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JoVE Journal Bioengineering
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Bioengineering

Microfluidique Bioprinting génie vascularisé tissus et organoïdes

Published: August 11, 2017 doi: 10.3791/55957
Automatic Translation
*1, *1,2, 1,3
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3Division of Pharmacology, Utrecht Institute for Pharmaceutical Sciences, Utrecht University
* These authors contributed equally

Summary

Nous fournissons un protocole généralisé basé sur une stratégie de bioprinting microfluidiques pour génie un lit vasculaire microfibreux, où un type de cellule secondaire pourrait être encore semé dans l’espace interstitiel de cette structure microfibreux pour générer des organoids et des tissus vascularisés.

Abstract

Ingénierie des tissus vascularisés construit et organoïdes a été historiquement difficile. Nous décrivons ici une méthode originale basée sur la microfluidique bioprinting pour générer un échafaudage avec multicouches entrelacement hydrogel microfibres. Pour atteindre lisse bioprinting, une tête d’impression de la microfluidique core-gaine contenant une formulation bioink composite expulsée, le débit de base et la solution de réticulation charrié par l’écoulement de la gaine, a été conçu et monté sur le bioprinter. Par le mélange de gélatine methacryloyl (Khalil) avec l’alginate, un polysaccharide qui subit une réticulation ionique instantanée en présence de sélectionner les ions divalents, suivies d’un psoralen secondaire du composant Khalil pour atteindre la stabilisation permanente, vous pouvez obtenir un échafaudage microfibreux utilisant cette stratégie bioprinting. Ce qui est important, les cellules endothéliales encapsulés à l’intérieur de la bioprinted microfibres peuvent former les structures lumen-like qui ressemble à la vascularisation au cours de la culture pendant 16 jours. L’échafaudage microfibreux endothelialized peut servir encore comme un lit vasculaire pour construire un tissu vascularisé par ensemencement subséquent du type cellulaire secondaire dans l’espace interstitiel de la microfibres. Microfluidique bioprinting fournit une stratégie généralisée en génie pratique des tissus vascularisés à haute fidélité.

Introduction

Cibles de génie tissulaire pour générer des substituts fonctionnels tissu peuvent être utilisés pour remplacer, restaurer ou augmenter ces blessés ou malades dans le corps humain1,2,3,4, souvent grâce à une combinaison de types de cellules désiré, molécules bioactives5,6et biomatériaux7,8,9,10. Plus récemment, technologies d’ingénierie tissulaire ont également été adoptées plus en plus pour produire in vitro des tissus et des organes des modèles qui imitent les fonctions importantes de leurs homologues en vivo , pour des applications telles que le développement de médicaments, en remplacement des classiques trop simplifiée cellule planaire cultures11,12,13,14,15,16,17,18,19. Dans les deux situations, la capacité de récapituler la microarchitecture complexe et la structure hiérarchique des tissus humains est essentielle dans activer la fonctionnalité de l' ingénierie des tissus10, et en particulier, des moyens d’intégrer un réseau vasculaire dans les tissus techniques sont demande car vascularisation présente l’un des plus grands défis au champ20,21,22,23.

A ce jour, diverses approches ont été développées à cet égard dans une tentative de construire des structures des vaisseaux sanguins dans les constructions de l’ingénierie tissulaire avec divers degrés de succès8. Par exemple, l’auto-assemblage des cellules endothéliales permettant pour génération de réseaux microvasculaires24; livraison des facteurs de croissance angiogéniques induit une néovascularisation soutenue25,26; l’utilisation de cellules progénitrices vasculaire et péricytes facilite la croissance des cellules endothéliales et Assemblée24,,27; conception d’échafaudage propriétés permet une modulation précise de la vascularisation28,29; et la technologie des cellules feuille permet pour une manipulation pratique de superposition vasculaire30. Néanmoins, ces stratégies ne pas doter la capacité de maîtriser la structuration spatiale du système vasculaire, ce qui entraîne souvent une distribution aléatoire des vaisseaux sanguins dans une construction d’ingénierie tissulaire et donc limite de reproductibilité. Au cours des dernières années bioprinting a émergé comme catégorie d’activation technologies vers la solution d’un tel défi, en raison de leur polyvalence inégalée du dépôt des motifs de tissus complexes à haute fidélité et de la reproductibilité dans une façon automatisée ou semi-automatisée31,32,33. Sacrificiel bioprinting34,35,36,37,38, embedded bioprinting39,40,41et structure creuse bioprinting/biofabrication42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 ont tous démontré la faisabilité de produire des tissus vascularisés ou vasculaires.

Par ailleurs, une stratégie de bioprinting microfluidiques pour fabriquer microfibreux ont été récemment mis au point, où un bioink hybride composée de l’alginate et gélatine methacryloyl (Khalil) a été livré à travers le noyau d’une tête d’impression concentrique et une solution de chlorure de calcium (CaCl2) a été porté par le flux de la gaine externe de la tête d’impression54,,55. La coextrusion des deux flux autorisés pour une réticulation physique immédiate du composant l’alginate pour permettre la formation de microfibre, tandis que psoralen ultérieur assurée stabilisation permanente de l’échafaudage multicouche microfibreux. À noter, les cellules endothéliales encapsulés dans les microfibres bioprinted trouvées à proliférer et migrer vers les périphéries de la microfibres en supposant que les structures en lumen qui a imité le lit vasculaire54,55. Ces bioprinted, endothelialized lits vasculaires pourraient être ensuite remplis avec désiré types cellulaire secondaire pour construire davantage de tissus vascularisés55. Ce protocole prévoit donc une procédure détaillée d’une telle microfluidique bioprinting stratégie activée par la conception de la buse concentrique, qui assure la fabrication pratique des tissus vascularisés pour applications potentielles en génie tissulaire et organoïde modélisation.

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Protocol

Les cardiomyocytes de rats néonatals utilisés dans le présent protocole ont été isolées des rats Sprague-Dawley âgés de 2 jours suivant une procédure bien établie de56 , approuvé par l’animalier institutionnel et le Comité de l’urbanisme à l’hôpital Brigham and de Women.

1. l’instrumentation de la Bioprinter

  1. Insérer une aiguille émoussée plus petite (p. ex., 27 G, 1 pouce) comme le noyau au centre d’une plus grande aiguille émoussée (p. ex., 18 G, ½ pouce) comme la gaine afin de construire la duel-couche, microfluidique concentriques tête d’impression ; s’assurer que l’aiguille centrale est légèrement bombée (~ 1 mm) plus long que la coque externe (Figure 1A). L’alignement est généralement réglé manuellement, mais si entretoises nécessaires de tailles appropriées peuvent être pris en sandwich dans le temps entre les aiguilles intérieure/extérieure à la pointe et les côtés de baril pour aider l’alignement concentrique. Sceller la jonction des barils avec de la colle époxy et retirez les entretoises d’alignement sur le côté de la pointe quand il y a lieu.
  2. Introduire une autre aiguille (23G) dans le canon de l’aiguille centrale dans le sens inverse.  Générer un trou sur le côté du canon de l’aiguille externe, puis insérez un connecteur métallique de faire correspondre la taille dans le trou, suivi d’étanchéité avec de la colle époxy.
  3. Raccorder les entrées de la tête d’impression à un pousse-seringue double canal pour l’injection de le bioink et la solution de réticulation, individuellement, par deux tubes de PVC. Monter l’extrudeuse sur la tête d’un bioprinter à l’aide d’un support en plastique fait de poly(methyl methacrylate) (PMMA).
    Remarque : Bioprinter sélection dépend de la disponibilité. Dans notre cas, nous avons testé avec succès cette configuration sur plusieurs bioprinters disponibles dans le commerce. Cependant, tout bioprinter qui dispose d’une platine motorisée de x-y-z devrait, en principe, activer l’intégration de cette tête d’impression de la microfluidique.

2. Bioprinting le lit vasculaire microfibreux

  1. Faire la bioink à l’aide d’un mélange d’alginate (4 w/v%, faible viscosité), gélatine methacryloyl (Khalil, w/v% 1-2)57,58et photo-initiateur 2959 Irgacure (0,2 - 0,5 wt.%) dissous dans 25 mM 2-[4-(2-hydroxyethyl) piperazin-1-yl] éthane sulfonique (un tampon HEPES, pH 7,4) contenant 10 vol.% bovine sérum fœtal (SVF).
  2. Préparer une solution de 0,3 M CaCl2 dans un tampon HEPES contenant 10 vol.% FBS comme le fluide porteur de réticulation.
  3. Immédiatement avant bioprinting, dissocier les cellules endothéliales de veine ombilicale humaine (HUVEC) de ces flacons à l’aide de traitement par la trypsine w/v% 0,05 pendant 5-10 min et remettre en suspension les cellules de la bioink à une concentration de 5-10 × 106 cellules/mL. Pipetter la suspension lentement de 5 à 10 fois pour assurer une répartition homogène.
  4. Commencer l’injection du liquide bioink/réticulation à l’aide d’une pompe à seringue double canal aux mêmes débits de 5 µL/mL. Les flux peuvent être autorisés à exécuter en continu jusqu'à 1 min jusqu'à ce qu’ils stabilisent. Par la suite, lancer le mouvement de la tête d’impression en contrôlant le bioprinter à une vitesse de dépôt d’environ 4 mm/s (Figure 1B). Ces vitesses peuvent besoin fine tuning avec chaque nouvelle configuration pour assurer bioprinting optimale. Le processus bioprinting est habituellement réalisé à température ambiante (21-25 ° C), mais cette température peut être modifiée. Le processus bioprinting devrait permettre gélification rapide ionique de la composante de l’alginate et le dépôt d’un échafaudage de microfibreux (Figure 1B).
  5. Une fois l’échafaudage bioprinted, atteindre gélification chimique par psoralen plu la composante de Khalil, à environ 5-10 mW/cm2 de lumière UV (360-480 nm) pour 20-30 s (Figure 1C).
  6. Suite aux bioprinting et réticulation, rincer doucement l’échafaud avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pour enlever l’excès de CaCl2. L’échafaudage microfibreux HUVECs chargées en cellules endothéliales milieu de croissance (EGM) dans un incubateur à 37 ° C et 5 vol.% CO2 pendant 16 jours avec le milieu de la culture a changé au moins tous les 2 jours. Surveiller les morphologies des HUVECs sous un microscope au cours de la période de culture.

3. la construction des tissus vascularisés

  1. Une fois les HUVECs ont migré vers les périphéries de la microfibres à l’échafaud pour former les structures en lumen (Figure 1D), extraire l’échafaud et placez-le délicatement sur la surface d’une surface hydrophobe (p. ex., une dalle de polymethylsiloxane [PDMS]). Utilisez un morceau de papier de filtre stérile pour retirer soigneusement tout le milieu de l’espace interstitiel de l’échafaudage avec force capillaire.
  2. Immédiatement ajouter une goutte d’eau (environ 20-40 µL) de suspension d’un type de cellule secondaire (p. ex., les cardiomyocytes) dans un milieu à une densité de 1 à 10 × 106 cellules/mL au sommet de l’échafaudage, qui doit s’infiltrer dans l’espace interstitiel de l’échafaud (Figure 1E). Incuber une telle configuration dans un incubateur (37 ° C, 5 vol.% CO2, 95 % d’humidité relative) pendant 0,5 - 2 h pour permettre à des cellules d’adhérer sur les microfibres individuels. Surveiller la taille des gouttelettes sur la période pour s’assurer qu’aucune évaporation notable n’est observée.
  3. Laver délicatement les échafaudages en secouant dans un bain de PBS pour enlever toute les cellules non adhérentes et la culture de la construction en milieu pertinente jusqu'à ce que le tissu vascularisé désiré est formé.

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Representative Results

La stratégie de bioprinting microfluidique permet bioprinting extrusion directe d’échafaudages de microfibreux à l’aide de faible viscosité bioinks54,,55. Comme illustré dans la Figure 2A, un échafaudage avec une taille de 6 × 6 × 6 mm contenant3 > 30 couches de microfibres peuvent être bioprinted moins de 10 min. La réticulation ionique immédiate du composant l’alginate avec CaCl2 autorisés pour l’excellente intégrité structurelle au cours du processus de bioprinting tandis que le suivante psoralen physique du composant Khalil assuré une stabilité à long terme de l’échafaudage de microfibreux bioprinted, comme indiqué dans vue de dessus et vue de côté, montré dans les Figures 2 b et 2C. Les microfibres atteints dans ce cas, dans les conditions bioprinting spécifiées dans le protocole, étaient environ 100-150 µm de diamètre, ce qui serait légèrement augmentation des heures supplémentaires avec un gonflement.

Le processus de bioprinting, y compris l’extrusion de microfluidique de la bioink, la réticulation ionique et la psoralen, n’affectait pas significativement la viabilité des HUVECs encapsulés. Les cellules pourraient maintenir une viabilité relativement élevée de > 80 % après la fin de toutes ces procédures (Figure 2D). Comme signalé plus tôt54,55, les HUVECs pourraient progressivement prolifèrent et migrent dans les microfibres de la répartition aléatoire au départ au jour 0 (Figure 2A) à la périphérie des microfibres de supposer des structures ressemblant à lumen à 16 jours post-bioprinting en culture (Figure 2F). Un tel comportement observé pour les HUVECs est probablement due à la tendance axée sur l’interface intrinsèque des cellules endothéliales ainsi que la plus grande disponibilité de nutriments et d’oxygène qui entourent les microfibres que dans leurs intérieurs55,59.

L’échafaudage microfibreux peut également fonctionner comme une plate-forme autonome pour l’ingénierie tissulaire. À l’aide de tissus du myocarde à titre d’exemple, cardiomyocytes de rats néonatals ont été semées sur l’espace interstitiel d’un échafaudage de bioprinted à une densité de 5 × 106 cellules/mL et cultivées dans de Dulbecco modifié Eagle (DMEM) additionné de 10 vol.% FBS. Le milieu a été changé tous les jours dans les 2-3 premiers jours jusqu'à ce que les cardiomyocytes a commencé à battre, après quoi seulement ½ moyen a été échangée chaque 2-3 jours55,60,,du6162. Les cellules pourraient maintenir leur spontanée et synchronisée battant jusqu'à 9 à 28 jours selon la source des cellules et la configuration des échafaudages55. Les cardiomyocytes adultes sur l’échafaud a également montré forte expression des biomarqueurs cardiaques fonctionnels comme le montre les images confocal fluorescence à la Figure 3, y compris du sarcomère α-actinine (Figure 3B) et connexin-43 (Figure 3C).

Combinant les cellules endothéliales et le type de cellule secondaire, un tissu vascularisé pourrait être plus construit. Encore une fois, à l’aide de myocarde à titre d’exemple, une fois le lit vasculaire a été formé dans un échafaudage de microfibreux bioprinted après environ 16 jours de culture, cardiomyocytes de rats néonatals ont été ensuite ensemencées dans l’espace interstitiel de l’échafaudage. Après que mise en culture et la maturation dans un milieu commun composé de ration de 1:1 volume de EGM:DMDM, un endothelialized du tissu myocardique pourrait être formé présentant des battements spontanée et synchrone55. Seul plan confocal fluorescence images dans la Figure 4 plus loin ont révélé la coexistence des deux types de cellules, avec les HUVECs principalement présents dans les limites de la microfibres (Figure 4B) et les cardiomyocytes entourant les extérieurs de la microfibres (Figure 4C).

Figure 1
Figure 1 : Constructions de la microfluidique Bioprinting stratégie pour générer des tissus vascularisés.
(A) La conception de la tête d’impression coaxial core-gaine pour la coextrusion de la bioink composite et le CaCl2. (B-E) Construisent des schémas montrant la procédure de fabrication d’un tissu vascularisé. Ce chiffre a été modifié avec la permission de Réf.55. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Bioprinting le lit vasculaire microfibreux.
(A) la photo montrant un échafaudage de 30 couches microfibreux bioprinted. (B, C) Vues de dessus et de côté de micrographies montrant un échafaudage de bioprinted. (D) la viabilité des HUVECs chargés dans un échafaudage de microfibreux bioprinted. Vert et rouge indiquent les cellules vivantes et mortes, respectivement. (E, F) Microscopie de fluorescence montrant l’organisation de la protéine fuorescent verte (GFP)-HUVECs dans les microfibres bioprinted au jour 0 et 16 jours post bioprinting, respectivement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : La croissance subséquente des Cardiomyocytes sur l’échafaud de microfibreux Bioprinted.
Microscopie de fluorescence montrant des noyaux (A) , (B) du sarcomère α-actinine, (C) connexin-43 et superposition (D) . S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Construction du tissu myocardique Endothelialized.
Microscopie de fluorescence montrant des noyaux (A) , (B) GFP-HUVECs, actine f (C) les HUVECs cardiomyocytes et superposition (D) . Encart dans D montre une image de bas-grossissement du tissu myocardique endothelialized. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Ensemble de données supplémentaire.
Un échantillon de G-code de fichier pour bioprinting un 6 × 6 réseau carré de mm2 avec 220 µm espacement entre microfibres adjacents.

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Discussion

Construction de la tête d’impression coaxiale représente une étape cruciale vers bioprinting microfluidique réussie pour permettre la livraison simultanée de deux le bioink de l’âme et l’agent de réticulation de la gaine. Alors que dans le présent protocole, une tête d’impression de l’exemple a été créé en utilisant une aiguille de 27G comme le noyau et une aiguille 18G comme la coquille, il peut être facilement prolongée à une variété de combinaisons en utilisant différentes tailles d’aiguilles. Toutefois, la modification de la taille des aiguilles, qui entraîne la modification du montant débit livré dans chaque phase, il faudra optimisation des débits de fois le bioink et l’agent de réticulation (réglable individuellement à l’aide de deux pompes à seringue au lieu d’un double canal) et potentiellement aussi la vitesse de déposition engagés par le bioprinter.

La combinaison des paramètres (taille d’aiguille, débits et la vitesse de dépôt) dans le protocole actuel conduit à des microfibres de bioprinted avec un diamètre d’environ 120 µm immédiatement après le dépôt, qui se gonflent à peu près 150 µm après équilibration en moyenne55. Une telle taille équivaut à aussi à peu près à l’épaisseur de la couche des constructions bioprinted puisqu’il n’a pas d’espace entre les couches de la microfibres. Le diamètre de la bioprinted de microfibres est une fonction de tous les trois paramètres54,63; la taille de l’aiguille de la base de la tête d’impression et le débit de la bioink sont en corrélation positive avec le diamètre de la microfibres, tandis que la taille de l’aiguille de la gaine, le débit de l’agent de réticulation et la vitesse de dépôt sont en corrélation négative avec le diamètre de la microfibres. Le contrôle des mouvements de la tête d’impression et/ou la platine motorisée permettrait le dépôt de microfibreux échafaudages de structures arbitraire54,55.

En outre, la formulation de la bioink peut modifier le profil de la bioprinting ainsi. Par exemple, le montant de l’alginate et Khalil peut être légèrement modulé selon des applications spécifiques, et il est possible d’agencer les matériaux supplémentaires à la bioink, comme le polyéthylène glycol-tétraacrylate de pentaérythritol (PEGTA) qui augmente la mécanique du bioprinted microfibres40. La réticulation UV détermine également les propriétés mécaniques du centre de la bioprinted microfibres, qui peut également affecter le comportement des cellules endothéliales embarqué54. Les paramètres signalés dans le présent protocole a été optimisé pour HUVECs. Toutefois, il est prévu que, pour chaque type de cellules endothéliales, les paramètres de réticulation devront être ré-optimisé pour réaliser la formation de la lumière dans les microfibres.

Pour un type de cellule secondaire sur le lit vasculaire bioprinted des graines, il faut placer l’échafaudage sur un morceau de surface hydrophobe et veiller à ce que la plupart moyen dans l’espace interstitiel de l’échafaudage est supprimé. Cela permettra l’infiltration immédiate de la suspension cellulaire dans la structure microfibreux avec les gouttelettes autoportantes et encapsulant l’échafaud au cours de l’ensemencement, maximisant le nombre de cellules attachées à la surface de la microfibres. Bien qu’une densité relativement élevée des cardiomyocytes à 5 × 106 cellules/mL a été utilisée pour construire le tissu myocardique dans le protocole actuel, cette densité peut être réglée arbitrairement pour faire correspondre les types de tissus spécifiques. Il est également essentiel de maintenir un environnement humidifié, ce qui peut être réalisé en remplissant d’eau stérile ou PBS dans le voisinage de l’échafaud (p. ex., dans les puits environnants ou l’espace autour de la dalle PDMS), faire en sorte que le peu de moyen pour l’amorçage ne s’évapore pas pendant la période des semis.

En résumé, nous avons fourni un protocole détaillé de microfluidique bioprinting pour fabrication pratique des tissus vascularisés. Dans cette stratégie, une tête d’impression coaxial core-gaine est utilisée pour activer extrusion simultanée d’un bioink hybride de l’agent de base et réticulation de la gaine. Lors de la coextrusion, la bioink subit immédiatement une réticulation physique pour sa composante d’alginate faisant un échafaudage en couches microfibreux tel que programmé par le mouvement de la bioprinter, tandis que la construction de l’ensemble est plus chimiquement PHOTORÉTICULÉ pour le composant de khalil permettre la stabilité à long terme. Les cellules endothéliales encapsulées dans les microfibres au cours du processus de bioprinting peuvent proliférer et migrer vers les périphéries en supposant que les structures en lumen, transformant l’échafaud en un lit vasculaire. Par ensemencement d’un type de cellule secondaire, une construction de tissus vascularisés peut être générée par la suite. Cette stratégie de bioprinting microfluidique est unique et peut être facilement étendue à une variété de types de tissus tels que du foie, muscle squelettique, et cancers sans compter que le myocarde illustrent dans le protocole actuel, par une combinaison rationnelle des types de cellules désiré et spécialement les patrons des bioprinted microfibreux utilisés. Les constructions de tissus vascularisés produites avec une telle méthode peuvent être utilisées pour la régénération des tissus in vivo ou in vitro modélisation de tissu.

Il y a plusieurs limites associées à la microfluidique bioprinting stratégie décrite dans le présent protocole. Tout d’abord, le diamètre de la microfibres bioprinted est limité à quelques centaines micromètres en raison de la barrière de diffusion de la matrice hydrogel pour la solution2 ACIC efficacement crosslink le composant l’alginate dans le noyau. Densité de réticulation physique trop faible rendrait la structure multicouche instable. En second lieu, l’agent de réticulation physique de CaCl2 solution peut exercer des effets négatifs sur certains types de cellules endothéliales qui sont plus fragiles que les HUVECs, telles que les cellules progénitrices endothéliales. La possibilité d’utiliser une telle méthode de bioprinting pour une plus grande variété de types de cellules endothéliales peut-être nécessiter des examens complémentaires. En troisième lieu, tandis que les cellules endothéliales peuvent former des structures en lumen dans les microfibres, les noyaux de ces microfibres ne sont pas creux pour permettre la perfusion. Par conséquent, nutriments et l’oxygène sont toujours fournis principalement par le biais de l’espace interstitiel dans les échafaudages bioprinted. L’adaptation de matières sacrificielles comme composante de la bioink64 photoréticulables peut résoudre ce problème dans les versions futures de la technologie. Alternativement, bioprinted creux microfibreux structures42,43,65,66,,du6768 peut être utilisé comme le lit vasculaire afin d’assurer une perfusion directe des tissus vascularisés construit. Enfin, bioprinting des tissus clinique taille peut encore être difficile, qui peut probablement être adressée en intégrant la conception de têtes d’impression de microfluidique déployèrent69 pour atteindre bioprinting échelle élargie à haut débit.

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Disclosures

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Acknowledgments

Les auteurs reconnaissent le National Cancer Institute du instituts nationaux de santé sentier au prix de l’indépendance (K99CA201603).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alginic acid sodium salt from brown algae Sigma-Aldrich A0682 BioReagent, plant cell culture tested, low viscosity, powder
Gelatin type A from porcine skin Sigma-Aldrich G2500 Gel strength 300
Irgacure 2959 (2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone) Sigma-Aldrich 410896 98%
HEPES buffer Sigma-Aldrich H0887 1 M, pH 7.0 - 7.6, sterile-filtered, BioReagent, suitable for cell culture
Fetal bovine serum  Thermo Fisher Scientific 10438026 Qualified, heat-inactivated, USDA-approved regions
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C5080 BioXtra, ≥99.0%
Phosphate buffered saline Thermo Fisher Scientific 10010023 pH 7.4
Human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001 Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs)
GFP-expressing human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001GFP GFP-Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cells (GFPHUVECs)
Endothelial cell growth medium Lonza CC-3162 EGM-2 BulletKit
Dulbecco’s Modified Eagle Medium  Thermo Fisher Scientific 12430054 High glucose, HEPES
Sylgard 184 silicone elastomer kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Clear 0.5 kg Kit
UV curing lamp system Excelitas Technologies OmniCure S2000 Spot UV Light Curing System with Intelligent UV Sensor

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Zhang, Y. S., Pi, Q., van Genderen,… More

Zhang, Y. S., Pi, Q., van Genderen, A. M. Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids. J. Vis. Exp. (126), e55957, doi:10.3791/55957 (2017).

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