrandies et la fibrose hépatique congénitale 3.
Fait important, la PKD est caractérisé par une hétérogénéité, à la fois au niveau du gène (génique) et mutation (allylique) niveaux, ce qui entraîne p substantiellela variabilité henotypic. Des mutations dans le gène PKD1 sont associés à de graves présentation clinique (nombreux kystes, le diagnostic précoce, l'hypertension et l'hématurie), ainsi que la progression rapide de mettre fin à l'insuffisance rénale (20 ans plus tôt que les patients présentant des mutations PKD2) 4. Maladie grave du foie polykystique (PLD) et des anomalies vasculaires peuvent être associés à des mutations dans deux PKD1 et PKD2 5. La plupart des complications rénales d'PKRAD se pose principalement en raison de l'expansion du kyste ainsi que l'inflammation et la fibrose associée. le développement de kyste commence in utero et se poursuit à travers la durée de vie du patient. Les reins maintiennent généralement leur forme réniforme même si elles pourraient atteindre plus de 20 fois le volume normal du rein. La plupart des patients présente la distribution bilatérale de kystes rénaux, mais dans certains cas inhabituels, le kyste peut se développer dans un modèle unilatéral ou asymétrique.
Un challen majeurege néphrologues suivi des patients atteints ADPKD ou la mise en œuvre des thérapies est l'histoire naturelle de la maladie. Pendant la majeure partie de sa course, la fonction rénale et reste normale au moment où la fonction rénale commence à diminuer, la plupart des reins ont été remplacés par des kystes. Lorsque thérapies sont mises en œuvre à des stades ultérieurs, il est moins susceptible d'être couronnée de succès puisque le patient peut déjà avoir atteint un point de non-retour dans la maladie rénale chronique. En revanche, lorsque les traitements sont mis en marche à un stade précoce, il est difficile d'identifier une réponse basée uniquement sur le taux de filtration glomérulaire. En conséquence, la notion de volume de rein comme un marqueur de la progression de la maladie a attiré l'attention.
Le Consortium pour la radiologie imagerie études de rein Maladie polykystique (CRISP) étude a montré que chez les patients atteints ADPKD l'augmentation des reins et du kyste volumes corrélation directe avec la détérioration de la fonction rénale, en soulignant le potentiel du volume total du rein (TKV) que commeurrogate marqueur de la progression de la maladie 6,7. Par conséquent, TKV est actuellement utilisé comme critère principal ou secondaire dans plusieurs essais cliniques contre ADPKD 2,8,9.
Modèles murins multiples, y compris des mutations spontanées et génétiquement ont mis en lumière la pathogenèse de la PKD 10,11. Modèles Pkd1 ou PKD2 (mutations dans les deux Pkd1 ou PKD2) sont devenus les plus populaires, comme ils imitent parfaitement la maladie humaine. En outre, des modèles de rongeurs avec des mutations dans des gènes autres que le ou les gènes PKD1 PKD2 ont été utilisés comme une plate-forme expérimentale à élucider des voies liées à la maladie de signalisation. En outre, plusieurs de ces modèles ont été utilisés pour tester des thérapies potentielles. Cependant, un facteur limitant dans de nombreuses études sur les rongeurs pour PKD est souvent le manque de méthodes non invasives efficaces pour analyser successivement les changements anatomiques et fonctionnelles dans le rein.
R magnétiqueImagerie esonance (IRM) est la technique d'imagerie standard actuel de l'or de suivre les patients PKRAD, fournissant un excellent contraste des tissus mous et le détail anatomique, et permettant des mesures de TKV. Même si l'IRM est bien établi pour l'imagerie anatomique dans les grandes animaux et les humains, l'imagerie in vivo de petits rongeurs entraîne des défis techniques supplémentaires, où la capacité d'acquérir des images à haute résolution peut limiter son utilité. Avec l'introduction de ultra-haut champ (UHF) IRM (7 à 16,4 T) et le développement de gradients forts, il est maintenant possible d'obtenir plus élevé des rapports signal sur bruit et la résolution spatiale des images d'IRM d'une qualité semblable à celle de diagnostic obtenue chez l'homme. Par conséquent, l'utilisation de l'IRM pour UHF imagerie in vivo de petits modèles de rongeurs pour PKD est devenue un outil puissant pour les chercheurs.
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Protocol
Avant de commencer toute procédure avec des animaux vivants, des protocoles expérimentaux doivent être approuvés par le soin des animaux et l'utilisation comité institutionnel (IACUC).
1. Configuration Scanner
- Avant de commencer, assurez-vous que le chauffe-eau est en position OFF.
- Sélectionnez la mini gradient d'imagerie et bobine RF 38 mm et mini titulaire d'imagerie.
- Dans l'alésage central de la titulaire installer l'assemblage de température variable.
2. Préparation des animaux
- Pour les expériences d'IRM, réaliser une anesthésie optimales en utilisant l'isoflurane vaporisé. Pour l'induction de l'anesthésie, de placer l'animal dans une chambre d'induction doublée avec un tissu absorbant. Ajuster le débitmètre du vaporisateur isoflurane à 2,0 à 2,5 L / min, et l'isoflurane à 3% dans de l'oxygène.
- Retirez toute étiquette en métal ou tout autre objet métallique à ce stade. Appliquer vétérinaire pommade sur les yeux de l'animal pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie.
- Une fois que l'animala atteint le plan chirurgical d'anesthésie (perte du réflexe de retrait de pincement de l'orteil), placez l'animal sur un support avec son nez inséré dans un cône de nez. Régler le débit d'air d'anesthésie dans la sonde de 2,0 à 2,5 ml / min et la concentration de 1,5 à 2,0% d'isoflurane dans de l'oxygène. Anesthésie sera livré à travers le cône de nez pendant la procédure. Ajuster périodiquement la concentration d'isoflurane selon l'âge et le poids de l'animal à maintenir un taux de ~ 40 bpm de la respiration.
- Utilisez les détenteurs d'animaux pour garantir l'animal en place et empêcher tout mouvement pendant l'expérience IRM. Varier le type de support de l'animal en fonction de la région de corps à analyser.
Remarque: les détenteurs de matières plastiques personnalisées de laboratoire (polypropylène, Téflon, polystyrène, polycarbonate) peuvent être faites pour accueillir expérience spécifique et pour adapter la taille de l'animal (de la souris nouveau-né à 160 g rat). - Placez le thermomètre rectal chez l'animal pour surveiller la température du corps de l'animal. Au cours de l'experiment, garder l'animal à 35-37 ° C, en utilisant un courant d'air chaud. Réglez la température de l'air (30-38 ° C) et le débit (1200-2000 L / h) en fonction des remarques de la température du corps de l'animal.
- Fixez un capteur de pression respiratoire ballon à l'abdomen de l'animal à surveiller le rythme de la respiration.
- Fixez l'animal au centre de la bobine RF et placer soigneusement la bobine RF avec des animaux en IRM.
3. IRM Experiment
- Tune et répondant à la bobine RF avant de commencer les expériences afin de minimiser la puissance RF utilisée et de maximiser le rapport signal sur bruit. Pour commencer l'appariement / accord:
- Ouvrez l'outil de contrôle du spectromètre en cliquant sur l'icône de l'outil.
- Dans l'outil de contrôle du spectromètre cliquez Acquisition → Wobble. Une fenêtre Acq / Reco ouvrira l'affichage de la courbe d'oscillation.
- Alternativement ajuster les tuning et correspondants condensateurs (en utilisant le réglage et correspondant à tiges) en petites étapes jusqu'à ce que la puissance RF réfléchieest minimisée. Le but est de voir une courbe avec un minimum à l'axe vertical positionné à zéro sur l'axe horizontal.
- Lorsque l'étalonnage de la bobine a été réalisé avec succès, cliquez sur le bouton Stop dans la fenêtre Acq / Reco.
- Acquérir les images de scouts dans les trois plans orthogonaux pour créer des images axiales, frontal et sagittal. Utilisez une séquence d'image rapide comme intra Porte rapide à faible angle de tir (IG-FLASH) pour acquérir les images de repérage 12. Utilisez les images de repérage pour définir la géométrie appropriée pour l'imagerie réelle.
- Selon les objectifs de recherche spécifiques, sélectionnez la séquence et les paramètres d'image appropriée et lancer l'analyse avec un feu de circulation. Ce sera étalonner canal RF, caler l'aimant, régler la fréquence porteuse sur la résonance de l'eau et ajuster le gain du récepteur, le tout automatiquement.
- Pour les études anatomiques et pondération T2, d'acquérir dans la tranche multiples mode 2D ou 3D. Pour raccourcir le temps de l'expérience pour une résolution spatiale donnée, garder le terrain-de-vision (FOV) aussi faible que possible, mais assez grand pour éviter les artefacts wrap-around (2,56 à 3,2 cm).
- Maintenir le cycle de la séquence choisie légèrement plus court que le cycle de respiration de l'animal par un choix approprié du temps de répétition (TR) et / ou le nombre de tranches. Cela garantit que les données sont recueillies pendant la période de calme animaux.
- Par exemple, pour les images abdominaux, garder le rythme respiratoire de l'animal à ~ 30 bpm; soit environ 2000 ms par souffle. Utilisez une acquisition rapide Turbo avec Relaxation Enhancement séquence (RARE) et d'acquérir 11-19 coupes coronales, avec TR / TE 1500/9 ms, le facteur 8 et RARE (matrice 256 x 256, FOV 2,56 x 2,56 cm, épaisseur de coupe de 0,75 mm) .
Remarque: En réglant la TR 1500 ms, et de garder le rythme respiratoire de l'animal ~ 30 bpm (2000 ms par le souffle), nous nous assurons que les données sont recueillies pendant la période de calme animaux.
- Par exemple, pour les images abdominaux, garder le rythme respiratoire de l'animal à ~ 30 bpm; soit environ 2000 ms par souffle. Utilisez une acquisition rapide Turbo avec Relaxation Enhancement séquence (RARE) et d'acquérir 11-19 coupes coronales, avec TR / TE 1500/9 ms, le facteur 8 et RARE (matrice 256 x 256, FOV 2,56 x 2,56 cm, épaisseur de coupe de 0,75 mm) .
- Après tout acquisition d'images a été terminé, placez l'animal numériséele coussin chauffant et surveiller jusqu'à ambulatoire. Après la récupération, le réexpédier vers la cage et surveillé au moins pendant 1 heure avant de retourner à l'animalerie.
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Representative Results
Dans ce manuscrit, nous cherchons à montrer l'utilité de UHF IRM comme outil pour la caractérisation phénotypique in vivo ou la surveillance de la drogue dans des modèles de rongeurs pour PKD et d'autres maladies du rein. Toutes les expériences ont fait partie de protocoles expérimentaux approuvés par le IACUC.
Dans phénotypage in vivo de petits modèles de rongeurs pour PKD utilisant UHF IRM:
Toutes les études d'imagerie ont été effectuées sur des animaux vivants sous anesthésie à l'isoflurane, avec un Bruker AVANCEIII-700 (16,4 T) vertical portait deux spectromètre canal de multinucléaire, équipées de mini et accessoires de micro-imagerie in vivo et in vitro spectroscopie de RMN et microscopie.
Ventre:
Le principal changement structurel dans PKD est le développement de kystes et de croissance qui sont responsables de la majorité des complications rénales. La manifestation extra-rénale la plus courante dans ADPKD est la présence de kystes hépatiques et cun est présent dans 90% des adultes atteints 13. Utilisation UHF IRM, il est possible d'acquérir haute définition, les images abdominaux anatomiques de petits rongeurs PKD qui permettent une évaluation in vivo des phénotypes et des reins kystiques mesures de volume Figure 1A -. D montre plusieurs 2D T2 images abdominaux anatomiques pondérés des modèles de rongeurs différents de la PKD. Abdominaux images ont été acquises en utilisant une bobine RF volume de 38 mm. Une IRM de support compatible a été utilisé pour placer les animaux verticalement le long du champ magnétique. Un capteur de ballon a été utilisé pour surveiller la respiration. Gating respiratoire a été effectuée. Ensuite, coronale, sagittale et axiale, images de repérage ont été acquis afin de localiser les reins et prescrire sa géométrie. Un turbo Acquisition rapide avec Amélioration de relaxation de séquence (RARE), 11-19 coupes coronales avec TR / TE 1500/9 ms, facteur RARE 8, (matrice 256 x 256, FOV 2,56 x 2,56 cm, épaisseur de coupe de 0,75 mm) a été utilisé pour recueillir des images anatomiques.
Les complications cardiovasculaires restent un problème important chez les patients présentant PKRAD, associée à une morbidité et une mortalité accrue 14,15. IRM expérimentale et clinique permet une évaluation précise et reproductible de la structure et de la fonction cardiaque 16-18. IRM possède résolution temporelle et spatiale élevée, permettant la visualisation et l'analyse de la petite taille, fast-coups rongeurs cardiaque optimale. Pour cette raison, il est possible d'utiliser UHF IRM pour acquérir des images cardiaques de calculer en fin de diastole volume (EDV), le volume en fin de systole (ESV) ainsi que la masse myocardique de séquentiels vaccins petit axe couvrant l'ensemble du coeur dans plusieurs modèles de rongeurs de la PKD. Figure 2 montre des images IRM du myocarde de souris. Images de ciné cardiaques sont acquises à l'aide intra Porte-Fast Low-Angle Shot (ig-FLASH) séquence 19 (11 tranches de petit axe, TR / TE 3.5 / 1.45 ms, répétition 100, matrice 256 x 256, FOV 2,56 x 2,56 cm, slépaisseur de la glace 1 mm).
Cerveau:
Beaucoup ciliopathies ont été associés à des malformations du cerveau, entre autres défauts. Au cours des dernières années, l'IRM est devenue l'étalon-or pour l'imagerie non-invasive du cerveau. Contrairement aux études histologiques, IRM propose la détection des changements anatomiques sans artefacts de préparation qui interfèrent avec examen normal. Nous utilisons UHF IRM pour évaluer le phénotype de cerveau de souris modèles multiples pour PKD, ou d'autres gènes modificateurs liés à la maladie. La figure 3 montre des images anatomiques du cerveau de la souris. Les images ont été acquises en utilisant une séquence RARE turbo, 11-13 et 25-29 coupes axiales coupes coronales avec TR / TE 1500/9 ms, facteur RARE 8, (matrice 256 x 256, FOV 2,56 x 2,56 cm, épaisseur de 0,75 mm tranche) .
En IRM vivo d'embryons de souris à l'intérieur de l'utérus maternel:
La possibilité de recueillir de l'information sur le nombre vivo d'embryons, VIABILlité, stade de développement, ainsi que d'évaluer les différences phénotypiques des embryons, est d'une importance surtout quand explorer l'effet de l'inactivation des voies de signalisation spécifiques en combinaison avec des mutations spécifiques Pkd1 ou PKD2. En effectuant IRM in vivo des femmes enceintes, il est possible de détecter la létalité embryonnaire et évaluer des anomalies phénotypiques, et lorsqu'il est présent, de déterminer à quel stade embryonnaire ils se sont produits. La figure 4 montre un exemple que les informations embryonnaire détaillées peuvent être obtenues à partir de femelles enceintes à l'aide UHF IRM in vivo. Abdominales images ont été acquises, comme décrit précédemment pour les animaux non gravides. L'isoflurane peut être utilisé en toute sécurité chez les rongeurs enceintes et l'anesthésie est obtenue que chez les animaux non-enceintes 20. Par jour embryonnaire 13 (E13), il est possible d'identifier plusieurs caractéristiques anatomiques comme la bourgeons de membres, le mésencéphale, télencéphale et le cœur. De E14-15 métanéphros peuvent être souligné, apparaît ment comme une structure ovoïde (1 à 1,5 mm de longueur) en médullaire et un composant cortical 21.
Dans progression de la maladie in vivo ou le suivi du traitement de petits modèles de rongeurs pour PKD UHF en utilisant l'IRM:
En plus de fournir une excellente détail anatomique, UHF IRM permet des mesures de TKV dans des modèles de rongeurs pour PKD. Comme chez les patients, TKV peut être utilisée pour surveiller la progression de la maladie ou évaluer les interventions de médicaments avant un changement de la fonction rénale peut être perçue. En outre, la possibilité d'imagerie rongeurs nouveau-nés fournit un point d'entrée important pour les études IRM dans lequel in utero interventions sont effectuées. La figure 5 montre plusieurs images 2D T2 abdominaux anatomiques pondérés pour une étude de rat de PCK que TKV utilisé comme point final. Abdominales images ont été acquises comme décrit précédemment.
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Figure 1:. Anatomique images IRM abdominaux coronales pour différents modèles de rongeurs de PKD (A) de 19 mois la souris Pkd1 RC / RC montrant le remplacement presque complet de tissu rénal par des kystes (flèches), imitant les changements typiques dans ADPKD, (B) de 4 mois PKD2 - / WS25 souris montrant des kystes rénaux bilatéraux (flèches) et le reste de parenchyme rénal, et des kystes hépatiques (têtes de flèches), (C) de 4 mois Pkhd1 lsl / LSL souris montrant la fibrose hépatique et pas de kystes rénaux, et (D) à 21 jours de rat PCK montrant de multiples kystes rénaux bilatéraux (flèches) principalement à la région et cortico-médullaire externe et légère dilatation des voies biliaires. Images montrent une bonne détail anatomique pour la caractérisation phénotypique, avec une résolution dans le plan de 100 um / pixel et l'épaisseur de la tranche 750 um. Notela différence entre reins polykystiques (A, B et D) par rapport aux normales apparaissant reins (C). Les barres d'échelle:. 10 mm S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: morphologie et la fonction cardiaque. (A) de l'image anatomique du cœur de souris à partir de l'axe court, séquence ig-FLASH. (B) Décrivant la frontière endocardique à la fin de diastole (rouge) permet de calculer le volume de fin de diastole (EDV) pour chaque tranche. La même procédure peut être fait pour le volume en fin de systole (ESV). En outre, le volume du myocarde (rouge-bleu) peut être calculé pour chaque tranche de petit axe, images cinématographiques 22. (C S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3:. Imagerie anatomique du cerveau de souris avec UHF IRM (A) et (B) axial, (C) et (D) des images coronales du cerveau dans un modèle de souris de la PKD, acquise dans la séquence de turbo-RARE 2D pondérée T2. La résolution de l'image dans le plan de 100 um / pixel et l'épaisseur de la tranche 750 um permet d'analyser le cerveau brut anatomie. En (B) et (D) les flèches blanches indiquent cys arachnoïdets trouvés dans la région du quatrième ventricule. Les barres d'échelle:. 10 mm S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4:.. En imagerie in utero d'embryons de souris E14 T2 pondérée images turbo-RARE acquises dans le plan maternel coronaire (A) et (B) plan axial maternelle A montre quatre embryons différents de 1 à 4 et B embryons 1 et 4, et un embryon supplémentaire pas vu. Encarts supérieures, les images agrandies de l'embryon 1, plan sagittal Un affichage de l'embryon, positionné avec la tête pointant vers le haut à droite, le dos à la gauche, et plan frontal de l'embryon B. La résolution de l'image dans le plan d'un 100 um / pixel permet d'identifier de nombreuses caractéristiques anatomiques comme la bourgeons de membres, le mésencéphale, télencéphale, le cœur et le foie. Image de barres d'échelle:. 10 mm S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5:. Anatomiques images IRM abdominaux coronales dans une étude PCK de rat (A - C) représentent le groupe de contrôle (solution saline traitée). Les images ont été acquises auprès du même animal à p3, p10 et p21. (D - F) représentent le groupe de traitement (1-désamino-8-D-arginine vasopressine traité). Les images ont été acquises auprès du même animal au même âge que le contrôle. Les barres d'échelle: 10 mm.p_upload / 52757 / 52757fig5highres.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Ce manuscrit montre la faisabilité de l'utilisation de l'IRM UHF comme un outil pour la caractérisation phénotypique in vivo ou la surveillance de la drogue dans des modèles de rongeurs pour PKD.
Nous décrivons des expériences effectuées à 16,4 T avec un large alésage Avance III haute résolution du spectromètre RMN équipé d'accessoires d'imagerie micro et mini. Le spectromètre a été tirée par le logiciel d'acquisition et de traitement TopSpin2.0PV contrôlé par Paravision 5.1 logiciel d'imagerie. Parce que la taille varie de rongeurs dans les études longitudinales, nous avons utilisé les mini accessoires d'imagerie avec bobine RF 38 mm et mini titulaire d'imagerie. Pour le contrôle de la température des animaux, nous avons utilisé la norme haute résolution v ariable t empérature u nit (VTU BVT 3000 numérique) guidé par TopSpin 2.0. Le flux d'air alimenté à partir de la partie inférieure de la sonde passe par-dessus le dispositif de chauffage puis par le thermocouple qui est positionné immédiatement au-dessous du rongeur anesthésié. Le thermocouplecontrôle le niveau de l'appareil de chauffage électrique en continu changer, pour maintenir la température de l'air au réglage désiré.
L'un des principaux avantages de l'utilisation de l'IRM UHF caractérisation phénotypique des modèles de rongeurs de la PKD est la possibilité pour l'acquisition des images in vivo, permettant ainsi des études longitudinales réalisées chez le même animal. Avantages d'études longitudinales comprennent les coûts de l'élevage et de la variabilité des données, ainsi que l'analyse de la progression du phénotype ou de régression ont diminué dans les modèles avec avantage penetrance.Another incomplète de l'IRM vs histologie conventionnelle est que les images IRM présentent une anatomie plus réaliste sans le retrait et la distorsion inhérente dans les coupes histologiques. En outre, l'IRM permet une reconstruction en 3D des images.
En plus de fournir une excellente détail anatomique, l'IRM permet des mesures in vivo de TKV. TKV peut être utilisé pour surveiller la progression de la maladie au fil du temps et entre les ânes de la drogueventions avant un changement de la fonction rénale se produit. En outre, la possibilité d'imagerie rongeurs nouveau-nés fournit un point d'entrée important pour les études dans lesquelles des interventions in utero sont effectuées.
Malgré ses grands avantages, l'imagerie des modèles de rongeurs in vivo pour PKD est toujours difficile. Cela est particulièrement vrai pour les souris et les rats nouveau-nés en raison de leur petite taille et respiratoire supérieur et le rythme cardiaque par rapport à l'homme. L'utilisation de l'IRM et UHF gradients forts permet des ratios signal-bruit et des images meilleure résolution spatiale, mais l'IRM est très sensible au mouvement, et les artefacts de mouvement peut réduire considérablement la résolution d'image, ce qui réduit les avantages de la technique. Ceci est particulièrement important pour l'imagerie abdominale qui est d'un intérêt majeur dans PKD. Breath scans de maintien, comme acquis chez l'homme, ne sont pas réalisables sans l'insertion d'une sonde endotrachéale (HE). La possibilité de contrôler un animal anesthésié dedes voies aériennes avec un ET est avantageux en cas d'arrêt cardiaque ou respiratoire; Toutefois, l'intubation d'un rongeur nécessite des compétences techniques élevées et est difficile à maîtriser. Livraison de l'anesthésie inhalés tels que l'isoflurane en face-masque est facile et est l'option de choix pour la plupart des procédures d'IRM 23. Toutefois, la possibilité de l'hypoxie / asphyxie doit être envisagée que si l'animal ne sont pas correctement positionné sous anesthésie, et il n'y a aucun contrôle des voies aériennes en cas d'urgence. Ainsi, un suivi attentif des taux de respiration de l'animal et des séquences ciblées respiratoires deviennent très importante. En outre, la réalisation de l'anesthésie et animale positionnement optimal est essentiel pour acquérir des images à haute résolution sur un scanner. Comme pour toutes les études d'animaux vivants, en particulier lors de l'utilisation la maladie, les animaux nouveau-nés ou âgés, il est essentiel de surveiller les paramètres vitaux de l'animal et de maintenir un état physiologique stable au cours de la procédure, afin d'assurer la santé animale etle succès à long terme.
En dépit de ses défis, des progrès considérables ont été accomplis en UHF IRM permettant informations phénotypiques détaillées sur de petits modèles de rongeurs de PKD et de devenir un outil puissant pour le phénotypage in vivo et la surveillance des médicaments. En images in utero d'embryons en développement permet pour la caractérisation précoce de la phénotype associé à une mutation génétique et peut identifier les cas d'embryons non viables. In vivo IRM est essentielle pour obtenir un bénéfice maximal à partir des modèles de rongeurs de PKD (ou tout autre système de modèle de rongeur) et devrait être considéré dans toute conception expérimentale.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AVANCEIII-700 (16.4 T) | Bruker | BH067206 | Wide-bore two channel multinuclear spectrometer equipped with mini and micro-imaging accessories for in vivo small rodent imaging |
| TopSpin2.0PV | Bruker | H9088TA2 | Spectrometer processing software |
| Paravision 5.1 | Bruker | T10314L5 | Imaging sofware |
| VTU BVT 3000 digital | Bruker | W1101095 | Temperature controller |
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