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Biology

Einzelzellfaktorlokalisierung auf Chromatin unter Verwendung von Ultra-Low Input Cleavage Under Targets und Freisetzung mit Nuclease

Published: February 1, 2022 doi: 10.3791/63536
Automatic Translation
1, 1
1Department of Biological Sciences, University of Pittsburgh

Summary

CUT&RUN und seine Varianten können verwendet werden, um die Proteinbelegung auf Chromatin zu bestimmen. Dieses Protokoll beschreibt, wie die Proteinlokalisation auf Chromatin mit Hilfe von einzelligem uliCUT&RUN bestimmt werden kann.

Abstract

Die Bestimmung der Bindungsorte eines Proteins an Chromatin ist für das Verständnis seiner Funktion und potenzieller regulatorischer Ziele unerlässlich. Die Chromatin-Immunpräzipitation (ChIP) ist seit über 30 Jahren der Goldstandard für die Bestimmung der Proteinlokalisation und wird durch die Verwendung eines Antikörpers definiert, um das interessierende Protein aus beschalltem oder enzymatisch verdautem Chromatin herauszuziehen. In jüngster Zeit sind Antikörper-Tethering-Techniken aufgrund ihrer erhöhten Empfindlichkeit zur Beurteilung der Proteinlokalisation auf Chromatin populär geworden. Cleavage Under Targets & Release Under Nuclease (CUT&RUN) ist das genomweite Derivat der Chromatin-Immunspaltung (ChIC) und verwendet rekombinantes Protein A, das an Mikrokokken-Nuklease (pA-MNase) gebunden ist, um die IgG-konstante Region des Antikörpers zu identifizieren, die auf ein Protein von Interesse abzielt, wodurch eine ortsspezifische Spaltung der DNA ermöglicht wird, die das interessierende Protein flankiert. CUT & RUN kann verwendet werden, um Histonmodifikationen, Transkriptionsfaktoren und andere Chromatin-bindende Proteine wie Nukleosomen-Umbaufaktoren zu profilieren. Wichtig ist, dass CUT&RUN verwendet werden kann, um die Lokalisation von entweder neuromatischen oder heterochromatisch assoziierten Proteinen und Histonmodifikationen zu beurteilen. Aus diesen Gründen ist CUT&RUN eine leistungsfähige Methode, um die Bindungsprofile einer Vielzahl von Proteinen zu bestimmen. Vor kurzem wurde CUT&RUN für die Profilierung von Transkriptionsfaktoren in niedrigen Zellpopulationen und Einzelzellen optimiert und das optimierte Protokoll wurde als Ultra-Low Input CUT&RUN (uliCUT&RUN) bezeichnet. Hier wird ein detailliertes Protokoll für die Einzelzellfaktorprofilierung mit uliCUT&RUN in einem manuellen 96-Well-Format vorgestellt.

Introduction

Viele Kernproteine funktionieren, indem sie mit Chromatin interagieren, um DNA-vorlagenbasierte Aktivitäten zu fördern oder zu verhindern. Um die Funktion dieser Chromatin-interagierenden Proteine zu bestimmen, ist es wichtig, die genomischen Stellen zu identifizieren, an denen diese Proteine gebunden sind. Seit seiner Entwicklung im Jahr 1985 ist die Chromatin-Immunpräzipitation (ChIP) der Goldstandard, um zu identifizieren, wo ein Protein an Chromatin 1,2 bindet. Die traditionelle ChIP-Technik hat den folgenden grundlegenden Arbeitsablauf: Zellen werden geerntet und vernetzt (in der Regel mit Formaldehyd), Chromatin geschoren wird (normalerweise mit harten Ultraschallmethoden, die eine Vernetzung erfordern), das interessierende Protein wird mit einem Antikörper, der auf das Protein abzielt (oder das Protein markiert), gefolgt von einem sekundären Antikörper (gekoppelt an Agarose oder magnetische Perlen) immunpräzipitiert, die Vernetzung wird umgekehrt, Protein und RNA werden verdaut, um DNA zu reinigen, und diese ChIP-angereicherte DNA wird als Vorlage für die Analyse verwendet (unter Verwendung der radioaktiv markierten Sonden1,2, qPCR 3, Microarrays 5,6 oder Sequenzierung4). Mit dem Aufkommen von Microarrays und massiv paralleler Tiefensequenzierung wurden ChIP-Chip 5,6 und ChIP-seq4 in jüngerer Zeit entwickelt und ermöglichen eine genomweite Identifizierung der Proteinlokalisation auf Chromatin. Die Vernetzung von ChIP ist seit seiner Einführung eine leistungsstarke und zuverlässige Technik mit großen Fortschritten in der Auflösung durch ChIP-exo 7 und ChIP-nexus8. Parallel zur Entwicklung von ChIP-seq wurden native (nicht vernetzende) Protokolle für ChIP (N-ChIP) etabliert, die den Nukleaseaufschluss (oft unter Verwendung von Mikrokokkennuklease oder MNase) verwenden, um das Chromatin zu fragmentieren, im Gegensatz zur Beschallung, die in traditionellen Vernetzungs-ChIP-Techniken durchgeführt wird9. Ein großer Nachteil sowohl bei der Vernetzung von ChIP- als auch bei N-ChIP-Technologien war jedoch die Anforderung hoher Zellzahlen aufgrund der geringen DNA-Ausbeute nach der experimentellen Manipulation. Daher wurden in den letzten Jahren viele Anstrengungen unternommen, um die ChIP-Technologien für einen geringen Zelleintrag zu optimieren. Diese Bemühungen haben zur Entwicklung vieler leistungsstarker ChIP-basierter Technologien geführt, die sich in ihrer Anwendbarkeit und ihren Eingabeanforderungen unterscheiden 10,11,12,13,14,15,16,17,18. Es fehlen jedoch einzellige ChIP-seq-basierte Technologien, insbesondere für Nicht-Histon-Proteine.

Im Jahr 2004 wurde eine alternative Technologie entwickelt, um die Proteinbelegung von Chromatin zu bestimmen, die als Chromatin Endogenous Cleavage (ChEC) und Chromatin Immunocleavage (ChIC)19 bezeichnet wird. Diese Single-Locus-Techniken verwenden eine Fusion von MNase entweder zum interessierenden Protein (ChEC) oder zu Protein A (ChIC) zum direkten Schneiden von DNA neben dem interessierenden Protein. In den letzten Jahren wurden sowohl ChEC als auch ChIC für die genomweite Proteinprofilierung auf Chromatin (ChEC-seq bzw. CUT&RUN) optimiert.20,21. Während ChEC-seq eine leistungsfähige Technik zur Bestimmung der Faktorlokalisierung ist, erfordert es die Entwicklung von MNase-Fusionsproteinen für jedes Ziel, während ChIC und seine genomweite Variation, CUT & RUN, auf einem Antikörper beruhen, der auf das interessierende Protein gerichtet ist (wie bei ChIP) und rekombinanter Protein-A-MNase, wobei das Protein A die IgG-konstante Region des Antikörpers erkennen kann. Als Alternative wurde eine Fusionsprotein-A/Protein-G-MNase (pA/G-MNase) entwickelt, die ein breiteres Spektrum von Antikörperkonstantenregionen erkennen kann22. CUT&RUN hat sich schnell zu einer beliebten Alternative zu ChIP-seq entwickelt, um die Proteinlokalisation auf dem gesamten Chromatin-Genom zu bestimmen.

Ultra-Low-Input CUT&RUN (uliCUT&RUN), eine Variante von CUT&RUN, die die Verwendung von Low- und Single-Cell-Inputs ermöglicht, wurde2019 23 beschrieben. Hier wird die Methodik für eine manuelle Einzelzellenanwendung im 96-Well-Format beschrieben. Es ist wichtig zu beachten, dass seit der Entwicklung von uliCUT&RUN zwei Alternativen für die Histonprofilierung, CUT&Tag und iACT-seq, entwickelt wurden, die eine robuste und hochparallele Profilierung von Histonproteinenermöglichen 24,25. Darüber hinaus wurde scCUT&Tag für die Profilierung mehrerer Faktoren in einer einzelnen Zelle (multiCUT&Tag) und für die Anwendung auf Nicht-Histon-Proteineoptimiert 26. Zusammen bietet CUT&RUN eine attraktive Alternative zu Low-Input-ChIP-seq, bei der uliCUT&RUN in jedem molekularbiologischen Labor durchgeführt werden kann, das Zugang zu einem Zellsortierer und Standardausrüstung hat.

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Protocol

Ethikerklärung: Alle Studien wurden vom Institutional Biosafety Office of Research Protections an der University of Pittsburgh genehmigt.

1. Bereiten Sie magnetische Perlen vor

HINWEIS: Vor der Zellsortierung durchführen und bis zum Gebrauch auf Eis halten.

  1. Pipette 30 μL ConA-konjugierte paramagnetische Mikrokugeln Perlenschlammmischung pro Reaktion zu einem frischen 1,5 ml Mikrofugenröhrchen und 850 μL Bindungspuffer hinzufügen, vorsichtig zum Mischen pipettieren.
    HINWEIS: ConA-konjugierte paramagnetische Mikrosphären sind lektinbeschichtete magnetische Perlen, die eine Lipidmembranbindung ermöglichen.
  2. Legen Sie das Rohr auf ein Magnetgestell und lassen Sie die Perlen für 1-2 min magnetisieren. Sobald sich der Überstand geklärt hat, entfernen und entsorgen Sie den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  3. Entfernen Sie den Schlauch aus dem Magnetgestell und waschen Sie die Perlen, indem Sie ihn in 1 ml Bindungspuffer wieder aufhängen.
  4. Wiederholen Sie die Schritte 1.2 und 1.3.
  5. Magnetisieren Sie die Perlen für 2 Minuten und entfernen Sie den Überstand, um ihn zu entsorgen.
  6. Entfernen Sie den Schlauch aus dem Magnetgestell und suspendieren Sie die Perlen in 30 μL Bindungspuffer pro Reaktion.
  7. Halten Sie die gewaschene Perlenmischung auf Eis, bis die Zellen sortiert sind.

2. Zellen ernten

HINWEIS: Dieser Schritt ist für adhärente Zellen geschrieben und für murine embryonale E14-Stammzellen optimiert. Die Kultivierung und Ernte der Zellen hängt vom Zelltyp ab.

  1. Entfernen Sie die Zellen aus dem 37 °C Inkubator und untersuchen Sie sie unter einem Mikroskop, um die Qualität zu gewährleisten.
  2. Saugen Sie das Medium von der Zellplatte ab und spülen Sie es mit 5 ml 1x PBS ab.
  3. Aspirieren Sie PBS von der Platte und ernten Sie die Zellen (mit traditionellen Zellerntemethoden, die sich je nach Zelltyp unterscheiden). Erhalten Sie eine einzellige Suspension, indem Sie bei Bedarf vorsichtig mit einer serologischen Pipette gegen die Kulturschale auf und ab pipettieren.
  4. Übertragen Sie die Zellsuspension auf ein 15 ml konisches Rohr und drehen Sie es bei 200 x g für 5 Minuten nach unten.
  5. Absaugen Sie das Medium ab, um es zu entsorgen und das Zellpellet mit 5 ml PBS + 1% FBS zu waschen.
  6. Drehen Sie die Zellen bei 200 x g für 5 min herunter, verwerfen Sie den Überstand und suspendieren Sie das Zellpellet in 5 ml PBS + 1% FBS.
  7. Zählen Sie die Zellen und übertragen Sie 1 ml von 1 x 10 6 Zellen in eine frische 1,5 ml Mikrofugenröhre.
  8. Fügen Sie 5 μL 7-Amino-Actinomycin D (7-AAD) hinzu, invertieren Sie das Röhrchen gut, um es zu mischen, und wenden Sie dann die Probe auf den Zellsortierer an, um lebende Einzelzellen in einzelne Vertiefungen einer 96-Well-Platte zu sortieren.
    HINWEIS: 7-AAD-Farbstoff ist aus lebenden Zellen ausgeschlossen und kann daher in der Lebendzellsortierung verwendet werden.

3. Zellsortierung und Lyse

  1. Bereiten Sie vor der Zellsortierung eine Zellsortierer-kompatible 96-Well-Platte mit 100 μL Kernextraktionspuffer (NE) in jedem Bohrloch vor.
  2. Sortieren Sie die Zellen gemäß den Anweisungen des Herstellers in 96-Well-Platten.
  3. Drehen Sie schnell die Platte (600 x g für 30 s), um sicherzustellen, dass sich die Zellen im Puffer innerhalb der Vertiefungen befinden.
    HINWEIS: Es lohnt sich, in einem Vorversuch zu testen, ob die verwendeten Zellen zuverlässig auf den Grund der Vertiefungen gebracht werden.
  4. Halten Sie die Proben 15 min auf Eis.
  5. Die Proben bei 600 x g für 5 min bei 4 °C nach unten drehen und vorsichtig pipettieren, um den Überstand zu entfernen (wobei 5 μL zurückbleiben).
  6. Resuspendieren Sie jede Probe in 55 μL NE-Puffer und fügen Sie 30 μL der vorgewaschenen ConA-konjugierten paramagnetischen Mikrosphären (aus Schritt 1.7; im Bindungspuffer) zu jeder Reaktion hinzu.
  7. Bei Raumtemperatur 10 min inkubieren.

4. Vorblockierung von Proben, um einen frühen Aufschluss durch MNase zu verhindern

  1. Legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetgestell, lassen Sie die Perlen mindestens 5 Minuten binden und entfernen Sie dann den Überstand.
  2. Fügen Sie 100 μL Blockierpuffer zu den kerngebundenen Perlen hinzu und mischen Sie sie mit sanftem Pipettieren.
  3. 5 min bei Raumtemperatur inkubieren.

5. Zugabe von primären Antikörpern

  1. Legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetgestell, lassen Sie den Überstand für mindestens 5 Minuten aufräumen, und entfernen und entsorgen Sie dann den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  2. Entfernen Sie die Platte aus dem Magnetgestell und suspendieren Sie die Perlen in 100 μL Waschpuffer pro Reaktion mit sanftem Pipettieren.
  3. Legen Sie die Platte wieder auf das 96-Well-Magnetrack, lassen Sie den Überstand aufräumen, entfernen und verwerfen Sie dann den Überstand.
  4. Resuspendieren Sie die Perlen in 25 μL Waschpuffer pro Reaktion mit sanftem Pipettieren.
  5. Machen Sie einen primären Antikörper-Master-Mix: 25 μL Waschpuffer + 0,5 μL Antikörper pro Reaktion.
  6. Während Sie die kerngebundenen Kügelchen vorsichtig wirbeln, fügen Sie 25 μL der primären Antikörper-Mastermischung zu jeder Probe hinzu, die mit einem Antikörper behandelt wird, der auf das interessierende Protein abzielt (typischerweise 1:100 endgültige Verdünnung). Fügen Sie 25 μL Waschpuffer ohne Antikörper hinzu, wenn Sie eine Kontrolle durchführen.
  7. 1 h bei Raumtemperatur inkubieren.
  8. Legen Sie die Proben auf ein 96-Well-Magnetgestell, lassen Sie den Überstand für mindestens 5 Minuten freiwerden, und entfernen und entsorgen Sie dann den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  9. Entfernen Sie die Platte aus dem Magnetgestell und waschen Sie die Perlen mit 100 μL Waschpuffer und suspendieren Sie sie durch Pipettieren.

6. Zugabe von pA-MNase oder pA/G-MNase

HINWEIS: Protein A hat eine hohe Affinität für IgG-Moleküle bestimmter Spezies wie Kaninchen, ist aber nicht für IgGs von anderen Spezies wie Mäusen oder Ratten geeignet. Alternativ kann Protein A/G-MNase verwendet werden. Dieser Hybrid bindet Kaninchen-, Maus- und Ratten-IgGs und vermeidet die Notwendigkeit sekundärer Antikörper, wenn primäre Antikörper von Mäusen oder Ratten verwendet werden.

  1. Legen Sie die Platte wieder auf ein 96-Well-Magnetgestell, lassen Sie den Überstand für mindestens 5 Minuten freiwerden, und entfernen und entsorgen Sie dann den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  2. Entfernen Sie die Platte aus dem Magnetgestell und suspendieren Sie jede Probe in 25 μL Waschpuffer.
  3. Machen Sie eine pA-MNase-Mastermischung (25 μL Waschpuffer + optimierte Menge an pA-MNase pro Reaktion).
  4. Während Sie vorsichtig wirbeln, fügen Sie jeder Probe, einschließlich der Kontrollproben, 25 μL des pA-MNase-Mastermixes hinzu.
    HINWEIS: Die Konzentration der pA-MNase variiert je nach Zubereitung, wenn sie hausgemacht ist, und sollte vor der Anwendung bei jeder unabhängigen Reinigung getestet werden. Für die pA/G-MNase sollten 2,5 μL der 20-fachen Ware verwendet werden.
  5. Inkubieren Sie die Proben für 30 min bei Raumtemperatur.
  6. Legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetgestell, lassen Sie den Überstand für mindestens 5 Minuten aufräumen, und entfernen und entsorgen Sie dann den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  7. Entfernen Sie die Platte aus dem Magnetgestell und waschen Sie die Perlen mit 100 μL Wash Buffer, wobei Sie durch leichtes Pipettieren wieder aufhängen.

7. Gerichtete DNA-Verdauung

  1. Legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetgestell, lassen Sie den Überstand für mindestens 5 Minuten freiwerden, und entfernen Sie dann den Überstand und entsorgen Sie ihn.
  2. Entfernen Sie die Proben aus dem magnetischen Rack und suspendieren Sie die Perlen in 50 μL Wash Buffer durch sanftes Pipettieren.
  3. Die Proben in einem Eis/Wasser-Gemisch 5 min auf 0 °C ausgleichen.
  4. Entfernen Sie die Proben aus dem 0 °C Eis-/Wasserbad und fügen Sie 1 μL 100 mM CaCl2 mit einer Mehrkanalpipette hinzu. Mischen Sie gut (3-5 mal) mit sanftem Pipettieren mit einer mehrkanaligen Pipette mit größerem Volumen und bringen Sie die Proben dann auf 0 ° C zurück.
    HINWEIS: Hier ist es wichtig, gut zu mischen. CaCl2 wird hinzugefügt, um die MNase-Verdauung von DNA zu aktivieren, die das interessierende Protein flankiert.
  5. Starten Sie einen 10-Minuten-Timer, sobald die Platte wieder im Eis- / Wasserbad ist.
  6. Stoppen Sie die Reaktion, indem Sie 50 μL 2XRSTOP+ Puffer in jede Vertiefung pipettieren, in der gleichen Reihenfolge, in der derCaCl2 hinzugefügt wurde.
    HINWEIS: Machen Sie 2XRSTOP+ Puffer, bevor die 10-minütige Verdauung vorbei ist, um eine Überverdauung zu verhindern.

8. Probenfraktionierung

  1. Inkubieren Sie die Proben für 20 min bei 37 °C.
  2. Drehen Sie die Platte bei 16.000 x g für 5 min bei 4 °C.
  3. Legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetrack, lassen Sie den Überstand für mindestens 5 Minuten freiwerden, und übertragen Sie Überstände auf eine frische 96-Well-Platte. Verwerfen Sie die Perlen.

9. DNA-Extraktion

  1. 1 μL 10% Natriumdodecylsulfat (SDS) und 0,83 μL 20 mg/ml Proteinase K zu jeder Probe geben.
    ACHTUNG: SDS-Pulver ist schädlich, wenn es inhaliert wird. Benutzer sollten in gut belüfteten Räumen eine Schutzbrille, Handschuhe und ein Atemschutzgerät der Klasse N95 tragen und vorsichtig damit umgehen.
  2. Mischen Sie die Proben durch sanftes Pipettieren.
  3. Inkubieren Sie die Proben für 10 min bei 70 °C.
  4. Stellen Sie die Platte auf Raumtemperatur zurück und fügen Sie 46,6 μL 5 M NaCl und 90 μL 50% PEG 4000 hinzu. Durch leichtes Pipettieren vermischen.
  5. 33 μL Polystyrol-Magnetit-Perlen zu jeder Probe geben und 10 min bei Raumtemperatur inkubieren.
    HINWEIS: Achten Sie darauf, Polystyrol-Magnetit-Perlen auf Raumtemperatur (~ 30 min) zu bringen und vor der Verwendung gut zu mischen.
  6. Legen Sie die Platte auf ein magnetisches Rack und lassen Sie den Überstand für ~ 5 Minuten aufräumen, und entsorgen Sie dann vorsichtig den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  7. 2x mit 150 μL 80% Ethanol abspülen, ohne die Perlen zu stören.
    ACHTUNG: Ethanol ist leicht entzündlich und verursacht Haut-, Augen- und Lungenreizungen. Führen Sie diesen Schritt mit geeigneter Laborkleidung und in einer belüfteten Kapuze durch.
  8. Drehen Sie die Platte kurz bei 1000 x g für 30 s. Legen Sie die Platte wieder auf ein 96-Well-Magnetrack und entfernen Sie alle verbleibenden EtOH, ohne die Perlen zu stören.
  9. Trocknen Sie die Proben für ~ 2-5 min an der Luft.
    HINWEIS: Trocknen Sie die Perlen nicht länger als 5 min. Wenn Sie fleißig über das Entfernen des EtOH sind, sind 2-3 Minuten Trocknung ausreichend.
  10. Resuspendieren Sie die Perlen mit 37,5 μL 10 mM Tris-HCl (pH 8) und inkubieren Sie für 5 min bei Raumtemperatur.
  11. Legen Sie die Platte auf ein Magnetgestell und lassen Sie die Perlen für 5 Minuten binden.
  12. Übertragen Sie 36,5 μL des Überstands auf eine frische Thermocycler-kompatible 96-Well-Platte. Verwerfen Sie die Perlen.
    HINWEIS: Das Experiment kann hier gestoppt werden, indem Proben bei -20 °C gespeichert werden, oder es kann mit dem Bibliotheksaufbau fortgesetzt werden (Schritte 10-15).

10. Endreparatur, Phosphorylierung, Adenylierung

HINWEIS: Die Reagenzien werden wie in der Materialtabelle referenziert bezogen. Das folgende Protokoll folgt einer ähnlichen Methode wie das kommerzielle Kit wie das NEBNext Ultra DNA II-Kit.

  1. Verdünnen Sie 5 U/μL T4-DNA-Polymerase 1:20 in 1x T4-DNA-Ligasepuffer.
  2. Bereiten Sie einen Endreparatur-/3'A-Mastermix vor: 2 μL 10x T4-DNA-Ligasepuffer, 2,5 μL 10 mM dNTPs, 1,25 μL 10 mM ATP, 3,13 μL 4000 PEG, 0,63 μL 10 U/μL T4 PNK, 0,5 μL verdünnte T4-DNA-Polymerase, 0,5 μL 5U/μL Taq-DNA-Polymerase mit einem Gesamtvolumen von 13,5 μL pro Reaktion.
    HINWEIS: Achten Sie darauf, 40% PEG 4000 vor dem Pipettieren auf Raumtemperatur zu bringen.
  3. 13,5 μL Endreparatur/3'A Mastermix zu 36,5 μL DNA hinzufügen.
  4. Mischen Sie die Reaktion durch schnellen Wirbel und dann einen schnellen Spin (500 x g für 10 s).
  5. Inkubieren unter folgenden Reaktionsbedingungen in einem vorgekühlten Thermocycler mit beheiztem Deckel für Temperaturen >20 °C. Verwenden Sie die Reaktionsbedingungen: 12 °C für 15 min, 37 °C für 15 min, 72 °C für 20 min, halten bei 4 °C.

11. Adapterligatur

HINWEIS: Halten Sie die Proben auf Eis, während Sie die folgende Reaktion durchführen. Lassen Sie den Ligasepuffer vor dem Pipettieren auf Raumtemperatur kommen. Der Adapter (siehe Materialtabelle) wird in einer Lösung von 10 mM Tris-HCl mit 10 mM NaCl (pH 7,5) verdünnt. Aufgrund der geringen Ausbeute sollte die mit CUT&RUN angereicherte DNA nicht vorquantifiziert werden. Erzeugen Sie stattdessen 25-fache Verdünnungen des Adapters unter Verwendung einer endgültigen Arbeitsadapterkonzentration von 0,6 μM.

  1. Machen Sie eine Ligationsmastermischung: 55 μL Ligasepuffer (2x), 5 μL T4-DNA-Ligase und 5 μL verdünnter Adapter mit einem Gesamtvolumen von 65 μL pro Reaktion.
  2. 65 μL der Master-Ligationsmischung zu 50 μL DNA aus Schritt 10.5 hinzufügen.
  3. Mischen Sie durch schnelles Vortexen, gefolgt von schnellem Spinnen (500 x g für 10 s).
  4. Bei 20 °C in einem Thermocycler (ohne beheizten Deckel) 15 min inkubieren.
    HINWEIS: Fahren Sie sofort mit dem folgenden Schritt fort.

12. BENUTZERVERDAUUNG

  1. Fügen Sie 3 μL USER-Enzym zu jeder Probe, jedem Wirbel und jedem Spin hinzu (500 x g für 10 s).
  2. Inkubieren Sie im Thermocycler bei 37 °C für 15 min (beheizter Deckel auf 50 °C eingestellt).

13. Reinigung von Polystyrol-Magnetit-Perlen nach Ligationsreaktion

HINWEIS: Lassen Sie Polystyrol-Magnetit-Perlen bei Raumtemperatur (~ 30 min) ausgleichen. Vortex, um die Perlenlösung vor der Verwendung zu homogenisieren. Führen Sie die folgenden Schritte bei Raumtemperatur aus.

  1. Fügen Sie 39 μL (0,33x) Polystyrol-Magnetit-Perlenlösung zu jeder Vertiefung hinzu, die adapterligierte DNA enthält.
  2. Gründlich durch Pipettieren mischen und dann die Proben bei Raumtemperatur für 15 Minuten inkubieren, damit sich die DNA an die Perlen binden kann.
  3. Legen Sie die Proben auf ein 96-Well-Magnetrack und inkubieren Sie für 5 Minuten, bis der Überstand klar ist.
  4. Halten Sie die Platte auf dem Magnetgestell und entfernen und entsorgen Sie vorsichtig den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  5. Spülen Sie die Perlen mit 200 μL 80% EtOH ab, ohne die Perlen zu stören.
  6. Inkubieren Sie für 30 s auf einem 96-Well-Magnetrack, damit die Lösung frei werden kann.
  7. Entfernen und entsorgen Sie den Überstand, ohne die Perlen zu stören.
  8. Wiederholen Sie die Schritte 13.5-13.7 für insgesamt zwei Wäschen.
  9. Drehen Sie die Platte kurz bei 500 x g für 10 s, legen Sie die Platte wieder auf ein 96-Well-Magnetrack und entfernen Sie den verbleibenden EtOH, ohne die Perlen zu stören.
  10. Halten Sie die Platte auf dem Magnetgestell und trocknen Sie die Proben 2 Minuten lang an der Luft.
    HINWEIS: Trocknen Sie die Perlen nicht zu viel.
  11. Entfernen Sie die Platte aus dem magnetischen Rack und suspendieren Sie die Perlen in 28,5 μL von 10 mM Tris-HCl (pH 8).
    ACHTUNG: Salzsäure ist sehr korrosiv. Benutzer sollten es vorsichtig in einer chemischen Abzugskapuze mit Schutzbrille, Handschuhen und einem Laborkittel behandeln.
  12. Suspendieren Sie die Perlen gründlich durch Pipettieren und achten Sie darauf, keine Blasen zu erzeugen.
  13. 5 min bei Raumtemperatur inkubieren.
  14. Legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetrack und lassen Sie die Lösung für 5 Minuten freiwerden.
  15. Übertragen Sie 27,5 μL Überstand auf eine neue PCR-Platte und entsorgen Sie die Perlen.

14. Bibliotheksanreicherung

HINWEIS: Primer werden mit der gleichen Lösung wie der Adapter verdünnt. Verwenden Sie für diesen Bibliotheksaufbau eine endgültige Arbeitsprimerkonzentration von 0,6 μM.

  1. Zu jeder Probe werden 5 μL verdünnter indizierter Primer (siehe Materialtabelle) gegeben.
    HINWEIS: Jede Probe benötigt einen anderen Index, um nach der Sequenzierung identifiziert zu werden.
  2. Bereiten Sie einen PCR-Master-Mix vor: 10 μL 5x High-Fidelity-PCR-Puffer, 1,5 μL 10 mM dNTPs, 5 μL verdünnter Universal-Primer, 1 μL 1 HE-Hotstart-High-Fidelity-Polymerase mit einem Gesamtmastermixvolumen von 17,5 μL pro Probe.
  3. 17,5 μL pf PCR-Mix zu 32,5 μL gereinigter adapterligierter DNA hinzufügen (5 μL indizierter Primer sind in diesem Volumen enthalten).
  4. Mischen Sie die Lösung durch Pipettieren.
  5. Inkubieren Sie in einem Thermocycler unter folgenden Reaktionsbedingungen mit einer maximalen Anlaufgeschwindigkeit von 3 °C/s: 98 °C für 45 s, 98 °C für 45 s, 60 °C für 10 s, wiederholen Sie den zweiten und dritten Schritt 21 Mal, 72 °C für 1 min, halten Sie bei 4 °C.
    HINWEIS: Die Proben können bei 4 °C für die kurzfristige Lagerung oder -20 °C für die Langzeitlagerung aufbewahrt werden.

15. Reinigung von Polystyrol-Magnetit-Perlen

  1. Jeder Probe werden 60 μL (1,2x) Polystyrol-Magnetit-Perlen hinzugefügt.
  2. Suspendieren Sie die Perlen durch Pipettieren und inkubieren Sie für 15 min bei Raumtemperatur.
  3. Legen Sie die Platte für 5 Minuten auf ein Magnetgestell, bis die Lösung klar ist.
  4. Entsorgen Sie den Überstand und spülen Sie die Perlen mit 200 μL 80% EtOH ab, ohne die Perlen zu stören.
  5. Wiederholen Sie den Waschschritt für insgesamt zwei 80% EtOH-Wäschen.
  6. Drehen Sie die Platte bei 500 x g für 10 s, legen Sie die Platte auf ein 96-Well-Magnetgestell und lassen Sie die Perlen für 5 Minuten binden.
  7. Pipette, um überschüssiges EtOH zu entfernen, ohne die Perlen zu stören, und lassen Sie die Perlen 2 Minuten lang an der Luft trocknen.
    HINWEIS: Trocknen Sie die Perlen nicht zu viel.
  8. Suspendieren Sie die Perlen in 21 μL nukleasefreiem Wasser und inkubieren Sie für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
  9. Legen Sie die Platte auf ein magnetisches Rack und lassen Sie die Lösung für 5 Minuten freiwerden.
  10. Übertragen Sie 20 μL des Überstands auf eine neue Platte.
    HINWEIS: Das Experiment kann hier gestoppt werden, indem die Probe bei -20 °C gelagert wird.
  11. Quantifizieren Sie Bibliothekskonzentrationen mit einem Fluorometer (siehe Materialtabelle) unter Verwendung eines 1x HS-Reagenzes.
  12. Wenn die Konzentration es zulässt, lassen Sie 30 ng Probe auf 1,5% Agarosegel mit einer niedermolekularen Leiter zur Visualisierung laufen. Alternativ können Sie auf einem Fragment Analyzer oder einem verwandten Instrument visualisieren.
  13. Sequenzbibliotheken auf einer Illumina-Plattform, um ~ 50.000-100.000 eindeutig zugeordnete Lesevorgänge zu erhalten.

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Representative Results

Hier wird ein detailliertes Protokoll für die Einzelzellproteinprofilierung auf Chromatin unter Verwendung eines manuellen 96-Well-Formats uliCUT & RUN vorgestellt. Während die Ergebnisse basierend auf dem Profiling des Proteins (aufgrund der Proteinhäufigkeit und der Antikörperqualität), dem Zelltyp und anderen beitragenden Faktoren variieren, werden die erwarteten Ergebnisse für diese Technik hier diskutiert. Die Zellqualität (Zellaussehen und Prozentsatz der lebensfähigen Zellen) und die Einzelzellsortierung sollten vor oder zum Zeitpunkt der Sortierung lebender Zellen in den NE-Puffer bewertet werden. Ein Beispiel für ES-Zellkolonien und Zellsortierung ist in Abbildung 2A,B dargestellt. Insbesondere sollten Zellen von geringer Qualität nicht verwendet werden, und wenn die Qualität ein Problem darstellt, sollte darauf geachtet werden, dass die Richtlinien für den spezifischen Zelltyp befolgt werden. Darüber hinaus sollte die genaue Zellsortierung durch das Zellsortierinstrument vor dem Experimentieren bewertet werden. Zum Beispiel könnten Testzellen mit Hoechst 33342 Färbung sortiert und gefärbt und gezählt werden, um sicherzustellen, dass entweder 0 oder 1 Zelle in jedem Brunnen gefunden wird. Wenn einzelne Zellen nicht gefunden werden, müssen die Sortierbedingungen optimiert werden. Nach der Bibliotheksvorbereitung können Proben entweder auf einem Agarosegel (wenn die Konzentration eine Belastung von 30 ng oder mehr zulässt, da es eine untere Grenze für die DNA-Visualisierung auf einem Agarosegel gibt) oder einem Fragmentanalysator (oder einem ähnlichen Gerät wie einer Tapestation oder einem Bioanalyzer) vor der Sequenzierung beurteilt werden, und Beispielergebnisse sind in Abbildung 2C dargestellt. D. Konkret liegt die erwartete Größenverteilung zwischen ~150 und ~500 bp. In höheren Zellmengen hat CUT & RUN, das an großen Proteinen (wie Histonen) durchgeführt wird, eine rechtsseitige Größenverteilung, bei der der Großteil der DNA ~ 270 bp zu sehen ist; Diese Schulter wird jedoch typischerweise nicht in Einzelzellexperimenten beobachtet.

Nach der Sequenzierung sollte die Qualität der Sequenzierungswerte mit FASTQC bewertet werden. Der Prozentsatz der eindeutigen Mapping-Lesevorgänge sollte bestimmt werden. Typischerweise werden 0,5%-10% eindeutige Mapping-Messwerte in Einzelzellexperimenten beobachtet. Diese Mapping-Prozentsätze ähneln anderen DNA-basierten Einzelzelltechniken30. Als Nächstes sollte die Größenverteilung der Lesevorgänge nach dem Mapping bestimmt werden, um sicherzustellen, dass das Profil der Vorsequenzierung ähnelt (wobei die Adaptersequenz nicht mehr zu den Lesegrößen beiträgt).

Nach der Bewertung der Datenqualität kann die Proteinbelegung mit verschiedenen Methoden visualisiert werden: Einzellocus-Genom-Browserbilder können mit dem UCSC-Genom-Browser oder IGV (Abbildung 3A) visualisiert werden, und genomweite Belegungsmuster über bestimmte genomische Koordinaten können mithilfe von Metaplots (Abbildung 3B, unten), Heatmaps (Abbildung 3B, oben) oder 1D-Heatmaps (Abbildung 3C) visualisiert werden. Weitere Informationen zur Datenanalyse finden Sie in der Studie von Patty und Hainer27. Einzelzelldaten aus einer diploiden Zelle führen zu bis zu vier Lesevorgängen, die zu jedem Locus beitragen (vier Lesevorgänge, wenn sich die Zelle in der Mitose befand), häufiger jedoch zu einem oder zwei Lesevorgängen. Daher sind die Daten binär, und ein hoher Hintergrund kann im Vergleich zu Experimenten mit hohen Zellen leichter mit der Belegung verwechselt werden. Daher wird empfohlen, ein paralleles CUT&RUN-Experiment an einer hohen Zellzahl (5.000 bis 100.000 Zellen) durchzuführen, um möglichst alle möglichen Bindungsstellen für das interessierende Protein zu erfassen. Anschließend können Einzelzellendaten mit möglichen Bindungsstellen verglichen werden. In den in Abbildung 3 gezeigten Beispielen werden Einzelzell-CTCF-uliCUT&RUN-Ergebnisse mit hochzelligem CTCF uliCUT&RUN (Abbildung 3A) oder ChIP-seq (Abbildung 3B,C) verglichen. Wie bereits gezeigt, stellten CTCF-, SOX2- und NANOG-Einzelzell-uliCUT&RUN-Peaks weitgehend stärkere Peaks aus hochzelligen ChIP-seq-Datensätzendar 23.

Figure 1
Abbildung 1: Schematische Darstellung des uliCUT&RUN-Protokolls. Die Zellen werden geerntet und in eine 96-Well-Platte sortiert, die NE-Puffer enthält. Einzelne Kerne werden dann an ConA-konjugierte paramagnetische Mikrosphären gebunden, und sequentiell werden ein Antikörper (der auf das Protein von Interesse abzielt) und pA-MNase oder pA / G-MNase hinzugefügt. Proteinbenachbarte DNA wird über MNase gespalten, und DNA wird dann für die Verwendung in der Bibliotheksvorbereitung gereinigt. Diese Figur wurde mit Biorender.com erstellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 2
Abbildung 2: Beispielergebnisse aus der Zellsortierung und Qualitätskontrolle von uliCUT&RUN-Bibliotheken. (A) Bild von hochwertigen murinen embryonalen Stammzellen (ES). Skalenbalken: 200 μm. (B) Ausgabe aus der Einzelzellsortierung nach Zugabe von 7AAD zu geernteten ES-Zellen und Sortierung auf einem FACS-Instrument. (C) Ethidiumbromid-gefärbtes Agarosegel, das die fertigen uliCUT&RUN-Bibliotheken darstellt. Lane 1 ist eine niedermolekulare Leiter und die Bahnen 2-21 sind Beispiele für erfolgreiche einzelne Einzelzell-uliCUT&RUN-Bibliotheken vor der Sequenzierung. (D) Ethidiumbromid-bromid-gefärbtes Agarosegel, das suboptimale und optimal abgeschlossene uliCUT&RUN-Bibliotheken darstellt. Lane 1 ist eine niedermolekulare Leiter, Lane 2 ist eine suboptimale Bibliothek aufgrund der ineffizienten MNase-Verdauung und Lane 3 ist eine erfolgreiche Bibliothek mit geeigneter Verdauung. (E) Fragmentanalysatorverteilung einer einzelnen Zellbibliothek uliCUT&RUN vor der Sequenzierung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 3
Abbildung 3: Beispiel für erwartete Ergebnisse für einzelne ES-Zelldaten uliCUT&RUN. (A) Browserspur mit hoher Zellzahl (5.000 Zellen), CTCF oder Negativkontrolle (Kein Antikörper, kein Ab) uliCUT&RUN (die ersten beiden Spuren) und Einzelzell-CTCF uliCUT&RUN. Das Bild wird mit freundlicher Genehmigung von Patty und Hainer27 reproduziert. (B) Heatmaps (oben) und Metaplots (unten) von Einzelzell-CTCF oder Negativkontrolle (No Ab) uliCUT&RUN über zuvor veröffentlichte CTCF ChIP-seq-Standorte (GSE11724). Das Bild wird mit freundlicher Genehmigung von Hainer et al.23 reproduziert. (C) 1D-Heatmaps von Einzelzell-CTCF oder Negativkontrolle (No Ab) uliCUT&RUN über zuvor veröffentlichte CTCF ChIP-seq-Standorte (GSE11724). Das Bild wird mit freundlicher Genehmigung von Hainer et al.23 reproduziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Tabelle 1: Zusammensetzung der verschiedenen in diesem Protokoll verwendeten Puffer. Die Menge der benötigten Stammlösung wird mit der Endkonzentration in Klammern angegeben. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

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Discussion

CUT&RUN ist ein effektives Protokoll zur Bestimmung der Proteinlokalisation auf Chromatin. Es hat viele Vorteile im Vergleich zu anderen Protokollen, einschließlich: 1) hohes Signal-Rausch-Verhältnis, 2) schnelles Protokoll und 3) niedrige Sequenzierungsleseabdeckung erforderlich, was zu Kosteneinsparungen führt. Die Verwendung von Protein A- oder Protein A/G-MNase ermöglicht die Anwendung von CUT&RUN mit jedem verfügbaren Antikörper; Daher hat es das Potenzial, viele Proteine schnell und einfach zu profilieren. Die Anpassung an Einzelzellen für jede Proteinprofilierung auf Chromatin war jedoch schwierig, insbesondere im Vergleich zur Einzelzell-Transkriptomik (dh scRNA-seq), da die Kopienzahl der DNA im Verhältnis zur RNA (zwei bis vier Kopien der DNA im Vergleich zu möglichen Tausenden von RNA-Kopien) gering ist.

In dem oben beschriebenen Protokoll sollten mehrere kritische Schritte berücksichtigt werden. Erstens hängt die geeignete Sortierung der Zellen vom Zell- (oder Gewebe-) Typ ab, und es sollte auf eine genaue Sortierung geachtet werden. Es wird empfohlen, vor jedem Experiment zu testen, wie effektiv die Einzelzellsortierung mit dem Instrument ist. Zweitens ist eine effektive Antikörperwahl unerlässlich. Bevor Sie mit einer Einzelzellanwendung fortfahren, wird empfohlen, den Antikörper in einem Experiment mit hoher Zellzahl zu testen (sowie in anderen Standard-Antikörpertests, z. B. Bestätigung der Spezifität mit Western Blot nach dem Knockdown, Titration des Antikörpers in CUT & RUN-Experimenten usw.). Drittens, verwenden Sie eine Negativkontrolle, wie IgG oder keinen primären Antikörper, da ein angemessener Vergleich mit den experimentellen Proben für die Interpretation der Datenqualität und der biologischen Ergebnisse unerlässlich ist. Beim Vergleich von Einzelzell-Versuchsergebnissen mit einem Datensatz mit hoher Zellzahl sollten die Negativkontroll-Einzelzellexperimente eine geringere Leseabdeckung über die im Hochzellexperiment identifizierten Bindungsstellen aufweisen und eher eine zufällige Verteilung der Lesevorgänge über das Genom aufweisen (mit einer Verzerrung für offene Chromatinregionen). Viertens sollte bei der Zugabe und Aktivierung der Protein-A- oder Protein-A/G-MNase darauf geachtet werden, dass das Chromatin nicht überverdaut wird: Überhitzen Sie die Proben nicht mit den Händen, halten Sie die Proben in einer Eis-/Wasserbadtemperatur (0 °C) und chelieren Sie die Reaktion zum geeigneten Zeitpunkt. Fünftens sollte während des gesamten uliCUT&RUN-Experiments und der Bibliotheksvorbereitung aufgrund des geringen Materials Vorsicht walten gelassen werden. Zum Beispiel ist eine längere Inkubation auf dem Magnetgestell während der Perlenbindung, um sicherzustellen, dass der Überstand geklärt ist, und darauf zu achten, dass die Perlen beim Entfernen des Überstands nicht gestört werden, für eine ausreichende Ausbeute unerlässlich. Sechstens ist je nach den behandelten Fragen die Anzahl der durchgeführten Einzelzellexperimente eine wichtige Überlegung. Einige der Einzelzellexperimente werden fehlschlagen (wie bei allen Experimenten mit niedrigem Input), und daher sollte die Anzahl der positiven experimentellen Ergebnisse, die für eine angemessene Interpretation erforderlich sind, vor Beginn des Experiments berücksichtigt werden. Die Anzahl der in das Experiment einzubeziehenden Zellen hängt von der Menge der vom Prüfarzt benötigten experimentellen Daten und der Qualität des Antikörpers ab. Abschließend sei darauf hingewiesen, dass mit einem geringeren Umfang vieler Aspekte dieses Protokolls gleichwertige Ergebnisse erzielt werden könnten. Zu den Schritten, bei denen das Volumen um 50% reduziert wurde, gehören das Volumen des NE-Puffers, des Waschpuffers, des primären Antikörpergemischs (einschließlich der Menge an primärem Antikörper), des pA-MNase-Gemisches (einschließlich der Menge an pA-MNase) und aller Schritte in der Bibliotheksvorbereitung.

Basierend auf der komplizierten Natur der Faktorprofilierung von Chromatin gibt es viele potenzielle Quellen von Problemen und Stellen, an denen eine Fehlerbehebung erforderlich werden kann. Während es viele Schritte geben kann, bei denen Probleme auftreten können, wurden drei Hauptprobleme beobachtet: 1) geringe DNA-Ausbeute für die Eingabe in den Bibliotheksaufbau; 2) hohes Hintergrundsignal in experimentellen Proben und 3) geringe Ausbeute nach Bibliotheksaufbau. Wenn die DNA für die Bibliotheksvorbereitung und -sequenzierung nicht ausreicht (Punkt 1), beachten Sie die folgenden Ratschläge zur Fehlerbehebung: a) es kann zu einer unvollständigen Membranlyse gekommen sein und daher kann die Lysezeit mit NE-Puffer erhöht werden; b) es kann eine ineffiziente Bindung des Kerns an die konjugierten paramagnetischen Mikrosphären gegeben haben, und dies könnte durch geeignete Durchmischung bei Zugabe dieser Kügelchen behoben werden; c) es wurde möglicherweise zu wenig Antikörper hinzugefügt, und daher wird empfohlen, eine Titration von Antikörpern durchzuführen, um die effektivste Menge zu identifizieren; d) die Inkubationszeiten entweder mit dem primären Antikörper oder der Protein-A- oder Protein-A/G-MNase entweder zu kurz (d.h. nicht genügend Zeit, um eine Bindung zu ermöglichen) oder zu lang (dies sind native, nicht vernetzte Proben) und könnten optimiert werden; e) Die Interaktion des Zielproteins mit Chromatin könnte zu vorübergehend sein, um sie unter nativen Bedingungen einzufangen, und daher könnte eine Vernetzung von CUT&RUN durchgeführt werden28. Während Einzelzelldatensätze einen hohen Hintergrund ergeben, kann es einen übermäßig hohen Hintergrund geben, bei dem das Signal aus dem Hintergrund schwer zu interpretieren ist (Punkt 2). Beachten Sie für dieses Problem die folgenden Ratschläge: a) der blockierende Schritt mit EDTA zur Verhinderung der präventiven MNase-Verdauung könnte erhöht oder optimiert werden; b) wenn es zu einem übermäßigen Schneiden kommt, könnte dies auf zu viel Protein A- oder Protein A/G-MNase zurückzuführen sein, und daher kann eine Titration geeigneter Mengen durchgeführt werden; c) Überverdauung durch MNase könnte zu dem hohen Hintergrund führen, und daher sollte die geeignete Vermischung von Calciumchlorid bei Zugabe und Optimierung für die MNase-Verdauungszeit bewertet werden. Schließlich kann effiziente uliCUT&RUN-angereicherte DNA gefunden worden sein, aber eine geringe Menge an Bibliothek kann wiederhergestellt werden (Punkt 3). Für dieses Problem wird Folgendes empfohlen: a) angemessene Handhabung und Verwendung von Polystyrol-Magnetit-Perlen, um die korrekte Reinigung und keinen DNA-Verlust zu gewährleisten; Insbesondere wird empfohlen, 15 Minuten Inkubationen und mindestens 5 Minuten zu haben, um Perlen zu magnetisieren, um Verluste zu vermeiden; b) Eine Unterverstärkung der Bibliothek im PCR-Stadium würde zu einer geringen Ausbeute führen und daher sollten die geeigneten Zyklen mittels qPCR bestimmt werden (wie zuvor für ATAC-seq-Bibliotheken29 festgelegt).

Wie bei allen Technologien gibt es auch bei uliCUT&RUN Einschränkungen, die vor Beginn eines Experiments berücksichtigt werden sollten. Erstens sind diese Experimente für native Bedingungen konzipiert und optimiert, und wenn ein Protein nur vorübergehend mit Chromatin interagiert, kann daher ein Vernetzungsansatz erforderlich sein, um die Wiederherstellung der Wechselwirkung sicherzustellen. Zweitens ist wie bei allen Antikörper-basierten Techniken die Qualität des Antikörpers wichtig. Es sollte darauf geachtet werden, dass die Qualität und Konsistenz des Antikörpers vor der Durchführung von Experimenten sichergestellt wird. Drittens kann MNase-Hintergrundschneiden auftreten, und während es in CUT & RUN im Vergleich zu anderen Experimenten ein konstant niedrigeres Hintergrundsignal gibt, kann das Hintergrundsignal in Einzelzellexperimenten hoch sein, und daher sollten geeignete Kontrollen und Analysen durchgeführt werden. Während die binäre Natur von Einzelzellprofilierungsdaten die Visualisierung einschränkt, können fortschrittlichere computergestützte genomische Technologien wie Dimensionsreduktion und andere durchgeführt werden (wie zuvor beschrieben27). Schließlich, während die Einzelzellprofilierung hier auf das 96-Well-Format erweitert wurde, ist dies ein geringer Durchsatz im Vergleich zu anderen Einzelzelltechnologien, die 10xGenomics oder andere Formate verwenden.

Tethering-basierte Profiling-Technologien wie ChEC-seq20, CUT&Tag24, CUT&RUN 21 und uliCUT&RUN23 können die Faktorlokalisierung von Chromatin mit einer schnelleren experimentellen Zeitleiste, einem niedrigeren Hintergrund und niedrigeren Kosten als herkömmliche Profiling-Technologien wie ChIP-seq bestimmen. Daher handelt es sich um sehr spannende Technologien für die Anwendung auf kostbare Proben wie Patientenproben oder frühe Entwicklungsproben. Darüber hinaus kann die Anwendung auf einzelne Zellen ergänzende Studien liefern, die mit anderen Einzelzellexperimenten wie scRNA-seq und scATAC-seq30 durchgeführt werden. Wie mit diesen breiter genutzten Einzelzelltechnologien beschrieben, können neue Erkenntnisse in Bezug auf Massenzellexperimente gewonnen werden. Es wird erwartet, dass die einzellige Proteinprofilierung von Chromatin regelmäßiger eingesetzt wird, da sich die Technologien weiter verbessern und eine stärkere Parallelisierung ermöglichen.

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Disclosures

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen im Zusammenhang mit diesem Projekt.

Acknowledgments

Wir danken den Mitgliedern des Hainer Lab für die Lektüre und Kommentare zu einer früheren Version dieses Manuskripts. Dieses Projekt verwendete den NextSeq500, der am Health Sciences Sequencing Core der University of Pittsburgh am UPMC Children's Hospital of Pittsburgh für die Sequenzierung verfügbar ist, mit besonderem Dank an seinen Direktor, William MacDonald. Diese Forschung wurde zum Teil vom University of Pittsburgh Center for Research Computing durch die bereitgestellten Computerressourcen unterstützt. Diese Arbeit wurde durch die National Institutes of Health Grant Nummer R35GM133732 (zu S.J.H.) unterstützt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 mL clear microfuge tubes ThermoFisher Scientific 90410
1.5 mL tube magnetic rack ThermoFisher Scientific 12321D
1.5 mL tube-compatible cold centrifuge Eppendorf 5404000537
10 cm sterile tissue culture plates ThermoFisher Scientific 150464
10X T4 DNA Ligase buffer New England Biolabs B0202S
15 mL conical tubes VWR 89039-656
1X TE buffer ThermoFisher Scientific 12090015
200 µL PCR tubes Eppendorf 951010022
2X quick ligase buffer New England Biolabs M2200 Ligase Buffer
5X KAPA HiFi buffer Roche 7958889001 5X high fidelity PCR buffer
7-Amino-Actinomycin D (7-AAD) Fisher Scientific BDB559925
96-well magnetic rack ThermoFisher Scientific 12027 or 12331D
96-well plate VWR 82006-636
AMPure XP beads Beckman Coulter A63881 polystyrene-magnetite beads; Due to potential variability between AMPure XP bead lots, it is recommended that your AMPure bead solution be calibrated. See manufacturer’s instructions
Antibody to protein of interest varies
ATP ThermoFisher Scientific R0441
BioMag Plus Concanavalin A beads Polysciences 86057-10 ConA-conjugated paramagnetic microspheres
BSA
Calcium Chloride (CaCl2) Fisher Scientific AAJ62905AP
Cell sorter BD FACSAria II cell sorter Requires training
Cell-specific media for cell culture Varies
Chloroform ThermoFisher Scientific C298-500 Chloroform is a skin irritant and harmful if swallowed; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Computer with 64-bit processer and access to a super computing cluster For computational analyses of resulting sequencing datasets
DNA spin columns Epoch Life Sciences 1920-250
dNTP set New England Biolabs N0446S
EGTA Sigma Aldrich E3889
Electrophoresis equipment varies
Ethanol Fisher Scientific 22032601 100% vol/vol ethanol is highly flammable; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Ethylenediaminetetraacetic acid  (EDTA) Fisher Scientific BP2482100
FBS Sigma Aldrich F2442
Glycerol Fisher Scientific BP229-1
Glycogen VWR 97063-256
HEPES Fisher Scientific BP310-500
Heterologous S. cerevisiae DNA spike-in homemade Prepared from crosslinked, MNase-digested, and agarose gel extracted genomic DNA purified of protein/RNA and diluted to 10 ng/mL. We recommend yeast genomic DNA, but other organisms can be used if needed.
Hydrochloric Acid  (HCl) Fisher Scientific A144-212 Hydrochloric Acid is very corrosive; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Ice Bucket varies
Illumina Sequencing platform (e.g., NextSeq500) Illumina
Incubator with temperature and atmosphere control ThermoFisher Scientific 51030284
KAPA HotStart HiFi DNA Polymerase with 5X KAPA HiFi buffer Roche 7958889001 hotstart high fidelity polymerase
Laminar flow hood Bakery Company SG404
Manganese Chloride (MnCl2) Sigma Aldrich 244589
Micropipette set Rainin 30386597
Minifuge Benchmark Scientific C1012
NEB Adaptor New England Biolabs E6612AVIAL Adaptor
NEB Universal primer New England Biolabs E6611AVIAL Universal Primer
NEBNext Multiplex Oligos for Illumina kit New England Biolabs E7335S/L, E7500S/L, E7710S/L, E7730S/L Indexed Primers
Negative control antibody Antibodies-Online ABIN101961
Nuclease Free water New England Biolabs B1500S
PCR thermocycler Eppendorf 2231000666
Phase lock tubes Qiagen 129046
Phenol/Chloroform/Isoamyl Alcohol (PCI) ThermoFisher Scientific 15593049 Phenol is harmful if swallowed or upon skin contact; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Phsophate buffered saline (PBS) ThermoFisher Scientific 10814010
Pipette aid Drummond Scientific # 4-000-100
Polyethylene glycol (PEG) 4000 VWR A16151
Potassium Chloride (KCl) Sigma Aldrich P3911
Potassium Hydroxide (KOH) Fisher Scientific P250-1 CAUTION KOH is an eye/skin irritant as a solid and corrosive in solution. Handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Protease Inhibitors ThermoFisher Scientific 78430
ProteinA/G-MNase Epicypher 15-1016 pA/G-MNase
ProteinA-MNase, purified from pK19pA-MN Addgene 86973
Proteinase K New England Biolabs P8107S
Qubit 1X dsDNA HS Assay Kit ThermoFisher Scientific Q33230
Qubit Assay tubes ThermoFisher Scientific Q32856
Qubit Fluorometer ThermoFisher Scientific Q33238
Quick Ligase with 2X Quick Ligase buffer New England Biolabs M2200S
RNase A New England Biolabs T3010
Sodium Acetate  (NaOAc) ThermoFisher Scientific BP333-500
Sodium Chloride (NaCl) Sigma Aldrich S5150-1L
Sodium dodecyl sulfate (SDS) ThermoFisher Scientific BP166-500 SDS is poisonous if inhaled; handle with care in well ventilated spaces using gloves, eye protection, and an N95-grade respirator when handling
Sodium Hydroxide (NaOH) Fisher Scientific S318-1 NaOH is an eye/skin irritant as a solid and corrosive in solution. Handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Spermidine Sigma Aldrich S2626
Standard Inverted Light Microscope Leica 11526213
Standard lab agarose gel materials Varies
Standard lab materials such as serological pipettes and pipette tips Varies
T4 DNA Ligase New England Biolabs M0202S
T4 DNA Polymerase New England Biolabs M0203S
T4 PNK New England Biolabs M0201S
Tabletop vortexer Fisher Scientific 2215414
Taq DNA Polymerase New England Biolabs M0273S
Thermomixer Eppendorf 5384000020 Alternatively, can use a waterbath
Tris base Fisher Scientific BP152-5
Triton X-100 Sigma Aldrich 9002-93-1 Triton X-100 is hazardous; use a lab coat, gloves, and goggles when handling
Trypsin Fisher Scientific MT25052
Tube rotator VWR 10136084
USER enzyme New England Biolabs M5505S

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References

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Biologie Ausgabe 180
Einzelzellfaktorlokalisierung auf Chromatin unter Verwendung von Ultra-Low Input Cleavage Under Targets und Freisetzung mit Nuclease
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Lardo, S. M., Hainer, S. J. Single-Cell Factor Localization on Chromatin using Ultra-Low Input Cleavage Under Targets and Release using Nuclease. J. Vis. Exp. (180), e63536, doi:10.3791/63536 (2022).

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