Summary
Сочетание вымывания поверхностно-активных веществ с использованием 0,9% физиологического раствора (35 мл / кг массы тела, 37 ° C) и вентиляции большого приливного объема с низким PEEP для вызвать умеренное повреждение легких, вызванное вентилятором (VILI), приводит к экспериментальному острому респираторно-дистресс-синдрому (ARDS). Этот метод обеспечивает модель повреждения легких с низкой/ограниченной рекрутируемостью для изучения влияния различных стратегий вентиляции в течение длительных периодов времени.
Abstract
Существуют различные животные модели для изучения сложных патомеханизмов острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС). Эти модели включают пульмо-артериальную инфузию олеиновой кислоты, инфузию эндотоксинов или бактерий, перевязку и пункцию слепой кишки, различные модели пневмонии, модели ишемии/реперфузии легких и, конечно же, модели истощения поверхностно-активных веществ, среди прочих. Истощение поверхностно-активных веществ приводит к быстрому, воспроизводимому ухудшению легочного газообмена и гемодинамики и может быть вызвано у обезболенных свиней с использованием повторных промывания легких с 0,9% физиологическим раствором (35 мл / кг массы тела, 37 ° C). Модель истощения поверхностно-активных частиц поддерживает исследования со стандартным респираторным и гемодинамическим мониторингом с помощью клинически применяемых устройств. Но модель страдает от относительно высокой рекрутируемости, а вентиляция с высоким давлением в дыхательных путях может немедленно уменьшить тяжесть травмы, вновь открывая ателектатические области легких. Таким образом, данная модель не подходит для исследований режимов ИВЛ, использующих высокое давление в дыхательных путях. Сочетание истощения поверхностно-активных частиц и вредной вентиляции с высоким приливным объемом / низким положительным давлением на конце выдоха (высокий TV / низкий PEEP), чтобы вызвать повреждение легких, вызванное вентилятором (VILI), снизит рекрутируемость полученного повреждения легких. Сохраняются преимущества своевременной индукции и возможность проведения экспериментальных исследований в условиях, сопоставимых с реанимации.
Introduction
Смертность от острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС) остается высокой со значениями выше 40%1, несмотря на интенсивные исследования с момента его первого описания Эшбоу и Петти в 1967 году2. Естественно, исследование новых терапевтических подходов ограничено в клинике из-за этических проблем и отсутствия стандартизации основных патологий, условий окружающей среды и сопутствующих препаратов, тогда как модели на животных позволяют систематически проводить исследования в стандартизированных условиях.
Таким образом, экспериментальный ОРДС был индуцирован либо у крупных животных (например, свиней), либо у мелких животных (например, грызунов) с использованием различных методов, таких как пульмоартериальная инфузия олеиновой кислоты, внутривенная (т.е.в.) инфузия бактерий и эндотоксинов или модели перевязки и пункции кекаль (CLP), вызывающие сепсис-индуцированную ОРДС. Кроме того, используются прямые повреждения легких, вызванные ожогами и вдыханием дыма или ишемией/реперфузией легких (I/R)3. Одной из часто используемых моделей прямого повреждения легких является истощение поверхностно-активных веществ с промыванием легких, как впервые описано Лахманном и др. в подопытных кроликах4.
Истощение поверхностно-активных веществ является высоковоспроизводимым методом, который быстро приводит к компромиссам в газообмене и гемодинамике5. Основным преимуществом является возможность применения истощения поверхностно-активных веществ у крупных видов, что позволяет поддерживать исследования с помощью клинически используемых механических вентиляторов, катетеров и мониторов. Однако основным недостатком модели истощения поверхностно-активных веществ является мгновенный набор ателектатических областей легких всякий раз, когда применяются высокие давления в дыхательных путях или маневры набора, такие как позиционирование лежа. Таким образом, модель не подходит для исследования, например, автоматизированной вентиляции с высокими уровнями PEEP в течение длительноговремени 6. Yoshida et al. описали сочетание истощения поверхностно-активных веществ и вентиляции с высоким давлением дыхательных путей для индуцирования экспериментального ARDS7,но их модель требует тщательного поддержания парциального давления кислорода (PaO2)в заранее определенном коридоре путем повторного отбора проб газов крови и регулировки давления движения в соответствии со скользящей таблицей давления вдоха и PEEP.
В целом, модель с чрезмерно агрессивной вредной вентиляцией или трудоемкой, многократной регулировкой режима вентиляции может привести к структурному повреждению легких, что является слишком серьезным и приводит к последующей полиорганной недостаточности. Таким образом, в данной статье приводится подробное описание легко осуществимой модели истощения поверхностно-активных веществ плюс вредоносная вентиляция с высоким TV/низким PEEP для индукции экспериментальной ОРДС, которая поддерживает исследования с клинически используемыми параметрами вентиляции в течение длительных периодов времени.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты проводились на кафедре экспериментальной медицины, Charité - University Medicine, Берлин, Германия (сертифицированы в соответствии с EN DIN ISO 9001: 2000) и были одобрены федеральными властями для исследований на животных в Берлине, Германия, до начала экспериментов (G0229/18). Принципы ухода за лабораторными животными использовались во всех экспериментах и соответствуют руководящим принципам Европейского и Немецкого общества лабораторных наук о животных.
1. Лабораторные животные и благополучие животных
- Провести все эксперименты на глубоко обезболивающих самцах свиней (нем. Landrace × Large White) 3-4-месячного возраста с массой тела (bw) 30-40 кг.
2. Анестезия, интубация и искусственная вентиляция легких
- Не предоставляйте сухой корм за 12 ч до анестезии, чтобы избежать полного желудка свиней. Обеспечьте свободный доступ к воде и соломе/сену, чтобы свести к минимуму стресс.
- Премедикат с внутримышечной инъекцией комбинации азаперона (3 мг / кг веса тела), атропина (0,03 мг / кг веса тела), кетамина (25 мг / кг веса тела) и ксилазина (3,5 мг / кг веса тела) в мускулатуру шеи свиньи, в то время как животные все еще содержатся в своем жилище, чтобы свести к минимуму стресс.
ПРИМЕЧАНИЕ: Ежедневная тренировка поглаживанию шеи животного во время кормления несколькими кубиками сахара перед экспериментом и применение инъекции во время кормления кубиками сахара обученным способом облегчит плавную премедикацию и еще больше уменьшит стресс.- Поместите животное на носилки и накройте глаза тканью для транспортировки, как только будет достигнут адекватный уровень анестезии.
- Перенесите свинью в хирургический театр и всегда обеспечьте достаточное спонтанное дыхание.
- Возьмите кислородный баллон, подогнанный трубкой, и маску, чтобы обеспечить дополнительный кислород при транспортировке свиней, если жилые помещения не примыкают к лаборатории.
- Поместите свинью в положение лежа и предварительно сажите маской, которая подходит к морде животного, используя высокий поток кислорода (например, 10 л / мин).
- Используйте катетер периферических вен (обычно 18 или 20 г) для получения венозного доступа. Поместите катетер периферических вен в одну из ушных вен после процедуры протирания спиртовой заменой.
- Начните инфузию сбалансированным кристаллоидным раствором и обеспечьте правильное размещение катетера для последующей инфузии анестетиков.
- Настаивают 500 мл сбалансированного кристаллоидного раствора в виде болюсного в.в. с последующей непрерывной инфузией 4 мл/кг/ч для поддержания жидкости.
- Начните мониторинг периферического насыщения кислородом (SpO2),закрепив датчик SpO2на одном из ушей или хвосте.
- Индуцировать анестезию путем инъекции пропофола (около 5-10 мг/кг – точная доза зависит от эффекта премедикации и отличается от животного к животному) для оротрахеальной интубации.
ПРИМЕЧАНИЕ: Предыдущая инъекция опиоида облегчит интубацию в дальнейшем, но требует достаточного опыта, чтобы избежать преждевременного апноэ животного. Инъекцию 100 мкг фентанила (фентанилцитрат, 100 мкг/мл) можно повторять до тех пор, пока спонтанная частота дыхания не замедлится примерно до 20/мин перед инъекцией пропофола. - Интубируют животное с помощью манжетной эндотрахеальной трубки (7,5 - 8,0 мм ID) и ларингоскопа, предназначенного для крупных животных (прямое лезвие длиной около 25 см).
ПРИМЕЧАНИЕ: Интубация наиболее проста в положении лежа, как подробно описано Theisen et al.8.- Проверьте размещение эндотрахеальной трубки, наблюдая типичную форму сигнала CO2 во время истечения срока годности на мониторе CO2(капнографе).
- Используйте аускультацию, чтобы проверить наличие равных двусторонних звуков дыхания.
ПРИМЕЧАНИЕ: Свиней можно механически вентилируемым с ручным сжатием грудной клетки с обеих сторон при подаче кислорода с высоким потоком в случае неудачной или задержки интубации.
- Установите фракцию вдыхаемого кислорода (FIO2)на 1,0, частоту дыхания на 15-20/мин, приливный объем на 8-9 мл/кг веса тела, отношение вдоха к выдоху (I:E) до 1:1,5 и примените положительное давление на конец выдоха (PEEP) 5 смH2O для начала механической вентиляции. Отрегулируйте настройки, чтобы достиг достижимого парциального давления углекислого газа (PetCO2)в конце выдоха 35-40 мм рт.ст. и SpO2 выше 95%.
- Используйте непрерывную в/вливание тиопентона (20 мг/кг/ч) и фентанила (7 мкг/кг/ч) для поддержания анестезии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимая дозировка может варьироваться от животного к животному и между экспериментальными условиями. Важно поддерживать достаточную глубину анестезии в ходе эксперимента для благополучия животных и научных соображений. - Внимательно следите за животными на наличие стрессовых / болевых реакций (таких как увеличение частоты сердечных сокращений, артериального давления или частоты дыхания) во время инструментария.
ПРИМЕЧАНИЕ: Инструментирование должно быть возможно без введения миорелаксанта, если глубина анестезии достаточна. - Вводят мышечный релаксант, например, бромид панкурония (0,15 мг/кг веса тела, т.е. болюс, с последующей непрерывной инфузией 0,15 мг/кг веса тела в час или повторными болюсными инъекциями), если для эксперимента необходима мышечная релаксация (например, до истощения поверхностно-активного вещества, до проведения измерений соответствия вентиляции легких).
- Используйте непрерывную в/вливание тиопентона (20 мг/кг/ч) и фентанила (7 мкг/кг/ч) для поддержания анестезии.
- Приборостроение
- Переверните животное в положение лежа на спине.
- Закрепите эндотрахеальную трубку и в/в линию при повороте животного.
- Втягивайте ноги с помощью бинтов, чтобы растянуть кожу над запланированными местами разреза.
- Стерилизуйте рабочие зоны соответствующим дезинфицирующим средством для кожи, таким как спирт и 1% раствор йода.
- Канюлюгировать наружную яремную вену с помощью центрального венозного катетера и, кроме того, ввести в ту же вену вводяющую оболочку легочного артериального катетера (ПАК).
- Выполните 10-сантиметровый разрез кожи на линии, соединяющей мандиблю и грудину (возможна левая или правая сторона).
- Всегда переоценивайте глубину анестезии и корректируйте дозировку, если это необходимо.
- Отделите подкожную клетчатку и платизма тканевыми щипцами и хирургическими ножницами до тех пор, пока не будут видны брахиоцефальная и грудиноцефальная мышцы.
- Продолжайте процедуру тупого разреза, чтобы отделить фасцию между мышцами, пока не будет видна наружная яремная вена.
- Используйте технику9 Селдингера для канюляции наружной яремной вены с помощью центрального венозного катетера и нотки интродьюсера для последующего введения PAC.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не расширяйте вену расширителем, как это делается в случае чрескожного подхода. Это разорвало бы вену. Закрыть стандартными швами. Размеры оболочки зависят от размера выбранного ПАКа. Обычно используется нож из интродьюсера 6F (длина 10 см) и PAC 5F длиной 75 см у свиней с массой тела 30-40 кг.
- Канюлюляция бедренной артерии для инвазивного мониторинга артериального давления.
- Определить складку между грацилисом и сарториусной мышцей задней ноги (можно левой или правой) для размещения артериальной линии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Пульсация бедренной артерии должна быть легко прощупываемой. - Канюлировать артерию чрескожно с помощью техники Зельдингера9.
- Используйте прямой подход, если артерия нелегко пальпируется.
- Разрезают кожу с помощью разреза длиной 5 см и отделяют подкожную клетчатку тканевыми щипцами и хирургическими ножницами.
- Используйте тупую процедуру разрезания, отделяющую фасцию между мышцами до уровня бедренной артерии.
ПРИМЕЧАНИЕ :D не повреждать подкожно-подкожное судно, выполняя процедуру разрезания черепа из них. - Петляя лигатурой вокруг бедренной артерии так, чтобы сосуд можно было закрыть в случае кровотечения в месте пункции. Избегайте этого шага, когда это возможно, так как он ставит под угрозу приток крови к задней ноге.
- Канюлюдировать артерию по методике Зельдингера9.
- Определить складку между грацилисом и сарториусной мышцей задней ноги (можно левой или правой) для размещения артериальной линии.
- Откалибруйте преобразователи по атмосфере (ноль) и либо 200 мм рт.ст.(артериальная линия), либо 50 мм рт.ст. (центральная венозная линия) и подключите их к артериальному катетеру и центральной венозной линии, чтобы начать мониторинг.
- Поместите датчики давления примерно на половину высоты грудной клетки в расчетное положение правого предсердия.
- Выполняют небольшой (4-5 см) разрез, разрезая кожу над мочевым пузырем для катетеризации мочевого пузыря.
- Отделите подкожную клетчатку с помощью тупых инструментов.
- Поместите в стенку мочевого пузыря пушок-струну (1-2 см в диаметре).
ПРИМЕЧАНИЕ: Швы не должны проникать через все слои стенки мочевого пузыря, что приведет к потере мочи через проколы. - Выполните небольшой разрез в середине шва и введите мочевой катетер.
- Немедленно заблокируйте баллон 10 мл дистиллированной воды и потяните катетер к стенке мочевого пузыря, пока не будет ощущаться легкое сопротивление.
- Закройте шов кошелька вокруг катетера. Закройте кожу стандартными швами.
3. Введение катетера легочной артерии (ПАК)
- Проверьте проходимость баллона PAC 0,5-1 мл воздуха в зависимости от размера катетера и снова сдуйте баллон.
- Подключите PAC к системе датчиков давления и откалибруйте преобразователь по атмосфере (нулю) и 100 мм рт.ст.
- Вводят PAC через нотку интродьюсера со спущенным баллоном на 10-15 см (в зависимости от длины оболочки).
- Надувайте воздушный шар после того, как он покинул оболочку, и продвижйте PAC дальше, контролируя давление и типичные формы волн на мониторе давления.
- Толкайте PAC вперед, пока появляются формы волн, типичные для правого предсердия, правого желудочка и легочной артерии, и прекратите продвижение PAC, когда видна форма сигнала давления легочной капиллярной клиновидности (PCWP).
- Запишите PCWP по истечении срока действия и сдувайте воздушный шар (см. рисунок 1 для соответствующих кривых).
ПРИМЕЧАНИЕ: После дефляции баллона форма pcWP-волны должна исчезнуть, а форма волны легочного артериального давления должна быть видна. Если форма волны легочного артериального давления не видна, катетер, скорее всего, вставлен слишком далеко в легочную артерию и достиг положения автоклинья. Это приводит к постоянной окклюзии легочного сосуда и должно быть исправлено путем оттягивания катетера назад до тех пор, пока форма волны легочного артериального давления не появится снова, тем самым избегая осложнений, например, разрыва легочного сосуда10. Катетеры PAC часто случайно продвигаются в печеночные вены через нижнюю кавальную вену у свиней. Таким образом, если сигнал давления правого желудочка не достигнут примерно через 30 – 50 см, оттяните катетер назад и начните все сначала.
4. Методика терморазведения легочной артерии для гемодинамических измерений
- Измерьте сердечный выброс (СО) с помощью метода терморазлучения11.
- Подключите термистор и поток через корпус к соответствующему просвету PAC.
- Затем подключите гемодинамический монитор к дистального температурного порта PAC (красная крышка).
- Отрегулируйте гемодинамический монитор до необходимого режима, компенсируя размер катетера, длину катетера, объем вводимого и температуру вводимого физиологического раствора.
- Вводят соответствующий объем 0,9% физиологического раствора как можно быстрее (обычно 5 или 10 мл 0,9% физиологического раствора при температуре 4 °C).
- Дождитесь завершения измерения.
- Рандомизируйте пять измерений в быстрой последовательности в течение дыхательного цикла вентилятора.
- Исключить наибольшее и наименьшее значения и использовать оставшиеся три значения для вычисления среднего значения.
- Обратите внимание на это среднее значение как на сердечный выброс.
- Измерьте PCWP после этого, надувая баллон катетера, и сдувайте его после измерения.
- Используйте среднее артериальное давление (MAP), легочное артериальное давление (PAP), центральное венозное давление (CVP), PCWP и CO для всех дальнейших гемодинамических расчетов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Объем физиологического раствора, а также температура должны быть введены в монитор перед измерениями. Нормальный физиологический раствор должен поддерживаться при той же температуре (обычно <5 °C) для правильных измерений. Размер и длина катетера также должны быть введены. Некоторые мониторы требуют ввода поправового коэффициента. - Для исследований, включающих точные измерения электролитного баланса, используйте 5% раствор глюкозы вместо 0,9% физиологического раствора.
- Убедитесь, что все параметры запишите. Возьмите одновременные образцы артериальной и смешанной венозной крови незадолго до или после измерений CO, чтобы можно было рассчитать внутрилегочный шунт справа налево.
- Запишите все необходимые дыхательные настройки и измерения для завершения набора данных, например, пик, плато и давление в конце выдоха.
ПРИМЕЧАНИЕ: Индукция анестезии, интубация и полная аппаратация могут занять 1,5 ч в зависимости от опыта и количества исследователей.
- Запишите все необходимые дыхательные настройки и измерения для завершения набора данных, например, пик, плато и давление в конце выдоха.
5. Истощение поверхностно-активных частиц
- Проветривать животное с помощью FIO2 1.0.
- Отсоедините животное от аппарата ИВЛ.
- Наполните легкие предварительно сваренным 0,9% физиологическим раствором (37 °C, 35 мл/кг) с воронкой, соединенной с эндотрахеальной трубкой.
- Для этого поднимите воронку примерно на 1 м выше животного.
ПРИМЕЧАНИЕ: Гидростатическое давление распределяет физиологический раствор во все легочные отделы. - Немедленно прекратите заполнение, когда MAP уменьшится ниже <50 мм рт.ст.
- Для этого поднимите воронку примерно на 1 м выше животного.
- Опустите воронку до уровня земли, чтобы слить промывочную жидкость. Снова подключите животное к вентилятору для оксигенации.
- Подождите, пока животное выздоровеет, и повторите промывание как можно скорее, если это необходимо.
ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимость дальнейшего промывки определяется отношением PaO2/FIO2.- Возьмите образец газа артериальной крови через 5 минут после каждого промывки.
- Повторяйте промывание до техпор,пока соотношение P a O2/FIO2 (индекс Горовица) не снизится ниже 100 мм рт.ст., по крайней мере, в течение 5 мин при FIO2 1,0 и PEEP > 5 смH2O.
ПРИМЕЧАНИЕ: Частота дыхания должна быть скорректирована в период промывания, чтобы поддерживать рН артерий выше 7,25, чтобы предотвратить гемодинамическую декомпенсацию.
- Имейте в виду, что эта животная модель основана на комбинации истощения поверхностно-активных частиц и VILI.
ПРИМЕЧАНИЕ: Промывание будет остановлено послетого,как соотношение P a O2/ FIO2 останется ниже 100 в течение 5 мин НЕ через 60 мин, как было опубликовано ранее для модели вымывания поверхностно-активного вещества без VILI5.- Начните с высокой вентиляции TV/peEP после достиженияцелевогоP a O2/ FIO2.
ПРИМЕЧАНИЕ: В противном случае чрезмерно агрессивное истощение поверхностно-активных частиц в сочетании с VILI приведет к полиорганной недостаточности и поставит под угрозу эксперимент. Продолжительность истощения поверхностно-активного вещества варьируется между животными, поскольку определенная PaO2/ FIO2 является целевой. Это может занять от 45 мин до 1,5 ч.
- Начните с высокой вентиляции TV/peEP после достиженияцелевогоP a O2/ FIO2.
6. Вредная вентиляция с высоким приливным объемом / низким PEEP (высокий TV / низкий PEEP)
- Сохраните FIO2 1.0.
- Установите вентилятор на режим вентиляции с гарантированным объемом и регулируемым давлением.
- Увеличьте порог тревоги для пикового давления вдоха до 60 мбар.
ПРИМЕЧАНИЕ: Вентилятор должен подавать давление вдоха до 60 мбар, но не выше. - Снизить частоту дыхания до 12/мин и установить отношение вдоха к выдоху (I:E) на 1:1,5 (в результате чего время вдоха составляет 2 с, а время истечения 3 с).
- Медленно увеличивайте приливный объем до 17 мл/кг веса тела в течение не менее 2 мин.
- Не увеличивайте приливный объем дальше, если достигается давление вдоха 60 мбар.
ПРИМЕЧАНИЕ: Ограниченное давление вдоха может привести к приливному объему ниже 17 мл/кг массы тела в зависимости от повреждения легких после вымывания поверхностно-активного тела. Внезапное увеличение приливного объема может привести к баротравме или гемодинамической декомпенсации. Поэтому крайне важно медленно увеличивать приливные объемы в течение нескольких минут.
- Не увеличивайте приливный объем дальше, если достигается давление вдоха 60 мбар.
- Уменьшите PEEP до 2 мбар.
- Проветривайте животное в течение 2 ч (см. Рисунок 2 для настроек вентилятора и кривой потока).
ПРИМЕЧАНИЕ: Вентиляция с большими приливными объемами приведет к хорошей оксигенации животного, но циклическая почти полная инфляция и дефляция приводят к структурному повреждению легких. Структурные повреждения не могут быть обращены вспять с помощью маневров набора, позиционирования лежа, высокого PEEP и т. Д. Полученный ущерб должен допускаться на протяжении всего расследования. Может потребоваться более короткое время вентиляции с высоким TV / низким PEEP в зависимости от следующего эксперимента и продолжительности исследования.
7. Окончание эксперимента и эвтаназия
- Убедитесь, что все измерения экспериментального протокола, который будет следовать за индукцией повреждения легких, выполнены.
- Вводят фентанил (не менее 0,5 мг) дополнительно к непрерывной анестезии и ждут не менее 5 минут. Вводят тиопентал (не менее 1000 мг) быстро с последующим не менее 60 ммоль калия с помощью центральной линии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Коэффициент PaO2/FIO2-уменьшался во время вымывания поверхностно-активного действия у всех животных(рисунок 3). Возникшая в результате гипоксемия, гиперкапния и ателектаз вызывали повышение давления в легочной артерии. Детали промывки легких уже описаны в другом месте6.
Истощение поверхностно-активного действия повторяли до техпор,пока отношение P a O2/ FIO2 оставалось ниже 100 мм рт.ст., несмотря на механическую вентиляцию с PEEP 5 мбар в течение не менее 5 мин. После этого вентиляция с высокими приливными объемами, низким PEEP и почти полной инфляцией / дефляцией была начата в течение 2 часов, чтобы вызвать VILI. Следует отметить, что параметры газообмена (насыщениекислородом,P a O2)могут улучшаться во время вентиляции с высокими приливными объемами из-за циклического набора, в то время как mPAP обычно остается повышенным из-за высоких внутриторакальных давлений и гиперкапнии(рисунок 3B). В среднем, индукция анестезии, инструментария, истощение поверхностно-активных веществ и вредная вентиляция требуют около 5 ч в зависимости от опыта исследователя и количества промывания, необходимых для достижения целевого соотношения PaO2/ FIO2.
Рекрутируемость легких проверяли после каждого экспериментального шага с помощью маневра набора (инспираторное давление 50 мбар и PEEP 24 мбар для пяти вдохов). Образец газа артериальной крови был взят через 5 минут после маневра набора, в то время как вентиляция была начата с приливным объемом 6 мл / кг вт, PEEP 15 мбар и FIO2 1,0. Этот маневр набора привел к заметному увеличению оксигенации у всех животных после вымывания поверхностно-активного вещества(рисунок 3a),тогда как через 2 ч вредной вентиляции уменьшилась рекрутируемость легких по отношению к газообмену и mPAP(рисунок 3, таблица 1). Повреждение легких, вызванное протоколом, не было склонно к набору даже тогда, когда вентиляция выполнялась в соответствии с таблицей ARDS-Network с высоким PEEP в течение 3 ч после дополнительного маневра набора.
Компьютерная томографическая (КТ) визуализация одного животного показала ателектаз зависимых областей легкого во время вентиляции с PEEP 6 мбар, который разрешался в основном при эскалации вентиляции до PEEP 15 мбар(рисунок 4),тогда как существенные повсеместные помутнения из молотого стекла не разрешались. Кроме того, некоторые результаты КТ, такие как альвеолярные помутности, указывают на структурное повреждение легких, соответствующее посмертной экспертизе легких(рисунок 4).
Рисунок 1:Установка катетера легочной артерии. Эскиз сердца, правильно размещенный катетер легочной артерии (PAC; желтый катетер) и соответствующие формы волн, которые можно увидеть при продвижении PAC. PCWP означает давление легочно-капиллярного клина. Форму сигнала PCWP можно увидеть только в положении клина, когда воздушный шар надувается. Кривая PCWP должна исчезнуть, а кривая легочной артерии должна быть видна, если баллон сдут и PAC размещен правильно. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2:Вентиляционные установки вредной вентиляции. Показаны настройки вентилятора во время вентиляции, чтобы спровоцировать повреждение легких, вызванное вентилятором (VILI). Приливный объем соответствует 17 мл/кг массы тела у соответствующего животного. Паттерн потока уменьшается до нуля потока по истечении срока годности (красная звезда). Нулевой поток сохраняется в течение соответствующего периода дыхательного цикла. Таким образом, достигается практически полная инфляция и дефляция легких для стимулирования баро- и ателектравмы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3:Системная оксигенация и давление в легочной артерии. (А) Индивидуальные результаты парциального артериального давления кислорода. (B) Среднее легочное артериальное давление четырех животных отображается в качестве репрезентативных значений для индуцированного повреждения легких. Тест на статистическую значимость не проводился из-за малого количества животных (n = 4). После каждого вмешательства выполнялся маневр вербовки (желтые стрелки) для проверки на рекрутируемость модели. Обратите внимание, что PaO2 увеличивается после промывания легких и после набора не менее чем на 150 мм рт.ст., но не после вредной вентиляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4:Компьютерная томография легких. Репрезентативная компьютерная томография (КТ) одного животного после вымывания поверхностно-активного вещества и механической вентиляции с высокими приливными объемами и низким PEEP для наведения ИВЛ-индуцированного повреждения легких (VILI). Сканирование проводилось во время вентиляции с высоким положительным давлением выдоха 15 мбар (PEEP 15 мбар) и низким PEEP 6 мбар (PEEP 6 мбар) с приливным объемом 6 мл / кг массы тела. Верхние панели показывают ту же апикальная область легких. Нижние панели показывают ту же область легкого на высоте сердца. # отмечает зависимые участки легких с базальным ателектазом; → отмечает зависимые области легких/бывший ателектаз, которые набираются под вентиляцией с PEEP 15 мбар; * отмечает обширные помутнения молотого стекла с наложенными меж- и внутридольковыми перегородчатыми утолщениями, которые не разрешаются при вентиляции при PEEP 15 мбар, + отмечает диффузные альвеолярные помутнения, которые указывают на альвеолярное кровоизлияние и не видны при вентиляции с PEEP 6 мбар из-за обширного ателектаза. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5:Патологоанатомическое исследование легких. Репрезентативная патология нефиксированных легких одного животного сразу после эксперимента. Базальная область легких обращена к читателю. # отмечает ателектаз; + отмечает диффузное альвеолярное кровоизлияние; → отмечает растянутые, отечные перибронхиальные пространства. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
| базис | после промывки | РМ | после травмированной вентиляции легких | РМ | после ОРДС-Нет | РМ | |
| аО2 (мм рт.ст.) |
514 ±13 |
87 ±12 |
324 ±78 |
197 ±134 |
147 ±95 |
128 ±37 |
185 ±129 |
| PaCO2 (мм рт.ст.) |
48 ±6 |
86 ±10 |
82 ±12 |
66 ±5 |
96 ±4 |
92 ±5 |
123 ±10 |
| рН | 7.39 ±0,09 |
7.14 ±0,05 |
7.17 ±0,08 |
7.26 ±0,06 |
7.11 ±0,04 |
7.14 ±0,04 |
7.04 ±0.03 |
| лактат (мг/дл) |
4 ±3,9 |
6 ±5.0 |
6 ±5,9 |
4 ±3,6 |
4 ±3,5 |
4 ±3,6 |
6 ±5,3 |
| частота сердечных сокращений (уд/мин) |
86 ±8 |
90 ±11 |
92 ±12 |
104 ±18 |
129 ±30 |
147 ±13 |
149 ±5 |
| CO (л/мин) | 4 ±0,8 |
3.7 ±1,4 |
3.6 ±0,8 |
5.2 ±0,8 |
5.1 ±0,8 |
6.9 ±1,0 |
|
| карта (мм рт.ст.) |
93 ±4 |
101 ±21 |
108 ±31 |
78 ±8 |
96 ±31 |
65 ±12 |
72 ±9 |
| СВР (дин. сек. см-5) |
1856 ±302 |
2552 ±777 |
1624 ±468 |
1179 ±237 |
903 ±292 |
711 ±166 |
|
| мПАП (мм рт.ст.) |
14 ±1 |
27 ±2 |
22 ±2 |
33 ±10 |
33 ±8 |
29 ±3 |
30 ±3 |
| ПВР (дин. сек. см-5) |
106 ±170 |
267 ±442 |
170 ±258 |
92 ±126 |
108 ±160 |
66 ±88 |
|
| ПКРП | 6 ±2 |
10 ±2 |
8 ±2 |
9 ±1 |
10 ±4 |
11 ±5 |
|
| Цдин (мл/мбар) |
33 ±4 |
12 ±2 |
21 ±4 |
23 ±8 |
20 ±2 |
26 ±8 |
24 ±5 |
Таблица 1: Газы артериальной крови, гемодинамические данные и легочный комплаенс. В таблице представлены соответствующие газы артериальной крови и гемодинамические данные. РМ: маневр рекрутирования, PaO2: артериальное парциальное давление кислорода, PaCO2: артериальное парциальное давление углекислого газа, CO: сердечный выброс, MAP: среднее артериальное давление, SRV: системное сосудистое сопротивление, mPAP: среднее легочное артериальное давление, PVR: легочное сосудистое сопротивление, PCWP: давление легочной капиллярной клиньи. Данные, представленные в виде среднего ± УР.
| базис | после промывки | РМ | ||||||
| Я | PaO2 (мм рт.ст.) | 540 | 81.3 | 270 | 21.9 | - маневр набора после истощения поверхностно-активного вещества был предварительно сформирован без предварительной инъекции миорелаксанта - маневр набора (РМ) привел к натяжному пневмотораксу с быстрым сердечно-легочной деградацией (серый фон), несмотря на немедленное введение дренажа грудной клетки - следующие животные получали болюсную инъекцию миорелаксанта до РМ, и проблема больше не наблюдалась |
||
| PaCO2 (мм рт.ст.) | 42.6 | 69.4 | 84.9 | 93.9 | ||||
| рН | 7.44 | 7.17 | 7.01 | 6.99 | ||||
| Лактат (ммоль/л) | 11 | 17 | 67 | 56 | ||||
| частота сердечных сокращений (уд/мин) | 138 | 155 | 141 | 221 | ||||
| CO (л/мин) | 7.7 | 3.6 | 1.6 | |||||
| mAP (мм рт.ст.) | 82 | 60 | 143 | 53 | ||||
| мПАП (мм рт.ст.) | 26 | 18 | 22 | 22 | ||||
| PCWP (мм рт.ст.) | 10 | 12 | 12 | 17 | ||||
| Ксин (мбар/мл) | 35 | 11 | 19 | 13 | ||||
| ПКРП (мм рт.ст.) |
10 | 12 | 12 | 17 | ||||
| Ксин (мбар/мл) | 35 | 11 | 19 | 13 | ||||
| базис | после промывки | РМ | после вредной вентиляции легких | РМ | ||||
| Второй | PaO2 (мм рт.ст.) | 638 | 60 | 84 | 83.2 | 61.4 | 82.7 | -травматозная вентиляция проводилась с приливным объемом 17 мл/кг массы тела в течение 3 часов -после вредной вентиляции животное быстро ухудшалось и не могло быть стабилизировано, например, болюсными инъекциями адреналина -последний анализ газов крови был получен при вентиляции с ПОМОЩЬЮ PEEP: 20 мбар. Ппеак: 35 мбар. в результате чего приливный объем всего 187 мл (4 мл/кг массы тела) - сокращение вредного периода вентиляции было необходимо в следующих экспериментах |
| PaCO2 (мм рт.ст.) | 41 | 78 | 77 | 85.1 | 120 | 183 | ||
| рН | 7.37 | 7.17 | 7.16 | 7.13 | 7.02 | 6.81 | ||
| Лактат (мг/дл) | 16 | 18 | 20 | 17 | 30 | 65 | ||
| частота сердечных сокращений (уд/мин) | 86 | 64 | 109 | 133 | 150 | 185 | ||
| CO (л/мин) | 4.3 | 3.3 | 3.7 | 5.6 | 2.4 | |||
| mAP (мм рт.ст.) | 77 | 82 | 61 | 53 | 77 | 40 | ||
| мПАП (мм рт.ст.) | 15 | 30 | 24 | 35 | 35 | 32 | ||
| PCWP (мм рт.ст.) | 7 | 8 | 9 | 8 | 9 | |||
| Ксин (мбар/мл) | 34 | 9 | 12 | 17 | 14 | 13 | ||
Таблица 2: Газы артериальной крови и гемодинамические данные при выполнении протокола. В таблице представлены соответствующие газы артериальной крови и гемодинамические данные двух животных, которые преждевременно погибли во время выполнения протокола. Серый фон подсвечивает последние результаты перед смертью. РМ: маневр набора, PaO2: артериальное парциальное давление кислорода, PaCO2: артериальное парциальное давление углекислого газа, CO: сердечный выброс, mAP: среднее артериальное давление, mPAP: среднее легочное артериальное давление, PCWP: давление легочного капиллярного клина, PEEP: положительное давление на конце выдоха, Ppeak: пиковое давление вдоха.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этой статье описывается индукция экспериментального ОРДС у свиней, сочетающая истощение поверхностно-активных веществ повторными промываниями легких и вентиляцией с высокими приливными объемами, низким PEEP и полной инфляцией / дефляцией легких. Эта комбинация вызывает воспроизводимое и сопоставимое ухудшение газообмена и возникающий в результате гемодинамический компромисс, но ограничивает рекрутируемость легких. Таким образом, эта модель имитирует клиническую ОРДС с низкой рекрубируемостью и позволяет проводить исследование новых режимов вентиляции.
Существует несколько ограничений протокола. Во-первых, повторные промывки приводят к некоторым гистопатологическим свойствам клинической (человеческой) ОРДС, включая образование крупного ателектаза, образование периваскулярного отека и увеличение толщины альвеолярно-капиллярной мембраны. Высокая вентиляция с высоким ТВ / низким PEEP добавляет некоторые свойства, такие как диффузное альвеолярное кровоизлияние, которые не уязвимы для набора. Тем не менее, важные особенности ОРДС человека, такие как образование гиалиновых мембран, не могут быть индуцированы в течение нескольких часов и поэтому отсутствуют в этой модели2,3. Во-вторых, структурное повреждение легких необратимо в течение нескольких часов или, возможно, дней. Но необходимо соблюдать осторожность, чтобы избежать чрезмерного баро-, волу- и ателектравмы легких, что сделало бы следующий эксперимент невозможным. Используя настройки вентилятора, описанные в статье, протокол начался с первоначально 3 ч VILI для тестирования автоматизированных режимов вентиляции, которые интегрируют последние клинические данные относительно вентиляции пациентов с ОРДС. К сожалению, состояние некоторых животных в ходе эксперимента ухудшилось и наблюдался один случай тяжелого пневмоторакса(таблица 2). Сокращение периода VILI до 2 ч было подходящим для экспериментального проектирования, но этот период времени может быть адаптирован в других экспериментальных условиях. В-третьих, промывание легких может привести к резкой правой сердечной недостаточности и смерти животного. Около 10-15% животных могут умереть в период индукции. Это число может быть уменьшено в соответствии с рекомендациями, опубликованнымиранее 5. Наконец, в исследовании были представлены только результаты четырех животных и еще двух животных, которые преждевременно умерли во время реализации модели. Строгие местные законы о защите животных не поддерживают эксперименты на других животных после того, как модель будет достаточно реализована, но модели с двумя ударами, состоящие из истощения поверхностно-активных веществ и вредной вентиляции, были использованы другими исследовательскими группами7.
Важно, что усугубление повреждения легких вентиляцией с высокой вентиляцией TV / низким PEEP может привести к неконтролируемому структурному повреждению легких или гемодинамической декомпенсации. Следовательно, приливные объемы должны быть увеличены с шагом в течение нескольких минут, и верхний порог для пикового давления вдоха должен быть установлен, чтобы избежать пневмоторакса и гемодинамической нестабильности. Было установлено, что верхний порог в 60 мбар наиболее подходит для того, чтобы вызвать VILI без преждевременной потери животных.
Циклический набор с высокими приливными объемами приведет к достаточной оксигенации, несмотря на низкий PEEP. После промывки легких PEEP снижали до 2 мбар поэтапно параллельно увеличению приливного объема, чтобы избежать невыносимой гипоксемии.
Некоторые исследователи используют более высокие частоты дыхания для генерации VILI7 из-за более быстрого начала VILI, но высокие частоты дыхания могут привести к захвату воздуха, если кривая потока вентилятора не контролируется тщательно. Захват воздуха может снизить VILI из-за неполной дефляции легких, в то время как он также способствует гемодинамической нестабильности, вызванной устойчивым высоким внутриторакальным давлением. Таким образом, в описанной модели применяли более медленную частоту дыхания при гарантированной дефляции легких и более длительном периоде VILI.
Следует отметить, что маркеры воспаления легких, такие как интерлейкин 8 в брохоальвеолярной жидкости, не были измерены, поскольку длительная вентиляция в воспроизводимой модели низкой рекрутируемости является основным применением модели. Для исследований, касающихся специфических воспалительных паттернов (таких как гипервоспалительный субфенотип ОРДС), модель множественного попадания, сочетающая воспалительный первый удар, такой как инфузия липополисахарида с вредной вентиляцией, может быть благоприятной12.
Сочетание вымывания поверхностно-активных веществ и высокой вентиляции с высоким TV/низким PEEP приводит к эффективной по времени и воспроизводимой модели ОРДС человека в отношении газообмена и гемодинамических изменений. Повреждение легких, вызванное этой моделью, представляет собой низкую рекрутируемость и позволяет экспериментально испытать терапевтические стратегии, включая механическую вентиляцию.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Все авторы не раскрывают никаких финансовых или любых других конфликтов интересов.
Acknowledgments
Мы с благодарностью отмечаем прекрасную техническую помощь Биргит Брандт. Это исследование было поддержано грантом Федерального министерства образования и исследований Германии (FKZ 13GW0240A-D).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eve | Fritz Stephan GmbH | emergency ventilator | |
| Flow through chamber thermistor | Baxter | 93-505 | for measuring cardiac output |
| Leader Cath Set | Vygon | 1,15,805 | arterial catheter |
| Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed | Covidien | 107-80 | 8.0 mm ID |
| MultiCath3 | Vygon | 1,57,300 | 3 lumen central venous catheter, 20 cm length |
| Percutaneus Sheath Introducer Set | Arrow | SI-09600 | introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length |
| Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter | Edwards | 132F5 | pulmonary artery catheter, 75 cm length |
| urinary catheter | no specific model requiered | ||
| Vasofix Braunüle 20G | B Braun | 4268113B | peripheral vein catheter |
| Vigilance I | Edwards | monitor |
References
- Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
- Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E.
- Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
- Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 24 (3), 231-236 (1980).
- Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e53610 (2016).
- Pomprapa, A., et al. Artificial intelligence for closed-loop ventilation therapy with hemodynamic control using the open lung concept. International Journal of Intelligent Computing and Cybernetics. 8 (1), 50-68 (2015).
- Yoshida, T., et al. Continuous negative abdominal pressure reduces ventilator-induced lung Injury in a porcine model. Anesthesiology. 129 (1), 163-172 (2018).
- Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
- Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique. Acta Radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).
- Kelly, C. R., Rabbani, L. E. Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization. The New England Journal of Medicine. 369 (25), 35 (2013).
- Forrester, J. S., et al. Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter. American Heart Journal. 83 (3), 306-311 (1972).
- Dos Santos Rocha, A., et al. Physiologically variable ventilation reduces regional lung inflammation in a pediatric model of acute respiratory distress syndrome. Respiratory Research. 21 (1), 288 (2020).
