Summary
Hier presenteren we een protocol van heterotopische aorta transplantatie in muizen met behulp van de niet-hecht manchet techniek in een cervicale Murine model. Dit model kan worden gebruikt om de onderliggende pathologie van chronische transplantaat vasculopathie (CAV) te bestuderen en kan helpen bij het evalueren van nieuwe therapeutische middelen om de vorming ervan te voorkomen.
Abstract
Met de introductie van krachtige immunosuppressieve protocollen, zijn duidelijke vooruitgang mogelijk in de preventie en therapie van acute afwijzing afleveringen. In de afgelopen decennia kon echter slechts geringe verbetering van de lange termijn resultaten van getransplanteerde vaste organen worden waargenomen. In deze context vertegenwoordigt chronische transplantaat vasculopathie (CAV) nog steeds de belangrijkste oorzaak van laat-orgaanfalen bij cardiale, nier-en pulmonaire transplantatie.
Tot dusver blijft de onderliggende pathogenese van CAV-ontwikkeling onduidelijk, waarin wordt uitgelegd waarom effectieve behandelingsstrategieën momenteel ontbreken en de nadruk leggen op een behoefte aan relevante experimentele modellen om de onderliggende pathofysiologie te bestuderen die leidt tot CAV vorming. Het volgende protocol beschrijft een heterotope cervicale aorta transplantatie model Murine met behulp van een gemodificeerde niet-hecht manchet techniek. In deze techniek wordt een segment van de thoracische aorta in de rechter gemeenschappelijke halsslagader geplaatst. Met het gebruik van de niet-hecht manchet techniek, kan een gemakkelijk te leren en reproduceerbare model worden vastgesteld, waardoor de mogelijke heterogeniteit van gehecht vasculaire micro anastomoses wordt geminimaliseerd.
Introduction
In de afgelopen zes decennia is een solide orgaantransplantatie geëvolueerd van een experimentele procedure naar een standaard van zorg voor de behandeling van eindstadium orgaanfalen1. Als gevolg van de verbetering van antimicrobiële middelen, chirurgische technieken en vooruitgang in immunosuppressieve regimenten, de vroege succespercentage van de vaste orgaantransplantatie zijn aanzienlijk toegenomen in de afgelopen decennia2.
Echter, lange termijn transplantaat overleving percentages zijn niet significant verbeterd op dezelfde manier3. De ontwikkeling van CAV is de belangrijkste factor die de lange termijn Overleving4,5,6beperkt. Deze pathologie wordt gekenmerkt door de vorming van een concentrische neointimale laag bestaande uit gladde spiercellen, wat leidt tot progressieve vernauwing van het vat en opeenvolgende malperfusie van het getransplanteerde vaste orgaan. Bij ontvangers van harttransplantaties kunnen CAV laesies worden gediagnosticeerd bij maximaal 75% van de patiënten 3 jaar na transplantatie7.
De pathofysiologie van CAV is nog niet volledig begrepen. Het lijkt te zijn gerelateerd aan tal van immunologische en niet-immunologische factoren, leidt tot endotheliale schade met daaropvolgende endotheliale activering en dysfunctie8. Tot dusver bestaat er geen causale behandelingsoptie voor de preventie van CAV, met de nadruk op de noodzaak van een reproduceerbare kleine diermodel om de vorming en mogelijke therapie van CAV te bestuderen.
Met het gebruik van muriene aorta transplantatie modellen, CAV achtige laesies kan worden gezien 4 weken na transplantatie. Deze laesies bestaan voornamelijk uit vasculaire gladde spiercellen, daardoor, die lijken op de menselijke pathologie. Door een breed scala aan transgene en knock-out muizen biedt het gebruik van Muismodellen in transplantatie geassocieerde pathologieën een unieke kans om nieuwe therapeutische opties te identificeren en hun ontwikkeling te begrijpen. Vanwege de kleine diameter van de getransplanteerde vaten wordt het gebruik van Muismodellen echter vaak geassocieerd met lange leer curves en een initiële hoge complicatie rate9. Met de introductie van de niet-hecht manchet techniek kan dit meest uitdagende deel van de operatie worden vergemakkelijkt en wordt de diameter van de anastomose constant10,11gehouden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle experimenten werden uitgevoerd volgens de richtlijnen van de Duitse dierenwelzijns akte (TierSchG). (AZ: 55.2-1-54-2532. Vet_02-80-2015).
1. huisvesting van dieren
- Gebruik voor experimenten mannelijke C57BL/6-en BALB/c-muizen met een gewicht van 20-25 g met C57BL/6 muizen als de ontvangende dieren en BALB/c muizen als donordieren.
- Koop de dieren en huis in een barrière-pathogeen-vrije faciliteit, in overeenstemming met de FELASA richtlijnen voor Health Monitoring12.
- Houd de muizen in standaard Makrolon kooien met verrijking nesten materiaal. Geef ad libitum toegang tot water en gepileerde voedsel bij een dag/nacht cyclus van 12 uur.
- Houd de kamertemperatuur bij 22 ± 2 °C en de relatieve vochtigheid bij 55 ± 5%.
2. voorbereiding van de geadresseerde
- Eerste, anesthetiseer het ontvangende dier (C57BL/6) met een intraperitoneale injectie van midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) en fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL).
Opmerking: de juiste diepte van de anesthesie moet worden bereikt in 5-10 min.- Knijp de achtervoeten met een tang om te controleren op reflexen om de diepte van de anesthesie te bevestigen.
- Clip al het haar van de cervicale laterale regio met een elektrische Hair Clipper voor kleine dieren en breng oftalmische zalf met wattenstaafjes om te voorkomen dat de ogen uitdrogen tijdens de procedure.
- Plaats het dier in een rugligging op een verwarmingspad onder de Microscoop en plak de poten voorzichtig op de bedienings tafel met huid gevoelige pleister stroken.
- Kantel het hoofd terug en schrobben het operatieve veld meerdere malen met alcohol.
- Maak een huid incisie van de halsader incisie naar rechts lager onderkaak met kleine schaar.
- Verwijder de rechter onderste LOB van de submandibulaire klier via bipolaire cauterie van het vaten been en daarna excisie met micro schaar.
- Verwijder de rechter sternocleidomastoïde spier via bipolaire cauterie van het bovenste en onderste gedeelte en daaropvolgende excisie met micro schaar om toegang te krijgen tot de gemeenschappelijke carotis slagader.
- Mobiliseer de common halsslagader-slagader zo veel mogelijk en in de nabije omgeving door het omringende bindweefsel uit elkaar te trekken met een fijne Tang.
- BIND twee 7-0 zijde ligaturen met minimale afstand tussen elk rond het midden van de gemeenschappelijke halsslagader en transect de gemeenschappelijke carotis slagader met fijne micro schaar tussen de ligaturen.
- Passeer het proximale, geligeerd uiteinde door de manchet en bevestig het met een kleine slagader klem.
Opmerking: de manchetten die in deze procedure werden gebruikt, werden gesneden met een micro schaar uit buisjes van polyimide met een buitendiameter van 0,610 mm en een wanddikte van 0,0254 mm. De voltooide manchetten hadden een lengte van ~ 2 mm met een helft, die wordt gebruikt voor het cuffing-proces, een volle cilinder en de andere helft, die wordt geklemd, een halve cilinder. - Verwijder de ligatuur met fijne micro schaar, zo dicht mogelijk bij de ligatuur, en spoel het lumen met een gehepariniseerd zoutoplossing (50 IE/ml) met een 30 G naald, terwijl u voorzichtig de wanden van het vat niet beschadigt.
- Distend het open lumen met behulp van fijne vasculaire dilatatoren en Evert de carotis stronk over de manchet door het zachtjes over de polyimide buis te trekken.
- Bevestig onmiddellijk de binnenstebuiten gekeerd halsslagader met een losjes vooraf gebonden 7-0 Silk loop.
Opmerking: losjes vooraf binden 4 7-0 zijde lussen met een diameter van ongeveer 1,5 mm voor de operatie om de cuffing-procedure soepeler en gemakkelijker te maken. - Voer dezelfde procedure uit (2.10-2.13) aan het andere uiteinde van de halsslagader.
- Stel het ontvangende dier opzij en hydrateer het operatieve veld met zoutoplossing totdat het aorta segment is explanted.
3. donor bedrijf
- Anesthetiseer de donor muis (BALB/c) op dezelfde manier als het ontvangende dier.
- Knijp de achterpoten met een tang om te controleren op reflexen om voldoende verdoving te bevestigen.
- Clip alle haren van de buik en de thoracale regio met een elektrische Hair Clipper voor kleine dieren en breng oftalmische zalf met wattenstaafjes om te voorkomen dat de ogen uitdrogen tijdens de procedure.
- Plaats het dier in een rugligging op een verwarmingspad onder de Microscoop en plak de poten voorzichtig op de bedienings tafel met huid gevoelige pleister stroken.
- Scrub het operatieve veld meerdere malen met alcohol.
- Voer een middellijn abdominale laparotomie uit met een kleine schaar en duw de darmen iets omhoog om de inferieure vena cava (IVC) bloot te leggen.
- Injecteer de inferieure vena cava (IVC) met 1 ml gehepariniseerd Saline met een 30 G naald.
- Snijd de abdominale aorta en de IVC onder de nierslagaders met een kleine schaar om het donordier te exsanguineren. Plaats een kompres in de buik losjes om het bloed te absorberen.
- Voer een Thoracotomie uit bij de bilaterale omleiding van de ribben met een schaar en kantel de voorste borstwand cranially met een chirurgische klem om het mediastinum bloot te leggen.
- Snijd de IVC en de slokdarm direct boven het diafragma met micro schaar.
- Verwijder het hart en de longen door ze omhoog te kantelen met een tang die de geknipte IVC/slokdarm vasthoudt en ze vervolgens met een micro schaar uit de basis te halen om toegang te krijgen tot de thoracische aorta in het rugmediastinum.
- Mobiliseer de thoracale aorta van het omringende weefsel door het omringende bindweefsel en vet uit elkaar te trekken met een fijne Tang terwijl het voorzichtig is om geen intercostale slagaders te beschadigen.
- Cauteriseren alle takken van de thoracale aorta met bipolaire cauterie Tang en accijnzen het aorta segment tussen het diafragma en de aortische boog met behulp van micro schaar.
- Spoel het uitgesneden aorta segment met een gehepariniseerd zoutoplossing met een 30 G naald, terwijl u er voor zorgt dat u de wanden van het vat niet beschadigt, eventuele overgebleven bloed of stolsels verwijdert en het transplantaat overdraagt naar het ontvangende dier.
Opmerking: plaats de aorta Graft direct in de ruwweg juiste positie in de ontvanger tijdens de overdracht. Als er problemen zijn met het verwarren van de verschillende uiteinden van de graft in het ontvangende dier, kan een losse ligatuur rond het distale uiteinde helpen.
4. implantatie
- Trek het proximale uiteinde van het aorta-segment van de donor over de proximale manchet bovenop de gealgeerde halsslagader met fijne Tang en bevestig het onmiddellijk met een losjes vooraf gebonden 7-0 Silk loop.
- Trim het distale, vrije uiteinde van de aorta Graft met micro schaar zodat de Graft lengte de afstand tussen de twee manchetten past.
- Herhaal stap 4,1 aan de andere kant van de aorta met de andere manchet om de anastomose te voltooien.
- Verwijder de distale klem om retrograde perfusie toe te staan.
- Na het bereiken van hemostase, verwijder de proximale klem om de anastomose te voltooien.
- Sluit ten slotte de wond met 6-0 continue hechting.
5. postoperatieve zorg
- Bewaak de muis nauwkeurig in de eerste 6 h na de operatie en vervolgens meerdere malen per dag voor de eerste 72 h na de transplantatie om eventuele complicaties onmiddellijk op te sporen.
- Injecteer voor postoperatieve analgesie de getransplanteerde muis met buprenorfine (0,05-0,1 mg/kg) subcutaan direct na de transplantatie en vervolgens elke 12 h voor 72 h om geschikte, langdurige analgesie te bieden.
6. aorta transplantaat verklaringen
- Anesthetiseer het getransplanteerde dier met een intraperitoneale injectie van midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) en fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL) 4 weken na transplantatie.
- Knijp de achterpoten met een tang om te controleren op reflexen om voldoende verdoving te bevestigen.
- Clip alle haren van de buik, thoracale en cervicale regio met een elektrische Hair Clipper voor kleine dieren.
- Plaats het dier in een rugligging op een verwarmingspad onder de Microscoop en plak de poten voorzichtig op de bedienings tafel met huid gevoelige pleister stroken.
- Scrub het operatieve veld meerdere malen met alcohol.
- Voer een middellijn abdominale laparotomie uit met een kleine schaar en duw de darmen iets omhoog om de inferieure vena cava (IVC) bloot te leggen.
- Injecteer de inferieure vena cava (IVC) met 1 ml gehepariniseerd Saline met een 30 G naald.
- Snijd de abdominale aorta en de IVC onder de nierslagaders met een kleine schaar om het donordier te exsanguineren. Plaats een kompres in de buik losjes om het bloed te absorberen.
- Maak een incisie van de huid van de halsader incisie aan de rechteronderkaak met een kleine schaar overeenkomend met de huid incisie gemaakt tijdens de transplantatie procedure.
- Identificeer de getransplanteerde aorta Graft samen met de distale en proximale Cuff en Blunt Verwijder het omringende weefsel met een tang.
- Gebruik micro schaar om de aorta-transplantaat samen met de twee manchet uiteinden uit te snijden door de gewone halsslagader distale en proximale naar de aorta Graft met de manchetten.
- Snijd het aorta segment in tweeën en bewaar de specimens voor verdere analyses (bevroren delen, paraffine ingesloten secties, bevroren materiaal van de module)13,14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In het volledig MHC-mismatch-transplantatie model kan een concentrische neointimale laag worden gezien 4 weken na de transplantatie (Figuur 2). Deze laag bestaat hoofdzakelijk uit vasculaire gladde spiercellen als immunohistologische kleuring voor SM22 (een selectieve marker voor rijpe vasculaire gladde spiercellen) onthuld. Zoals eerder vermeld, deze vasculaire gladde spiercellen zijn Pathognomonisch voor laesies gezien in chronische transplantaat vasculopathie. Voor verdere analyses moeten aorta segmenten worden verdeeld en gekleurd door Elastica van Gieson-kleuring. Hier kan de neointimale laag gemakkelijk worden gedifferentieerd naar de elastische vezels van het interne elastische membraan, waarbij de tunica intima van de Tunica mediawordt gedeeld.
Om een mogelijk therapeutisch effect in dit model te evalueren, kan de neointima-media verhouding, evenals het vernauwing van de Luminale cross-sectionele zone, worden gemeten in die verdeelde monsters13,15. In ons beschreven gemodificeerde model van niet-hecht bare aorta transplantatie, zou een technisch succespercentage van > 91% kunnen worden bereikt bij meer dan 300 aorta transplantaties uitgevoerd. Dit hoge succespercentage kan worden bereikt met behulp van een manchet gemaakt van polyimide buizen met een buitendiameter van 0,610 mm en een wanddikte van 0,0254 mm.
Figuur 1: intraoperatieve foto's. (A) het snijden van de geligeerd carotis slagader. B) geklemd carotis uiteinde na het verwijderen van de ligatuur en het spoelen van het uiteinde met gehepariniseerd Saline. C) cuffing-procedure. D) gereed voorbereiding van de geadresseerde (beide carotiden einde geboeid). E) getransplanteerd aorta-segment vóór en (F) na reperfusie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: histologisch specimen van getransplanteerde aorta segmenten 4 weken na transplantatie. A) representatieve immunohistologische KLEURING met SM22 (groene fluorescentie) en DAPI (blauwe fluorescentie) die de dikke neointimale laag, bestaande uit vasculaire gladde spiercellen, weergeeft. De elastische vezels worden weergegeven in rode fluorescentie (20x vergroting). (B) kleuring van elastica-van-gieson (10x vergroting). C) syngenisch getransplanteerd aorta segment 4 weken na transplantatie (10x vergroting). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Chronische allotransplantaat vasculopathie is de belangrijkste oorzaak van laat transplantaat verlies na een solide orgaantransplantatie van het hart en waarschijnlijk nier-en Long allograften8. Tot nu toe kon geen causaal therapeutisch regime worden ontwikkeld om de vorming van CAV te voorkomen.
De pathofysiologie van CAV is multifactoriaal en omvat immunologische en niet-immunologische aspecten16. Het gebruik van knaagdieren modellen bij transplantatie is essentieel geweest voor het begrijpen van de onderliggende pathofysiologie van transplantaat-afstoting processen bij een vaste orgaantransplantatie en hielp bij het identificeren van nieuwe therapeutische benaderingen die afstoting voorkomen17 . CAV wordt gekenmerkt door de vorming van een neointimale laag bestaande uit vasculaire gladde spiercellen die leiden tot opeenvolgende vernauwing van het vat en malperfusie van het getransplanteerde orgaan met daaropvolgende verslechtering van orgaanfunctie7.
In het beschreven muriene aorta transplantatie model kan de concentrische neointimale formatie worden waargenomen in volledig MHC (H-2d tot H-2b) mismatch thoracale aorta-grafts 4 weken na transplantatie. Deze laesies bestaan voornamelijk uit vasculaire gladde spiercellen (Figuur 2). Shi et al. beschreef het eerste muismodel van transplantatie arteriosclerose in 199418. Ze enten een carotis slagader segment naar de halsslagader door end-to-side-suturing. In 1996, Koulack et al. richtte het eerste abdominale muis aorta transplantatie model door het enten van een aorta segment aan de infrarenal aorta door end-to-end anastomose19. Dietrich et al. eerst beschreef het gebruik van een niet-hecht manchet techniek voor de transplantatie van een thoracale aorta-segment aan de halsslagader in 200011.
In vergelijking met Muismodellen die microvasculaire anastomose gebruiken om aorta segmenten te transplantaten, biedt de manchet techniek verschillende voordelen. Ten eerste is de procedure eenvoudiger en gemakkelijker te leren. Ten tweede is de ischemische tijd van het geënte aorta segment constant, omdat het ontvangende dier eerst voor de anastomose wordt bereid voordat de aanschaf van het aorta-segment van de donor wordt uitgevoerd, wat de koude en warme ischemie tijd minimaliseert. Ten derde wordt de diameter van de anastomose constant gehouden door het stijve karakter van de polyimide Cuff. Zo kunnen de stricturen van de anastomotische regio worden verwaarloosd.
Bovendien is de chirurgische ingreep minder traumatisch voor het ontvangende dier in vergelijking met de techniek met de buik incisie. Daarnaast biedt de uitvoering van de Cuff Technique de mogelijkheid van verschillende soorten vaste orgaantransplantatie terwijl dezelfde techniek wordt gebruikt in de ontvangende dieren11,20,21.
Hoewel we ervan overtuigd zijn dat deze microchirurgische techniek gemakkelijker te leren is dan andere aorta transplantatie modellen beschreven in de literatuur, zijn er enkele mogelijke valkuilen tijdens de procedure. Tijdens de operatie van de ontvanger, zorg ervoor dat goed te cauteriseren de sternocleidomastoïde spier alvorens het te snijden. De spier is goed gevasculariseerde en ernstige bloedingen kunnen optreden als de begeleidende schepen niet grondig worden gecoaguleerd. Deze bloedingen zijn moeilijk te controleren als de spier zal intrekken zodra volledig ontleed. Bovendien, terwijl het mobiliseren van de gemeenschappelijke carotis slagader zorg ervoor dat niet rechtstreeks grijpen de slagader zelf.
De manchet procedure zelf is het meest uitdagende deel van de operatie veruit en meest vatbaar voor falen. Het is daarom van vitaal belang om met de juiste lengte van de halsslagader te werken. In het begin hebben chirurgen de neiging om te weinig lengte van de halsslagader te bereiden, wat de procedure veel moeilijker maakt om te voltooien. Bovendien hebben chirurgen in het begin de neiging om de ligatuur te verdelen rond de gemene halsslagader in het midden van het werkveld. Dit kan leiden tot moeilijkheden bij het uitvoeren van de meer craniale gelegen cuff, omdat dit halsslagader eind segment vrij stijf en moeilijk te mobiliseren is. Ondertussen kan een aanzienlijk deel van de gemeenschappelijke halsslagader worden gemobiliseerd door lichte spanningen uit het gebied onder het sleutelbeen. Daarom stellen we voor om de halsslagader iets meer in de nabijheid te ligeren om meer lengte te geven aan het schedel gedeelte van de gemeenschappelijke carotis slagader. Zodra de gemeenschappelijke halsslagader wordt ontleed en de uiteinden door de manchetten worden doorgegeven en met de vasculaire klemmen worden bevestigd, moet de dilatatie van de halsslagader worden uitgevoerd. In dit deel van de operatie is het erg belangrijk om het vat niet te overstrekken omdat dit de wand van het vat kan beschadigen, wat leidt tot falen tijdens de cuffing procedure. Het hele operatieve veld roteren zodat de tractie in lijn is met de uitlijning van de arteriële klem op de manchet vergemakkelijkt de procedure.
Zorg er bij het aanschaffen van het aorta-segment voor dat u geen intercostale slagaders of andere takken van de thoracale aortout uitscheurt. Aan de andere kant, zorg ervoor dat u niet te dicht bij de thoracale aorta cauteriseren om schade van de transplantaat met verhoogd risico op trombose van de transplantaat na transplantatie te voorkomen.
Zorg er bij het implanteren van het aorta segment voor dat beide uiteinden goed zijn uitgelijnd om torsie van het transplantaat te voorkomen. Daarnaast moet het aorta segment worden verkort tot de juiste lengte om knikken tijdens reperfusie te voorkomen. Wanneer u de Graft reperfectiongebruikt, moet u altijd de meer craniale klem eerst openen om hemostase te observeren. Kleine bloedingen van niet volledig gecoaguleerde intercostale slagaders kunnen worden bestuurd door het aanbrengen van zachte druk met een klein wattenstaafje.
De hele transplantatie duurt minder dan een uur met maximaal 30 minuten voor de bereiding van de ontvanger en maximaal 15 minuten voor de donor operatie en de implantatie.
Het meest besproken nadeel van deze methode is dat de manchet zal aanhouden in de anastomose tijdens de duur van het experiment. Dit kan leiden tot een bepaalde reactie van het vreemde lichaam en een mogelijk hoger risico op trombose. Echter, histopathologische analyses van specimens getransplanteerd met de manchet techniek onthulde alleen milde buitenlandse lichaams reactie van de Graft en de slang22. Een andere besproken beperking van de procedure is de heterotopische plaatsing van de thoracale aorta in de gemeenschappelijke carotis slagader. Vanwege de verschillende diameters van het vat tussen de thoracische aorta en de common carotis slagader, kan men een meer turbulente stroming verwachten in het getransplanteerde aortische segment in vergelijking met een orthotrope, interpositionering. Dit kan leiden tot methodisch gebaseerde intimale veranderingen. Echter, syngene getransplanteerde segmenten onthulde slechts weinig neointima vorming die een methodische gebaseerde bias uitbuiten (Zie Figuur 2).
Deze paper beoogt de implementatie van dit model door andere onderzoekers in hun laboratoria te vergemakkelijken. Met de bovengenoemde wijzigingen kan dit muismodel van aorta transplantatie worden bewerkstelligd met elementaire microchirurgische vaardigheden, terwijl het een hoog slagingspercentage bereikt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.
Acknowledgments
Geen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
