Summary
Stamceller undersøkes kontinuerlig som potensielle behandlinger for personer med hjerteinfarkt, men deres reduserte levedyktighet og oppbevaring i skadet vev kan påvirke deres langsiktige effekt. I dette manuskriptet beskriver vi en alternativ metode for stamcellelevering i en murinmodell av iskemireperfusjonsskade.
Abstract
Det er betydelig interesse for bruk av stamceller (SCer) for gjenoppretting av hjertefunksjon hos personer med hjerteinfarkt. Oftest studeres hjertestamcellebehandling ved å levere SCer samtidig med induksjon av myokardskade. Denne tilnærmingen presenterer imidlertid to betydelige begrensninger: det tidlige fiendtlige proinflammatoriske iskemiske miljøet kan påvirke overlevelsen av transplanterte SCer, og det representerer ikke det subakutte infarktscenarioet der SCer sannsynligvis vil bli brukt. Her beskriver vi en todelt serie av kirurgiske prosedyrer for induksjon av iskemi-reperfusjonsskade og levering av mesenchymale stamceller (MSCer). Denne metoden for stamcelleadministrasjon kan tillate lengre levedyktighet og oppbevaring rundt skadet vev ved å omgå den første immunresponsen. En modell av iskemi reperfusjonsskade ble indusert hos mus ledsaget av levering av mesenchymale stamceller (3,0 x 105),stabilt uttrykker reporter genet firefly luciferase under konstitutivt uttrykt CMV promotor, intramyocardially 7 dager senere. Dyrene ble avbildet via ultralyd og bioluminescerende bildebehandling for bekreftelse av henholdsvis skade og injeksjon av celler. Viktigere, Det var ingen ekstra komplikasjon rate når du utfører denne to-prosedyre tilnærming for SC levering. Denne metoden for stamcelleadministrasjon, kollektivt med utnyttelse av toppmoderne reportergener, kan tillate in vivo-studien av levedyktighet og oppbevaring av transplanterte SCer i en situasjon med kronisk iskemi som vanligvis ses klinisk, samtidig som den første proinflammatoriske responsen omgår. Oppsummert etablerte vi en protokoll for forsinket levering av stamceller inn i myokardiet, som kan brukes som en potensiell ny tilnærming for å fremme regenerering av det skadede vevet.
Introduction
Kardiovaskulær sykdom er fortsatt den vanligste årsaken til sykelighet og dødelighet over hele verden. Hjerteiske iskemiske hendelser har vist seg å være skadelige for den generelle funksjonen til myokardiet og omkringliggende celler1. Bare ̴ 0,45-1,0% av kardiomyocytter vil regenerere hvert år etter at myokardskade oppstår2. Til tross for den økende etterspørselen og iboende fokus på å utvikle behandlinger, terapier som hjelper i regenerering av skadet vev har vært vanskelig å etablere og fortsatt kreverytterligere optimalisering 3,4,5. Stamcellebehandling har blitt introdusert som en alternativ vei for å forynge skadet vev etter en iskemisk hendelse; Imidlertid har utviklingen av disse behandlingene blitt utfordret av begrenset overlevelse og oppbevaring av cellene til et skadet område6.
Mikromiljøet i hjertet etter en iskemisk hendelse kan karakteriseres som hypoksisk, pro-oksidant og pro-inflammatorisk, og presenterer fiendtlige forhold for terapeutiske stamceller å tilpasse seg for overlevelse7,8. Som en immunrespons utløses etter skade, forsøker naive lymfocytter, makrofager, nøytrofiler og mastceller å reparere skaden ved å fjerne døende celler og modulere prosessen for vevsombygging9,10,11. I løpet av de første 3 dagene etter iskemi er betennelse på topp med frigjøring av proinflammatoriske cytokiner med høyt antall nøytrofiler og monocytter i området10,12. Etter 7 dager har mye av betennelsen avtatt og overgangen til reparerende celler begynner, fortsetter til ombyggingskaskaden er fullført, ca. 14 dager hos mus13. Vår kirurgiske metode er en potensiell alternativ tilnærming til innføring av biologer i myokardiet for å omgå den høyeste medfødte immunresponsen etter iskemireperfusjonsskade. Samtidig vil det tillate for studiet av eventuelle behandlinger i en tilstand av subakutt /kronisk iskemi hvor det kan være forskjellige variabler å vurdere sammenlignet med akutt hjerteinfarkt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Forsøkene ble utført på kvinnelige C57BL/6 mus, alder 10-12 uker og 20-25 g kroppsvekt. Alle dyreprosedyrer overholdt standardene som er angitt i Veiledningen for pleie og bruk av laboratoriedyr (Institute of Laboratory Animal Resources, National Academy of Sciences, Bethesda, MD, USA) og ble godkjent av Mayo Clinic College of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Forberedelse og intubering
- Autoklav alle kirurgiske instrumenter før operasjonen. Hvis flere operasjoner skal utføres i en økt, rengjør instrumentene etter hvert dyr og steriliser på nytt ved hjelp av en varm perlesterilisator.
- Bedøve musene med 3,5-4% isofluran ved 1 l/min O2 i et induksjonskammer.
- Administrer Buprenorfin SR 1 mg/kg (smertestillende) subkutant, veie dyret og legge vekten inn i ventilatoren.
- Barber venstre side av brystet fra brystbenet til skuldernivået og påfør hårfjerningskrem for å fjerne overflødig pels.
- For iskemi reperfusjonsprosedyren opprettholde det positive ende-ekspiratorisk trykk (PEEP) på ventilatoren ved 2 cmH2O. For forsinket injeksjon av celler prosedyren endre PEEP til 3 cmH2O for å hindre lungekollaps.
- Intubere dyret ved hjelp av en 20 G endotrakeal rør, overføre til en kontrollert varmepute for å opprettholde en kroppstemperatur på 35-37 °C.
- Plasser musen på en ventilator i lateral recumbency med kranieende til venstre og caudal ende til høyre.
- Opprettholde anestesi ved 2-2,5% isofluran ved 1 l / min O2 for resten av prosedyren.
- Skrubb det kirurgiske området vekslende mellom povidon-jod og alkoholvattpinner tre ganger og bruk oftalmisk salve på begge øynene.
2. Iskemi reperfusjon skade
- Ved hjelp #10 en kniv skalpell gjøre et vertikalt snitt 2,5 mm til høyre for venstre brystvorte i synsfeltet.
- Ved hjelp av saks kuttet gjennom overfladiske muskellag til interkostalrommuskulaturen og ribbeina er synlige.
- Mens du løfter ribbeina og det omkringliggende vevet, skjærer du gjennom interkostalromrommet mellom 4th og 5th ribben, og sett deretter øyelokktraktoren inn i det åpne rommet.
- Trekk tilbake perikardiet ved hjelp av buede tang, flytte lungen oppover og ut av syne.
- Visualiser LAD arterie og, ved hjelp av en 9-0 nylon sutur, passere gjennom myokardiet under arterien 2,5 mm distal til venstre auricle og knytte en løs firkantet knute.
- Klipp 1 cm polyetylenrør og legg den i den løse knuten.
- Fest suturen rundt slangen, bekreft iskemi, og slipp deretter etter 35 min.
MERK: Bekreft iskemi med blekhet og ventrikulær arytmi. - Etter å ha sluppet ligation og fjerne slangen, vent i 5 min for å bekrefte reperfusjon av myokardiet.
- Plasser et 24 G I.V. kateterrør i thoraxhulen ett interkostalrom til høyre for åpningen.
- Lukk interkostalrom snittet med en 6-0 absorberbar sutur i et enkelt avbrutt mønster.
- Lukk muskellaget med en 6-0 absorberbar sutur i et kontinuerlig suturmønster.
- Etter å ha lukket det overfladiske muskellaget, fjern brystrøret mens du trekker luften fra thoraxhulen ved hjelp av en 1 ml tuberkulinsprøyte.
- Lukk hud snittet med en 6-0 absorberbar sutur i en kontinuerlig horisontal mønster
MERK: Nylonsuturer og et diskontinuerlig suturmønster kan også brukes til hudlaget. - Administrer 1,5 ml varm saltvann subkutant og påfør trippel-antibiotika salve til snittstedet for å forhindre infeksjon.
- Slå av isofluran og la dyret puste gjennom ventilatoren på 100 % O2 til det kan puste kontinuerlig uten hjelp.
- Overfør musen til et sengetøyfritt bur eller et bur med dekket sengetøy (papirhåndkle eller drapering) på en varm pute med en temperatur på 35-37 °C til den er helt restituert.
3. Mus mesenchymal stamcelle levering
MERK: Belastningen av mus som brukes til prosedyren er en innavlet linje og anses genetisk identisk. De mesenchymale stamcellene ble hentet fra dyr av samme belastning, og ved protokolldesign ble immunsuppresjon ikke indusert1.
- Fullfør forberedelses- og intubasjonstrinnene som gjort tidligere for den første prosedyren.
- Fjern suturen fra hudlaget ved hjelp av saks og tang.
- Med en #10 skalpell, gjør et snitt på samme sted som den forrige operasjonen.
- Fortsett å bruke skalpellen til å skjære gjennom arrvev til muskellaget sutur er synlig
- Ved hjelp av saks og tang fjerne suturen og kutte muskellaget åpent.
- Visualiser og fjern suturene som holder ribbeina sammen og fortsetter å skjære gjennom interkostalrommuskelen fra forrige snitt.
MERK: Lungene kan ha festet seg til brystveggen, hvis dette skjer, bruk sløve eller buede tang til å skille dem forsiktig og frigjøre dem. - Plasser øyelokkets inntrekker i interkostalrom og finn området for forrige ligation.
- Legg de mesenchymale stamcellene (3,0 x 105),suspendert i 20 μL PBS, inn i en 30 G insulinsprøyte, bøy nålen litt etter behov for riktig vinkel for å injisere.
MERK: Mesenchymale stamceller (MSCer) ble isolert fra fettvevet på 4-6 uker gamle C56BL/6-mus. Tidlige passasjeceller (p3) ble transdusert med en vektor som uttrykte firefly luciferase genet under CMV-promotoren for å tillate in vivo celle levedyktighet overvåking. Fettavledet mus MSC var preget av flytcytometri og cellene var positive for CD44, CD29, CD90 og CD105, men negativ for den hematopoietiske markøren CD4514. Før injeksjonen ble MSC-er dyrket i minst én passasje for å unngå tap av celler fra tiningsprosessen. - Beveger seg i retning fra toppunktet mot bunnen av hjertet, sett sprøyten inn i peri-infarktområdet til nåleåpningen er helt inne i myokardiet.
- Når inne sakte injisere cellene i myokardiet, vent 3 s, og fjern deretter nålen.
- Følg hjertet nøye i 3 minutter for å være sikker på ingen unormale reaksjoner på cellene som ventrikulær fibrillering.
- Plasser et 24 G IV kateterrør i thoraxhulen ett interkostalrom til høyre for åpningen.
- Lukk interkostalrom, muskel og hud lag og fjerne brystet røret i samme metode som den første prosedyren.
- Administrer 1,5 ml varm saltvann subkutant og påfør trippel-antibiotika salve til snittstedet for å forhindre infeksjon.
- Slå av isofluran og la dyret puste gjennom ventilatoren på 100 % O2 til det er i stand til å puste kontinuerlig uten hjelp.
- Overfør musen til et sengetøyfritt bur eller et bur med dekket sengetøy (papirhåndkle eller drapering) på en varm pute med en temperatur på 35-37 °C til den er helt restituert.
4. Postoperativ behandling etter begge prosedyrene
- Vær oppmerksom på dyret kontinuerlig til spontan pusting, sternal recumbency og normal bevegelse er etablert.
- Fortsett observasjon hver 15-30 min i minst 3 timer på operasjonsdagen.
- Sjekk musene for sårdehiscence eller unormal smerte en gang daglig i 5 dager, deretter 2-3 ganger ukentlig.
- Hvis dyret viser tegn på smerte (det vil si buet rygg, minimal bevegelse, grimacing eller scruffy pels) etter 72 h post-op, gi en ekstra dose av Buprenorfin SR smertestillende.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Iskemireperfusjonsskade ble indusert hos mus på dag 0, etterfulgt av et postoperativt ekkokardiogram og elektrokardiogram dagen før stamcelleimplantasjon. Ultralyd- og elektrokardiogramanalyse bekreftet infarkt og redusert ventrikulær kontraktil funksjon (figur 1A-D). Videre undersøkelse av dataene viste at utstøtingsfraksjonen og fraksjonell forkortelse ble redusert hos mus som fikk iskemisk skade, mens enddiastoliske og systoliske volumer økte (tabell 1). Sammenlignet med et normalt musehjerte (figur 2A), viste Masson Trichrome farging av myokardvev 7 dager etter skade (figur 2B) økt kollagendesetning og tynning av venstre ventrikulær vegg. Den andre prosedyren ble utført 7 dager etter skade; mus fikk en intramyokarial injeksjon av mesenchymale stamceller (3,0 x10 5 i 20 μL PBS) stabilt uttrykker reporter genet firefly luciferase under den konstituerende uttrykte CMV promotor. In vivo bioluminescerende bildebehandling (BLI) av disse musene ble fullført dagen etter stamcelleimplantasjon for bekreftelse av en vellykket injeksjon. Vellykket levering av MSCer er eksemplifisert av BLI-signalet, sammenlignet med mus som hadde indusert iskemireperfusjonsskade, men ikke fikk MSCer (figur 3A, B). Denne doble intervensjonsprosedyren hadde en attrisjonsrate på 22 %, tilsvarende den som ble observert hos dyr som mottok MsCer i det akutte scenariet.
Figur 1: Bildebehandling av mus hjertefunksjon. Ultralydanalyse av mus ved baseline (A) viser ensartet sammentrekning av venstre ventrikkel myokardi sammenlignet med en mus etter iskemi reperfusjonsskade (B), som viser redusert ventrikulær bevegelse. Sammenlignet med baseline elektrokardiogram av en normal mus (C), er det betydelige endringer i ST-segmentet av en mus med iskemi reperfusjonsskade (D), noe som indikerer en reduksjon i ventrikulær funksjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| EF% | FS% | EDV (μl) | ESV (μl) | SV (μl) | |
| Opprinnelig plan | 74,19±1,2 | 44,67±2 | 23,8±3,6 | 6,14±0,98 | 17,68±2,7 |
| Etter IR | 43,9±3,8 | 30,65±3,8 | 33,88±4,4 | 18,11±1,4 | 15,74±3,2 |
Tabell 1: Ekkokardiografianalyse. Variabler uttrykkes som Gjennomsnitt ± Standard Feil i gjennomsnitt. EF: Utstøtingsfraksjon, FS: Fraksjonell forkortelse, EDV: end-diastolisk volum, ESV: end-systolisk volum, SV: strøkvolum.
Figur 2: Histologisk farging av hjertevev. Massons Trichrome farging av myokardiet i normal mus (A) viser ingen skade på hjertevevet, mens musen med iskemi reperfusion skade (B) viser økt kollagen deponering og tynning i myokardiet til venstre ventrikkel, som støtter bestemmelse av et vellykket infarkt. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: In vivo bioluminescerende bildebehandling. En mus med iskemi reperfusjonsskade som ikke fikk intramyokarial injeksjon av stamceller viste ingen bioluminescerende signal (A). En mus med iskemi reperfusjonsskade som fikk en forsinket injeksjon av mesenchymale stamceller (CMV-FLUC) viste en betydelig mengde signal (B). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Over 85 millioner mennesker over hele verden er rammet av kardiovaskulær sykdom3. Den høye forekomsten av disse iskemiske hendelsene garanterer videre utvikling og utvidelse av alternative terapier for å fremme regenerering av skadet vev. Tradisjonelle metoder benytter iskemi reperfusjonsprosedyren i en akutt setting med etterfølgende administrering av terapeutiske1. Inflammatoriske reaksjoner er på topp mellom 3-4 dager etter å ha postdert en hjerteiskemisk hendelse, med infiltrasjon av nøytrofiler, makrofager og økt cytokinsignalering10,,12. Etter denne perioden med død cellederegulering begynner den primære immunresponsen å avta og overgangen mot ombygging faser13. Videre er det viktig at behandlinger undersøkes innenfor samme scenario som presentert i klinisk setting. I dette manuskriptet viser vi representative resultater hentet fra iskemiske mus for å demonstrere gjennomførbarheten og sikkerheten til den doble kirurgiske prosedyren, med forsinket injeksjon av MSCer. Vi tror at denne tilnærmingen kan brukes ikke bare for myokardiske iskemi dyremodeller, men også for dyremodeller av sykdom der betennelse kan spille en kritisk rolle, endre suksessen til terapeutiske strategier som involverer biologer, for eksempel celle eller narkotika terapi.
Derfor beskriver vi i dette manuskriptet en kirurgisk metode for å levere stamceller til et subakutt infarkt, 7-10 dager etter å ha indusert iskemireperfusjonsskade hos mus. Denne teknikken vil være nyttig i å studere stamcelleleveabilitet og biologi i forbindelse med ulike stadier av immunresponsen og i den subakutte / kroniske fasen av iskemisk sykdomsprosessen. Murine modeller er ideelle for denne metoden for studier i form av reproduserbarhet og bekvemmelighet, men de kan bære noen ulemper. Størrelsen på dyret garanterer en viss grad av kirurgisk dyktighet, men med praksis kan disse prosedyrene fullføres med hell.
For å utføre prosedyrene som presenteres i dette manuskriptet, er det viktig å merke seg noen viktige trinn og observasjoner som er avgjørende for vellykket gjennomføring av disse operasjonene. Et kritisk trinn i den første prosedyren er ligation av venstre fremre synkende koronararterie (LAD) og plassering av polyetylen rør for å oppnå midlertidig iskemi myokardi av myokardiet. Bruk av sterile koniske spiss bomullspinner for å legge press på hjertevevet distal til atriet gir bedre avgrensning av LAD. Når slangen er på plass og suturen tett sikret, er observasjon av arytmi og blekhet av vevet avgjørende for å bestemme vellykket induksjon av iskemi. Perioden med iskemi og den påfølgende reperfusjonen, når suturen frigjøres, er viktig for konsistens av skade på tvers av flere dyr. I tillegg, under den andre beskrevne prosedyren, må injeksjonen av mesenchymale stamceller utføres med horisontale bevegelser i distal til proksimal retning. På grunn av resulterende fibrose fra den første prosedyren, er det nødvendig med betydelig, men jevnt trykk for å sette inn nålen etterfulgt av en langsom konsekvent injeksjon av cellene for å forhindre sjokk. Til slutt, som gir kontinuerlig varme og supplerende subkutane væsker før du våkner mus fra anestesi, vil forhindre varmetap og hjelp til utskifting av blod som går tapt under prosedyrene, samt dyrets generelle utvinning.
I dette manuskriptet gir vi en protokoll for å fullføre flere prosedyrer som en metode for å administrere stamceller som en terapeutisk behandling i en murinmodell av kronisk iskemireperfusjonsskade. Utnyttelse av disse kirurgiske prosedyrene tilbyr en ny tilnærming for levering av stamceller i det fiendtlige iskemiske miljøet etter skade for å forbedre levedyktigheten over tid. Bruk av denne tilnærmingen for studiet av stamcellebehandling vil i betydelig grad utfylle andre studier med fokus på bruk av SCer i akutt setting. Til slutt er den beskrevne protokollen vellykket i å indusere iskemisk skade og påfølgende forsinket implantasjon av stamceller for bruk som modell i prekliniske studier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% NaCl Irrigation, USP | Baxter | 0338-0048-04 | |
| 11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable | SAI Infusion Technologies | PSS-SD | |
| 24G 3/4" IV catheter tube | Jelco | 4053 | |
| 28G x 1/2" 1mL allergy syringe | BD | 305500 | Injection of analgesic |
| 30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe | Ulticare | 08222.0933.56 | Injection of stem cells |
| 6-0 S-29, 12" Vicryl suture | Ethicon | J556G | Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure |
| 9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture | Ethicon | 2829G | Ligation of the LAD artery |
| Absorbent underpad | Thermo Fischer Scientific | 14-206-64 | For underneath the animal |
| Alcohol prep pads, 2 ply, medium | Coviden | 6818 | |
| Anti-fog face mask | Halyard | 49235 | |
| Bonn Strabismus scissors, curved, blunt | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml | ZooPharm Pharmacy | Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity). | |
| Castroviejo needle holders, curved | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Curity sterile gauze sponges | Coviden | 397310 | |
| Delicate suture tying forceps, 45 angle bent | Fine Science Tools | 11063-07 | |
| Electric Razor | Wahl | Fur removal | |
| Isoflurane 100 ml | Cardinal Health | PI23238 | Anesthetic |
| Lab coat | |||
| Monoject 1 mL hypodermic syringe | Coviden | 8881501400 | |
| Moria iris forceps, curved, serrated (x2) | Fine Science Tools | 11370-31 | |
| Moria speculum retractor | Fine Science Tools | 17370-53 | |
| Mouse endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ||
| Nair depilatory cream | Johnson & Johnson | Fur removal | |
| Optixcare eye lube plus | Aventix | Sterile ocular lubricant | |
| Physiosuite ventilator | Kent Scientific | ||
| PolyE Polyethylene tubing | Harvard Apparatus | 72-0191 | Temporary compression of LAD artery |
| Povidone-iodine swabs | PDI | S41125 | |
| Scalpel, 10-blade | Bard-Parker | 371610 | |
| Sterile 3" cotton tipped applicators | Cardinal Health | C15055-003 | |
| Sterile 6" tapered cotton tip applicators | Puritan | 25-826-5WC | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | N8830 | |
| Sterilization pouches | Medline | MPP100525GS | |
| Surgery cap | |||
| Surgical Microscope | Leica | M125 | |
| Suture tying forceps, straight (x2) | Fine Science Tools | 10825-10 | |
| Transpore surgical tape | 3M | 1527-1 | |
| Triple antibiotic ointment | G&W Laboratories | 11-2683ILNC2 | Topical application to prevent infection |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved | Fine Science Tools | 15004-08 | |
| Vetflo vaporizer | Kent Scientific |
References
- Franchi, F., et al. The Myocardial Microenvironment Modulates the Biology of Transplanted Mesenchymal Stem Cells. Molecular Imaging Biology. , (2020).
- Bergmann, O., et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans. Science. 324 (5923), 98-102 (2009).
- Writing Group, M., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38 (2016).
- Gersh, B. J., Simari, R. D., Behfar, A., Terzic, C. M., Terzic, A. Cardiac cell repair therapy: a clinical perspective. Mayo Clinic Protocol. 84 (10), 876-892 (2009).
- Terzic, A., Behfar, A. Regenerative heart failure therapy headed for optimization. European Heart Journal. 35 (19), 1231-1234 (2014).
- Beegle, J., et al. Hypoxic preconditioning of mesenchymal stromal cells induces metabolic changes, enhances survival, and promotes cell retention in vivo. Stem Cells. 33 (6), 1818-1828 (2015).
- Kubli, D. A., Gustafsson, A. B. Mitochondria and mitophagy: the yin and yang of cell death control. Circulation Research. 111 (9), 1208-1221 (2012).
- Psaltis, P. J., et al. Noninvasive monitoring of oxidative stress in transplanted mesenchymal stromal cells. JACC Cardiovascular Imaging. 6 (7), 795-802 (2013).
- Peet, C., Ivetic, A., Bromage, D. I., Shah, A. M. Cardiac monocytes and macrophages after myocardial infarction. Cardiovasc Research. 16 (6), 1101-1112 (2020).
- Swirski, F. K., Nahrendorf, M. Cardioimmunology: the immune system in cardiac homeostasis and disease. Nature Reviews Immunology. 18 (12), 733-744 (2018).
- Zhang, Z., et al. Mesenchymal Stem Cells Promote the Resolution of Cardiac Inflammation After Ischemia Reperfusion Via Enhancing Efferocytosis of Neutrophils. Journal of the American Heart Association. 9 (5), 014397 (2020).
- Saxena, A., Russo, I., Frangogiannis, N. G. Inflammation as a therapeutic target in myocardial infarction: learning from past failures to meet future challenges. Translational Research. 167 (1), 152-166 (2016).
- Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The Biological Basis for Cardiac Repair After Myocardial Infarction: From Inflammation to Fibrosis. Circulation Research. 119 (1), 91-112 (2016).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
