Abstract
Hydrogels peuvent être modelés à la micro-échelle en utilisant des technologies microfluidiques ou micromodelage de fournir une vivo -comme géométrie en trois dimensions (3D) des tissus. Les constructions 3D résultant base d'hydrogel-cellulaires ont été introduits comme une alternative à l'expérimentation animale pour les études biologiques de pointe, essais pharmacologiques et les applications de transplantation d'organes. Bien que les particules et fibres à base hydrogel peuvent être facilement fabriqués, il est difficile de les manipuler pour la reconstruction tissulaire. Dans cette vidéo, nous décrivons un procédé de fabrication de feuilles d'hydrogel d'alginate microélectrodes, ainsi que leur assemblage pour former un système de culture cellulaire 3D macro-échelle avec un microenvironnement cellulaire contrôlée. Utilisation d'une forme de brouillard de l'agent gélifiant de calcium, de minces feuilles d'hydrogel peuvent être facilement générées avec une épaisseur dans la plage de 100 - 200 pm, et avec micropatterns précises. Les cellules peuvent ensuite être cultivées à l'orientation géométrique des feuilles d'hydrogel dansconditions autonome. En outre, les feuilles d'hydrogel peuvent être facilement manipulées en utilisant une micropipette avec une extrémité de bout en coupe, et peuvent être assemblés en structures multicouches en les empilant l'aide d'un polydiméthylsiloxane à motifs (PDMS) de trame. Ces feuilles d'hydrogel modulaires, qui peuvent être fabriqués en utilisant un procédé facile, ont des applications potentielles des essais in vitro de médicaments et les études biologiques, y compris les études fonctionnelles des micro- et macrostructure et la reconstruction des tissus.
Introduction
Les hydrogels sont particulièrement prometteurs biomatériaux, et devraient être importantes en biologie fondamentale, essais pharmacologiques et de la médecine. 1 Biofabrication de constructions cellulaires à base hydrogel a été suggéré de réduire l'utilisation de l'expérimentation animale, 2,3 remplacer des tissus transplantables, 4 et améliorer tests cellulaires. 5,6 contenant de l'eau-hydrocarbures) (matériaux viscoélastiques (gels) permettent à un grand nombre de cellules à encapsuler et maintenu dans une structure d'échafaudage pour contrôler le microenvironnement cellulaire 3D. En combinaison avec la direction des technologies microfluidiques ou micromodelage, la géométrie des constructions d'hydrogel peut être contrôlée avec précision à l'échelle cellulaire. A ce jour, une variété de formes d'hydrogels, notamment des particules, 7 - 9, 10 fibres - 12 et des feuilles, des 13 - 15 ont été utilisés comme unités de construction dans bottom-up approcourbatures à la fabrication de la macro-échelle des architectures multi-cellulaires.
Les deux particules et fibres à base hydrogel ont été facilement et rapidement fabriqués pour des applications comme les environnements cellulaires micro-échelle, avec des commandes fluidiques utilisant des dispositifs microfluidiques. Cependant, comme les unités de base de tissus d'ingénierie, ce serait compliqué pour les réorganiser et d'élargir leur volume comme des constructions macro-échelle. 16 Il est plus difficile de parvenir à des constructions macro-échelle que de produire des modules de base de taille micronique. Unités de constructions à base d'hydrogel-feuille peuvent être utilisés pour augmenter le volume des échafaudages via un processus d'assemblage simple. Par voie de conséquence, des couches empilées de feuilles d'hydrogel fournissent non seulement une augmentation volumétrique, mais aussi une extension géométrique dans un espace 3D.
Nous avons précédemment rapporté un procédé de fabrication de feuilles d'hydrogel microélectrodes, de 13 à 15 ainsi que leur assemblage en multi-layarchitectures cellulaires Ered. La technique permet micromodelage complexe et de la conception modulaire des constructions cellulaires par l'intermédiaire d'un processus d'empilement de structures multicouches. Grâce à la fabrication de feuilles empilées d'hydrogel modulaires, qui sont microélectrodes, un système de culture cellulaire 3D avec un microenvironnement cellulaire macro-échelle contrôlée peut être réalisée. Ce protocole de vidéo décrit un procédé simple mais puissant de fabrication qui peut être utilisé pour construire des feuilles d'hydrogel modulaires, basé sur la lignée cellulaire de carcinome de foie humain (HepG2). Nous démontrons ici manipulation simple de ces feuilles d'hydrogel modulaires motifs, et leur assemblage dans une structure multi-couches.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Préparation des moules microélectrodes et Hydrogels
- Produire des motifs à petite échelle souhaités en utilisant SU-8 sur la surface d'une tranche de silicium par l'intermédiaire d'un en deux étapes de photolithographie 15,17 technique standard pour la coulée des moules en PDMS. L'exemple représenté utilise un maillage du foie lobule-like (Figure 1).
- Peser PDMS et d'une solution d'agent de durcissement avec un rapport de 1: 5 (à savoir, 12,5 g de PDMS et 2,5 g d'agent de durcissement).
- Mélanger les 15 g de la solution soigneusement, dégazer les bulles dans une chambre à vide, puis la solution mixte se répandre sur une surface à motif fin de la tranche de silicium de manière homogène dans un plat feuille de coulée.
- Placer la tranche de silicium sur une plaque chauffée à 65 ° C pendant 90 min sur une surface plane pour traiter les PDMS.
- Retirer les PDMS durcis de la boîte de coulée et la plaque de silicium.
- Coupez les bords des PDMS et le placer sur une boîte de Pétri de 100 mm de diamètre avecmicroélectrodes le côté vers le haut.
- Laver les PDMS durcis microélectrodes sur la boîte de Pétri en utilisant 70% d'éthanol et d'eau distillée pour la stérilisation primaire. Ensuite, séchez-les complètement pendant 10 min dans un four à 65 ° C.
- Dissoudre et mélanger O / N 3 g de tensioactif non-ionique en poudre a dans 100 ml d'eau distillée, la création d'un 3% (p / v) de solution de revêtement.
- Placer les moules en PDMS microélectrodes un filtre à plasma et les nettoyer pendant 1 min (85 W, 0,73 mbar) pour créer une surface hydrophile, afin de faciliter l'addition de liquides aqueux. Ensuite, enduire la surface des PDMS avec la solution 100 ml de tensioactif pendant au moins 3 h (ORO / N) à l'aide d'une bascule de laboratoire.
- Laver la solution d'agent tensio-actif des moules PDMS et les sécher complètement dans un four à 65 ° C pendant 10 min. Ensuite, chaque moule microélectrodes stériliser par exposition à un rayonnement ultraviolet (UV) pendant 30 min.
2. Préparer la suspension de cellules dans un hydrogel Précurseur
- Àpréparer précurseur d'hydrogel, dissoudre 0,1 g de poudre d'alginate de sodium dans 10 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), la création d'une 1% (p / v) d'alginate précurseur. Pour dissoudre la poudre complètement, incuber et les mélanger O / N.
- Filtrer la solution à travers un filtre de 0,22 um reliée à une seringue de 1 ml.
- Culture des cellules HepG2 dans du milieu d'Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) supplémenté avec 10% de sérum bovin fœtal et 1% de pénicilline-streptomycine sur une boîte de culture tissulaire classique jusqu'à ce que 70% - 80% de confluence dans un incubateur humidifié à 5% de CO2 à 37 ° C .
- Laver les cellules une fois à l'aide de PBS, puis les trypsiniser en ajoutant 1 ml de 0,05% de trypsine-EDTA pendant 4 min dans un incubateur à CO2 humidifié à 5% à 37 ° C. Centrifuger les cellules récoltées à partir de la boîte de culture à 250 g pendant 3 min et remettre en suspension en utilisant 1 ml de PBS ci-après élimination du surnageant.
- Comptez le nombre de cellules réparties simples dans PBS en utilisant une cellule automatiséecompteur.
- Après centrifugation à 250 g pendant 3 min et l'enlèvement du PBS, ajouter 1 ml de 1% (p / v) de solution d'alginate de sodium pour le culot cellulaire restant et mélanger doucement en utilisant les pipetage. La densité d'ensemencement des cellules finale doit être de 5 x 10 6 - 10 7 cellules / ml. Incuber la suspension de cellules / hydrogel dans un incubateur humidifié à 5% de CO 2 à 37 ° C.
3. Chargement et la réticulation de Cell / hydrogel Suspension
- Dissoudre 1,47 g de chlorure de calcium dihydraté dans 100 ml d'ddH 2 O pour produire un réactif de reticulation (par exemple, 100 mM de CaCl 2 · 2H 2 O dans ddH 2 O).
- Rincez l'intérieur d'un humidificateur avec transducteur ultrasonique en utilisant 70% d'éthanol, et le remplir avec 200 ml de réactif de réticulation. L'humidificateur est de 110 mm de large, 300 mm de long et 170 mm de profondeur (par exemple, 110 mm x 300 mm x 170 mm (L x H x D)).
- Placez les PDMS micropatternedmoules dans un nettoyeur à plasma et les nettoyer pendant 1 min à 85 W pour créer une surface hydrophile.
- Charger régulièrement 7,2 pi de la suspension de cellules / hydrogel bien mélangé au bord de la micromotif dans le moule. L'exemple représenté utilise un maillage du foie lobule-like (Figure 1). Le volume de la suspension dépend du modèle topographique.
- Pour atteindre la gélification de la suspension de cellules / hydrogel, allumer l'humidificateur et vérifiez que l'humidificateur produit une brume du réactif de réticulation. Pulvériser le réactif de reticulation sur le précurseur d'hydrogel pendant 5 min, recouvrant la surface topographique des moules PDMS dans une plage de 5 cm.
Note: distances plus longues et plus courte de 5 cm pourraient provoquer la gélification incomplète et inégale, respectivement. Assurez-vous que l'humidificateur a un taux de pulvérisation de 250 ml / h, 20 ml de production de brouillard du réactif de reticulation à 5 min. - Après le processus de réticulation, éteignez l'humidificateur et remplir le mo PDMSlds avec PBS.
4. Traitement des feuilles simples hydrogel modulaire
- Détachez chaque feuille d'hydrogel durcie des moules microélectrodes via pipetage PBS doucement autour de la feuille d'hydrogel à l'aide d'une pipette de 200 pi.
- Pick-up chaque feuille d'hydrogel flottante utilisant un 1000 ul pointe de la pipette end end coupe. Chaque feuille d'hydrogel de maille lobule-comme le foie a des dimensions de 8 mm x 8,7 mm, et être 100 - 200 um d'épaisseur.
- Transfert d'une seule couche de la feuille d'hydrogel dans 1 ml de DMEM dans une plaque à 12 puits, et la culture des cellules in vitro de manière flottante à l'aide de l'hydrogel construire en tant que composant de l'unité dans la plaque à 12 puits pendant une semaine dans un 5 % de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. Remplacez le milieu de culture tous les autres jours.
5. Les Fiches hydrogel Assemblée des multi-couches
- Répétez les étapes 1.1 à 1.5 pour produire un cadre de PDMS avec des dimensions de 18 mm x 18 mm x 4 mm (L xH x D), et qui contient des structures de 170 um haute pilier à la surface inférieure. Utiliser 42 g du mélange de PDMS et d'agent de durcissement, avec le même rapport que dans l'étape 1.2. Placez un moule en polycarbonate spécialisée sur la plaquette de silicium pour le cadre PDMS afin de créer un cadre intérieur avec des dimensions de 8 mm x 9 mm x 2 mm (L x H x D).
- Stériliser le cadre PDMS et 180 um-pores papiers filtres de nylon immergé dans l'eau distillée et des pinces dans un autoclave pendant 15 min à 121 ° C.
- Placez le cadre PDMS stérilisée sur un quart d'un morceau de papier filtre en nylon (avec un diamètre de 5 cm) dans une boîte de Pétri de diamètre 60 mm.
- Transférer une feuille d'hydrogel modulaire à l'intérieur du cadre PDMS en utilisant un 1000 ul pointe de la pipette final-cut. Les feuilles d'hydrogel utilisées pour l'assemblage doivent être cultivées pendant au moins un jour après qu'ils ont été fabriqués.
- Alignez le bord de chaque feuille d'hydrogel modulaire avec le cadre PDMS en utilisant un 200 pi pointe de la pipette vide.
- Répéter les étapes 5.4 et 5.5 en utilisant des feuilles d'hydrogel modulaires pour former une pile de 4 - 6 couches.
- Retirer le milieu de culture par écoulement à travers lui les structures de pilier à la partie inférieure du cadre PDMS. Ajouter ensuite 2 ul de solution d'alginate (2% p / v) à un coin de la construction multicouche.
- Pulvériser un brouillard du réactif de réticulation pendant 30 secondes sur le produit d'assemblage multi-couches pour fixer les bords de chaque couche avec ceux d'une autre. Utilisez 2 ml de brume du réactif de réticulation (à un taux de pulvérisation de 250 ml / h).
- Rincer la construction multi-couches doucement avec 400 ul DMEM et enlever le cadre PDMS avec des pincettes.
- Détachez la construction multi-couches du papier filtre en essuyant doucement avec une cellule de levage après l'addition de 4 ml de DMEM.
- Transférer la construction à couches multiples pour une plaque à 6 puits contenant 3 ml de milieu DMEM en utilisant un papier filtre, et la culture des cellules in vitro de manière flottante, avec la construction d'hydrogel en tant queun échafaudage cellulaire multi-échelle dans la plaque de 6 puits plus d'une semaine dans un incubateur humidifié à 5% de CO 2 à 37 ° C. Remplacez le milieu de culture tous les autres jours.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Nous avons décrit la fabrication et la manipulation des feuilles d'hydrogel autoportante cellulaires. Comme le montre la Figure 1, nous avons fabriqué des moules PDMS microélectrodes, et un hydrogel contenant les cellules a été chargé sur la surface hydrophile de ces moules et réticulée en utilisant un humidificateur pour générer un brouillard d'aérosol de l'agent gélifiant. Suite à la publication des moules, les cellules HepG2 ont été cultivées dans autoportante feuilles d'hydrogel avec différents motifs (figure 2). Ainsi, les feuilles minces d'hydrogel ont fourni un environnement de culture 3D. En outre, des feuilles d'hydrogel modulaires peuvent être assemblés en superposant les feuilles à l'aide d'une micropipette avec une pointe d'extrémité coupe, et en utilisant un cadre de PDMS, qui permet 3D culture cellulaire macro-échelle (Figure 3).
Figure 1. Flux Chart portant sur la fabrication d'une feuille d'hydrogel et multi-couches de feuilles d'hydrogel. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. autoportante 3D Culture Cellulaire dans différentes feuilles d'hydrogel. Le procédé de fabrication de la pulvérisation réactif de réticulation permis de motifs précis de hydrogel alginate à la micro-échelle. En outre, les feuilles d'hydrogel fabriqués pourraient être récoltées à partir du moule et manipulés facilement dans des conditions autonomes. Les cellules HepG2 ont été modelés et cultivées dans une feuille d'hydrogel plat (A), feuilles d'hydrogel avec des piliers hexagonaux (B), maille (C), le foie lobule comme maille (D), un réseau de trous (E), et multiple-microcomb comme microfibres (F). Les barres d'échelle sont comme suit:. 500 um (A, D, F), 100 um (B, C), et 2 mm (E) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Assemblée des microélectrodes feuilles d'hydrogel pour la macro-échelle cellulaire constructions. Différents types de feuille d'hydrogel pourrait être assemblé par empilement couche par couche avec alignement, y compris l'assemblage de cinq feuilles d'hydrogel contenant des cellules HepG2 taché de fluorescence verte et les cellules NIH3T3 colorées avec fluorescence rouge (A). Assemblage de feuilles d'hydrogel microélectrodes avec une structure de pipeline étendu (B), à condition ultérieure viabilité cellulaire than que des feuilles d'hydrogel non-motifs (C) après 7 jours. La viabilité a été évaluée par coloration des cellules HepG2 à la calcéine-AM (cellules vivantes indiquées en vert) et éthidium homodimère-1 (cellules mortes indiqués en rouge). Les barres d'échelle:. 500 um (A) et 200 um (B, C) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ce protocole fournit une méthode simple de fabrication de feuilles d'hydrogel modulaires, et de les assembler pour former des échafaudages cellulaires 3D.
Pour construire des structures d'alginate à motifs claires dans un court laps de temps, nous devrions identifier un processus de réticulation qui peut créer des structures suffisamment rigides pour maintenir les micropatterns complexes du moule, ainsi que de maintenir la viabilité des cellules et le métabolisme. Nous avons développé un procédé de reticulation, y compris une transition sol-gel, à vaporiser un réactif de réticulation en utilisant un humidificateur dans la forme d'un brouillard. Sans ce processus de réticulation, les modèles micro-échelle ne pouvaient être générés sous la forme d'un hydrogel mince construire avec la profondeur limitée de diffusion (100 - 200 um), qui a une haute perméabilité de diffusion à des métabolites et des nutriments. En outre, par rapport aux procédés existants à base de diffusion-qui nécessitent 30 à 60 min, 18 - 20 ti la réticulationmoi était relativement courte (3 - 5 min).
En outre, il est également difficile à manipuler des feuilles minces d'hydrogel, qui sont mécaniquement stable uniquement dans un milieu liquide. Comme le montre la figure 1, la structure mince d'hydrogel a été tout simplement et de manière stable manipulé et manipulé à l'aide d'une pointe classique de fin pour couper transferal entre les différentes conditions de culture. En utilisant des techniques de production et de manipulation, on peut prévoir non seulement une feuille à une seule couche de manière flottante pour des applications potentielles dans les essais de médicaments, mais les structures multi-couches empilées également, avec des applications potentielles comme échafaudages pour les constructions de tissu en forme.
Architectures cellulaires multicouches peuvent être produites par empilage des feuilles d'hydrogel à couche unique modulaires (figure 3A). Chaque feuille d'hydrogel modulaire peut contenir différents types de cellules, et peut être exposé à différentes conditions de culture. Ces constructions multicouches peuvent ensuite être Assem sélectivesaigné. Cependant, tout simplement empiler des feuilles d'hydrogel peuvent conduire à une nécrose cellulaire à l'intérieur de la structure assemblée lorsque la profondeur totale dépasse la profondeur diffusion limitée (figure 3C). Pour surmonter ce problème, il serait nécessaire d'aligner les modèles micromesh, tels que le foie lobule analogue à mailles, lorsque les feuilles d'hydrogel à plusieurs couches sont assemblés. Nous exigeons donc un cadre de PDMS avec le même motif que l'intérieur de la frontière de la feuille d'hydrogel pour aligner les feuilles d'hydrogel empilés. Ainsi, alignés micropatterns-array trou dans les feuilles d'hydrogel mailles assemblés pourraient être utilisés pour former des structures expansées de pipeline, ce qui facilite le transport des éléments nutritifs plus efficace pour améliorer la viabilité des cellules (Figure 3B).
Une limitation de cette technique est l'absence d'interactions cellule-matrice dans l'hydrogel d'alginate. Alginate ne peut pas fournir des ligands d'adhésion cellulaire in vivo pour -comme interactions cellule-matrice; 21 cependant, il ne offer des effets mécaniques et géométriques comme un échafaudage d'encapsulation de cellules-3D avec interactions cellule-cellule. Pour les cellules primaires et les cellules souches, l'alginate peut être utilisé modification suivante avec des peptides contenant RGD, 21 ou en combinaison avec du collagène ou de la gélatine. 14,18 Une autre limitation est que, une fois que les feuilles d'hydrogel incorporé cellules sont fabriquées à faible densité cellulaire ci-dessous 5 x 10 6 cellules / ml, la construction de la structure multicouche peuvent provoquer des pièces jointes faibles entre les feuilles d'hydrogel étant donné que seul le bord de la structure est fixée par l'utilisation d'alginate supplémentaire. Cependant, les couches peuvent être empilés de manière compacte comme une seule structure d'échafaudage par l'intermédiaire de drainage sous le cadre PDMS. En outre, la densité de cellules plus élevée dans les feuilles d'hydrogel peut proliférer sur la surface ainsi que dans la couche après une culture de jours, ce qui permettrait de pièces jointes entre les couches comme représenté sur la figure 3A.
La feuille d'hydrogel fabrication et la manipulation technique décrite ici peut être adapté pour les tests in vitro des systèmes de culture et des modèles cellulaires de tissus ressemblant à fournir un microenvironnement dans vivo -comme pour les applications, y compris des essais cellulaires et ingénierie organes artificiels. Cette technique pourrait être appliquée à des dosages de médicaments à base de cellules et des études biologiques qui exigent géométriquement différente macroenvironments micro- et qui incorporent des cellules ou des types différents d'hydrogel cellulaire 3D.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning Corporation | 000000000001064291 | |
| Pluronic F-127 | Sigma-Aldrich | P2443 | Powdered nonionic surfactant |
| Alginic acid sodium salt, low viscosity | Alfa Aesar | B25266 | |
| Calcium chloride dihydrate | Sigma-Aldrich | C7902 | |
| Ultrasonic humidifier | MediHeim | MH-2800 | Modified equipment, Maximum sprayed rate: 250 ml/hr |
| Nylon net filter hydrofilic, 180 μm | EMD Millipore | NY8H04700 | |
| Polycarbonate mold | Customized mold for fabrication of a PDMS frame pattern |
References
- Hoffman, A. S.
- Lan, S., Starly, B. Alginate based 3D hydrogels as an in vitro co-culture model platform for the toxicity screening of new chemical entities. Toxicol. Appl. Pharm. 256 (1), 62-72 (2011).
- Szot, C. S., Buchanan, C. F., Freeman, J. W., Rylander, M. N. 3D in vitro bioengineered tumors based on collagen I hydrogels. Biomaterials. 32 (31), 7905-7912 (2011).
- Lim, F., Sun, A. M. Microencapsulated islets as bioartificial endocrine pancreas. Science. 210 (4472), 908-910 (1980).
- Koh, W. G., Itle, L. J., Pishko, M. V. Molding of hydrogel microstructures to create multiphenotype cell microarrays. Anal. Chem. 75 (21), 5783-5789 (2003).
- Xu, Y., et al. A Microfluidic Hydrogel Capable of Cell Preservation without Perfusion Culture under Cell-Based Assay Conditions. Adv Mater. 22 (28), 3017-3021 (2010).
- Um, E., Lee, D. S., Pyo, H. S., Park, J. K. Continuous generation of hydrogel beads and encapsulation of biological materials using a microfluidic droplet-merging channel. Microfluid. Nanofluid. 5 (4), 541-549 (2008).
- Lee, D. H., Lee, W., E, U. m, Park, J. K. Microbridge structures for uniform interval control of flowing droplets in microfluidic networks. Biomicrofluidics. 5 (3), 034117 (2011).
- Lee, D. H., Bae , C. Y., Han, J. I., Park, J. K. In situ analysis of heterogeneity in the lipid content of single green microalgae in alginate hydrogel microcapsules. Anal. Chem. 85 (18), 8749-8756 (2013).
- Yamada, M., Sugaya, S., Naganuma, Y., Seki, M. Microfluidic synthesis of chemically and physically anisotropic hydrogel microfibers for guided cell growth and networking. Soft Matter. 8 (11), 3122-3130 (2012).
- Yamada, M., et al. Controlled formation of heterotypic hepatic micro-organoids in anisotropic hydrogel microfibers for long-term preservation of liver-specific functions. Biomaterials. 33 (33), 8304-8315 (2012).
- Onoe, H., et al. Metre-long cell-laden microfibres exhibit tissue morphologies and functions. Nat. Mater. 12 (6), 584-590 (2013).
- Lee, W., Son, J., Yoo, S. S., Park, J. K. Facile and Biocompatible Fabrication of Chemically Sol−Gel Transitional Hydrogel Free-Standing Microarchitectures. 12 (1), 14-18 (2011).
- Lee, W., et al. Cellular hydrogel biopaper for patterned 3D cell culture and modular tissue reconstruction. Adv. Healthcare Mater. 1 (5), 635-639 (2012).
- Bae, C. Y., Min, M. K., Kim, H., Park, J. K. Geometric effect of the hydrogel grid structure on in vitro formation of homogeneous MIN6 cell clusters. Lab Chip. 14 (13), 2183-2190 (2014).
- Bruzewicz, D. A., McGuigan, A. P., Whitesides, G. M. Fabrication of a modular tissue construct in a microfluidic chip. Lab Chip. 8 (5), 663-671 (2008).
- Choi, S., Park, J. K. Two-step photolithography to fabricate multilevel microchannels. Biomicrofluidics. 4 (4), 046503 (2010).
- Lee, B. R., et al. In situ formation and collagen-alginate composite encapsulation of pancreatic islet spheroids. Biomaterials. 33 (3), 837-845 (2012).
- Cabodi, M., Choi, N. W., Gleghorn, J. P., Lee, C. S., Bonassar, L. J., Stroock, A. D.
- Choi, N. W., Cabodi, M., Held, B., Gleghorn, J. P., Bonassar, L. J., Stroock, A. D. Microfluidic scaffolds for tissue engineering. Nat. Mater. 6 (11), 908-915 (2007).
- Rowley, J. A., Madlambayan, G., Mooney, D. J. Alginate hydrogels as synthetic extracellular matrix materials. Biomaterials. 20 (1), 45-53 (1999).
