Summary
Протокол показывает метод изучения пространственной корреляции между пресинаптическими терминалами, постсинаптическими рецепторами и перисинаптическими шванновскими клетками в медиальной икроножной мышце крыс с использованием флуоресцентной иммуногистохимии с различными биомаркерами, а именно нейрофиламентом 200, везикулярным транспортером ацетилхолина, альфа-бунгаротоксином и S100.
Abstract
Нервно-мышечное соединение (NMJ) представляет собой сложную структуру, служащую для передачи сигнала от двигательного нейрона к скелетной мышце, и состоит из трех основных гистологических компонентов: пресинаптических моторных аксонных терминалов, постсинаптических никотиновых ацетилхолиновых рецепторов (AchRs) и перисинаптических шванновских клеток (PSC). Чтобы продемонстрировать морфологические характеристики NMJ, медиальную икроножную мышцу крысы выбирали в качестве ткани-мишени и исследовали с использованием множественного флуоресцентного окрашивания различными видами биомаркеров, включая нейрофиламент 200 (NF200) и везикулярный транспортер ацетилхолина (VAChT) для двигательных нервных волокон и их пресинаптических терминалей, альфа-бунгаротоксин (α-BTX) для постсинаптических никотиновых AchRs, и S100 для ЦОНов. В этом исследовании окрашивание проводилось в двух группах: в первой группе образцы окрашивали NF200, VAChT и α-BTX, а во второй группе образцы окрашивали NF200, α-BTX и S100. Было показано, что оба протокола могут эффективно продемонстрировать детальную структуру NMJ. С помощью конфокального микроскопа были просмотрены морфологические характеристики пресинаптических терминалей, постсинаптических рецепторов и PSC, а их изображения Z-стеков были реконструированы в трехмерном виде для дальнейшего анализа пространственной корреляции между различными маркировками. С точки зрения методологии, эти протоколы обеспечивают ценный справочник для исследования морфологических характеристик NMJ в физиологических условиях, которые также могут быть подходящими для оценки патологического изменения NMJ, такого как повреждение периферических нервов и регенерация.
Introduction
В качестве трех основных структурных компонентов нервно-мышечного соединения (NMJ)1,2,3,4 широко исследованы морфологические аспекты пресинаптических моторных терминалей аксонов, постсинаптическая мембрана, содержащая никотиновые ацетилхолиновые рецепторы (AchRs), и перисинаптические шванновские клетки (PSC). Тонкие срезы и цельные образцы скелетных мышц были исследованы с помощью различных гистологических методов, таких как электронная микроскопия 5,6, конфокальная микроскопия 7,8 и микроскопия светового листа 9,10. Хотя морфологические характеристики NMJ были продемонстрированы этими методами с разных сторон, для сравнения, конфокальная микроскопия по-прежнему является идеальным выбором для визуализации подробной морфологии NMJ.
В последнее время было разработано много новых технологий для демонстрации структурных компонентов NMJ. Например, трансгенные флуоресцентные мыши thy1-YFP были непосредственно использованы для наблюдения моторных аксонов и концевых пластин двигателя in vivo и in vitro10,11. Кроме того, внутривенная инъекция флуоресцентных α-BTX была применена для выявления пространственного распределения моторных концевых пластин в цельномонтных скелетных мышцах диких и трансгенных флуоресцентных мышей с использованием оптического очистителя тканей для обследования с помощью микроскопии светового листа 9,12. Однако, помимо пре- и постсинаптических элементов, которые могут быть просмотрены этими передовыми методами, PSC не могут быть продемонстрированы одновременно.
Накопленные данные свидетельствуют о том, что PSC, как периферические глиальные клетки, тесно связаны с пресинаптическими терминалями, способствующими развитию и стабильности NMJ, модуляции синаптической активности NMJ в физиологическом состоянии и регенерации NMJ после повреждения нерва 13,14,15 . Учитывая клеточную архитектуру NMJ, этот протокол является подходящим кандидатом для одновременной маркировки PSC, пре- и постсинаптических элементов и потенциально используется для оценки целостности и пластичности NMJ в нормальных и патологических условиях. Например, сравните интенсивность НМЮ, морфологию и объем постсинаптических двигательных концевых пластин, иннервацию и денервацию НМЮ, а также количество ПСК в мышцах физиологического и патологического статуса.
Икроножная мышца является самой большой мышцей, образующей выпуклость в икре, которая легко рассекается путем удаления кожи и мышцы бицепса бедра из конечности. Мышца часто выбирается для оценки мышечной атрофии, нервно-мышечной дегенерации, мышечной производительности и силы двигательной единицы ex vivo или in vivo 16,17,18. Тем не менее, методика также подходит для выявления морфологических характеристик NMJ из различных скелетных мышц. В то же время толстые мышечные участки могут выявить более полную морфологию и количество NMJ по сравнению с тонкими срезами 7,8 и дразнящими мышечными волокнами19.
В соответствии с этими исследованиями медиальная икроножная мышца крысы была выбрана в качестве ткани-мишени в этом исследовании и была разрезана на толщину 80 мкм для многократного флуоресцентного окрашивания различными видами биомаркеров в соответствии со структурными компонентами NMJ. Здесь нейрофиламент 200 (NF200)20,21, везикулярный транспортер ацетилхолина (VAChT)22, альфа-бунгаротоксин (α-BTX)23,24 и S10025,26 использовались для маркировки нервных волокон, пресинаптических окончаний, постсинаптических АхР и PSC соответственно. Кроме того, фон мышечной ткани и клеточных ядер был дополнительно уравновешен фаллоидином и DAPI.
В этом исследовании мы ожидаем разработать усовершенствованный протокол одновременного окрашивания клеточной архитектуры NMJ соответствующими биомаркерами на более толстых фиксированных образцах, что более удобно для использования в конфокальной микроскопии и помогает получить гораздо больше информации о детальной структуре PSC, пре- и постсинаптических элементах, а также их пространственной корреляции друг с другом. С точки зрения методологии, этот протокол может быть полезен для оценки морфологических характеристик NMJ при нормальных и патологических состояниях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Данное исследование было одобрено Комитетом по этике Института иглоукалывания и прижигания Китайской академии китайских медицинских наук (одобрение No 2021-04-15-1). Все процедуры проводились в соответствии с Руководством национальных институтов здравоохранения по уходу за лабораторными животными и их использованию (National Academy Press, Washington, D.C., 1996). Использовались три взрослых самца крыс (Sprague-Dawley, вес 230 ± 15 г). Крысы были размещены в 12-часовом цикле света / темноты с контролируемой температурой и влажностью и со свободным доступом к пище и воде. Инструменты и материалы для этого исследования показаны на рисунке 1.
1. Перфузия
- Вводят 250 мг/кг раствора трибромэтанола внутрибрюшинно, чтобы вызвать эвтаназию крыс.
- Как только дыхание остановится, откройте грудную полость для доступа к сердцу с помощью ножниц и щипцов. Вставьте внутривенный катетер из левого сердечного желудочка в сторону аорты, а затем разрезайте правую ушную раковину.
- Перфьюируйте подопытных крыс в капюшоне. Начните с перфузии 100 мл 0,9% нормального физиологического раствора до тех пор, пока кровь, выходящая из правой ушной раковины, не станет чистой, затем продолжайте перфузию 250-300 мл 4% параформальдегида в 0,1 М фосфатного буфера (ПБ, рН 7,4) в течение примерно 10 мин, пока хвост не будет трудно согнуть.
2. Региональная анатомия
- После перфузии удаляют кожу двусторонней задней конечности с помощью хирургического лезвия (рисунок 2А) и обнажают двусторонний седалищный нерв и медиальную икроножную мышцу (рисунок 2В).
- Тщательно рассекните двустороннюю медиальную икроножную мышцу от задней конечности с помощью лопасти (рисунок 2С) и постфиксируйте всю мышцу в 10 мл 4% параформальдегида в 0,1 М ПБ в течение 2 ч.
- Извлекают мышцу из раствора и криопротегируют мышцу в 10 мл 25% сахарозы в 0,1 М ПБ в течение 1 дня при 4 °С до полного погружения мышцы в раствор.
3. Криосечение мышц
- Как только мышечная ткань погружена в раствор, зафиксируйте ее на стадии замораживания скользящей микротомовой системы с использованием замороженной среды сечения. Разрезайте мышцу горизонтально вдоль длинной оси мышцы толщиной 80 мкм.
- Поместите семь криосекреций на скважину упорядоченным образом в шестилуночную культуральную пластину с 10 мл 0,1 М ПБ (рН 7,4) с помощью щетки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Секции расположены таким образом, чтобы секции в разных скважинах были смежными, что делает секции, используемые для разных пятен, более последовательными.
4. Множественное флуоресцентное окрашивание с NF200, VAChT, α-BTX и Pha
ПРИМЕЧАНИЕ: Множественное флуоресцентное окрашивание с помощью NF200, VAChT, α-BTX и Pha было применено для выявления нервных волокон, пресинаптических окончаний, постсинаптических никотиновых ацетилхолиновых рецепторов и мышечных волокон соответственно.
- Инкубировать четыре секции на лунку с 1,5 мл 0,1 М ПБ, содержащей 75 мкл 10% тритона X-100 (0,5%) и 45 мкл нормальной ослиной сыворотки (3%), на орбитальном шейкере при 20 об/мин в течение 30 мин.
- Переложить срезы в 1,5 мл смешанного раствора первичных антител, содержащих кролика анти-NF200 (1:1000), козий анти-ВАХТ (1:500) в 0,1 М ПБ (рН 7,4) с 1% нормальной ослиной сывороткой и 0,5% Тритоном Х-100, и инкубировать в течение ночи при 4 °С. На следующий день промывайте секции 3x в течение 5 мин каждая в 0,1 М ПБ (рН 7,4) на орбитальном шейкере при 20 об/мин.
- Инкубируют срезы в 1,5 мл смешанного раствора вторичных антител, содержащих ослиный антизаябличий AF488 (1:500) и ослиный антикозеляный AF546 (1:500), а также биомаркеры α-BTX, AF647 (1:500) и фаллоидин 350 (1:500) в 0,1 М ПБ (рН 7,4), содержащие 1% нормальной ослиной сыворотки и 0,5% тритона Х-100 в течение 1 ч при комнатной температуре. Защита от света.
- После промывки 3x в течение 5 мин каждая в 0,1 М ПБ (рН 7,4) установите секции на предметные стекла микроскопа. Нанесите покровное стекло на секции, используя 50% глицерина в дистиллированной воде для наблюдения.
5. Многократное флуоресцентное окрашивание с NF200, S100, α-BTX и DAPI
ПРИМЕЧАНИЕ: Процедуры аналогичны процедурам, описанным на этапе 4; основное различие заключается в том, что первичные антитела и соответствующие им вторичные антитела.
- Используйте следующие первичные антитела: куриный анти-NF200 (1:6,000), кролик анти-S100 (1:2,500) на шаге 4.2 и соответствующие им вторичные антитела: ослиный анти-курица AF488 (1:500) и ослик против кролика AF546 (1:500), а также биомаркеры α-BTX AF647 (1:500) и DAPI (1:50000) на шаге 4.3.
6. Наблюдение и анализ
- Наблюдайте за образцом и делайте снимки с помощью конфокальной системы визуализации, оснащенной следующими объективами: 20-кратный объектив с NA 0,75 и 40-кратный объектив с NA 0,95.
- Используйте длины волн возбуждения и излучения 350 нм (Pha), 488 нм (NF200), 546 нм (VAChT и S100), 647 нм (α-BTX) или DAPI, соответствующие множественному флуоресцентному окрашиванию. Установите разрешение захвата изображения равным 640 x 640 пикселей.
ПРИМЕЧАНИЕ: Разрешение 640 x 640 пикселей выбрано потому, что изображения были сняты в Z-стеках. Разрешение 1024 x 1024 пикселей приводит к медленному изображению и фотоотбеливанию в Z-стеках. - Установите начальную фокальную плоскость и конечную фокальную плоскость. Установите размер шага равным 1 мкм или 2 мкм. Выберите шаблон глубины, захват изображения и серию Z.
- Для изображений с меньшим увеличением, сделанных в 20 раз, захватите 40 изображений (Z-стеков) с шагом 2 мкм с каждого участка толщиной 80 мкм с помощью точечного отверстия 105 мкм. Выберите режим проекции/топографии и интенсивность проекции по оси Z, чтобы интегрировать все изображения в один фокус.
- Для изображений с более высоким увеличением, сделанных в 40 раз, захватывайте 80 изображений (Z-стеки) с шагом 1 мкм с каждого участка толщиной 80 мкм с зумом, установленным на 2, и точечным отверстием 105 мкм. Интегрируйте все изображения в один фокус.
- Реконструируйте изображения в трехмерном шаблоне с помощью системы обработки изображений, как описано ранее в27.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
После многократного флуоресцентного окрашивания соответствующая маркировка была упорядоченно продемонстрирована на участках медиальной икроножной мышцы крыс толщиной 80 мкм с NF200-положительными нервными волокнами, VAChT-положительными пресинаптическими терминалями, α-BTX-положительным постсинаптическими AchRs, S100-положительными PSC, фаллоидин-положительными мышечными волокнами и daPI-мечеными клеточными ядрами (Рисунок 3 и Рисунок 4).
Было показано, что NF200-положительные нервные волокна работали в пучке и выдавали ветви к VAChT-положительным пресинаптическим терминалям, которые образовывали зеркальную связь с α-BTX-положительным постсинаптическими AchRs (рисунок 3). Кроме того, S100-положительные PSC были обнаружены вокруг NF200-положительных нервных волокон вблизи пресинаптических терминалей (рисунок 4).
Используя преимущества реконструкции изображения, пространственная корреляция нервных волокон, пресинаптических окончаний, PSC и постсинаптических AchRs была дополнительно продемонстрирована в трехмерном рисунке, показывающем подробные морфологические характеристики NMJ с разных точек зрения (рисунок 3C, C1 и рисунок 4C, C1).
Рисунок 1. Изображения различных шагов протокола. (А) Перфузируйте крысу в капюшоне. (B) Рассечение медиальной икроножной мышцы крысы. (C) Разрезать мышечную ткань на стадии замораживания скользящей микротомовой системы. (D) Аккуратно соберите срезы тканей в блюде из шести лунок. (E) Флуоресцентное окрашивание на шейкере. (F) Установите секции на предметные стекла микроскопа. (G) Нанесите обложки на участки, содержащие 50% глицерина. (H) Наблюдение за образцами с помощью конфокальной системы визуализации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2. Процедура регионарной анатомии для рассечения медиальной икроножной мышцы крысы. (А) Внешний вид мышц задней конечности крысы. (B) Внутренний вид медиальной икроножной мышцы и ее иннервации. (C) Рассечение медиальной икроножной мышцы крысы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3. Пространственная корреляция нервных волокон, пресинаптических окончаний, постсинаптических никотиновых ацетилхолиновых рецепторов и мышечных волокон на медиальной икроножной мышце крысы. (A) Репрезентативное изображение медиальной икроножной мышцы крысы, показывающее множественное флуоресцентное окрашивание нейрофиламентом 200 (NF200), везикулярным транспортером ацетилхолина (VAChT), альфа-бунгаротоксином (α-BTX) и фаллоидином (Pha). (B) Увеличенное изображение с панели А (наконечник стрелки), на котором подробно показаны различные маркировки. B1-B4: панель B показана отдельно с NF200 (B1), VAChT (B2), α-BTX (B3) и Pha (B4). (C) Скорректированные изображения с панели B с рамкой, показывающей вид спереди 3D-рисунка в (C) и вид сзади в (C1). Та же шкала для B1-B4, что и в B. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4. Пространственная корреляция нервных волокон, перисинаптических шванновских клеток, постсинаптических никотиновых ацетилхолиновых рецепторов и клеточных ядер на медиальной икроножной мышце крысы. (A) Репрезентативное изображение медиальной икроножной мышцы крысы, показывающее множественное флуоресцентное окрашивание нейрофиламентом 200 (NF200), клеточным маркером Шванна (S100), альфа-бунгаротоксином (α-BTX) и маркером клеточного ядра 4',6-диамидино-2-фенилиндолдигидрохлорид (DAPI). (B) Увеличенное изображение с панели А (наконечник стрелки), на котором подробно показаны различные маркировки. B1-B4: показать панель B отдельно с NF200 (B1), S100 (B2), α-BTX (B3) и DAPI (B4). (C) Скорректированные изображения с панели B с рамкой в 3D-шаблоне в (C) и видом без маркировки S100 в (C1). Та же шкала для B1-B4, что и в B. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Описаны технические детали, необходимые для успешного многократного окрашивания мышечных срезов и использования флуоресцентной иммуногистохимии для выявления морфологических характеристик NMJ на толстых участках медиальной икроножной мышцы крысы. Используя этот подход, мелкие детали и пространственная корреляция PSC и пре- и постсинаптических элементов могут быть проанализированы и оценены с помощью конфокальной микроскопии и далее реконструированы в трехмерной схеме. Здесь были использованы различные виды биомаркеров для выявления морфологических характеристик NMJ, в которых NF200 высоко экспрессируется на миелинизированных аксонах20,21, VAChT накапливается на пресинаптических терминалах22, α-BTX проявляется на постсинаптических AchRs23,24, а S100 показан на PSC25,26 . Объединение наших результатов и результатов предыдущих исследований показывает, что эти биомаркеры могут свободно комбинироваться для маркировки структурных элементов NMJ в соответствии с экспериментальным дизайном для оценки их пространственного отношения друг к другу 1,28,29.
Чтобы получить идеальную визуализацию с помощью этого метода, время после исправления является важной проблемой, на которую следует обратить внимание, потому что чрезмерная фиксация может привести к высокому фону. Поэтому рекомендуется, чтобы время после исправления не превышало 2 ч в решении fix. Кроме того, чтобы наблюдать больше NMJ в мышечных отделах, критически важно разрезать мышцу горизонтально вдоль длинной оси толщиной 80 мкм, что может всесторонне продемонстрировать пространственную корреляцию пресинаптических терминалей, постсинаптических AchRs и PSC в NMJ. Здесь следует подчеркнуть, что скользящий микротом является удобным средством для нарезки мышечной ткани. Точно так же криостат и вибратом также могут быть использованы для получения толстых участков.
Таким образом, морфологические характеристики NMJ были широко изучены от двумерных гистологических срезов до трехмерных цельномонтных тканей с использованием различных методов. Учитывая трудоемкие и трудоемкие процедуры тканей для обследования с помощью электронной микроскопии и световой микроскопии, множественное флуоресцентное окрашивание на более толстом участке ткани по-прежнему является удобным подходом для эффективного изучения стереологической архитектуры NMJ с использованием конфокальной микроскопии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Acknowledgments
Это исследование финансировалось Инновационным фондом CACMS (No. CI2021A03407), Национальный фонд естественных наук Китая (No 82004299) и Фонды фундаментальных исследований для Центральных научно-исследовательских институтов общественного благосостояния (No. ZZ13-YQ-068; ZZ14-YQ-032; ZZ14-YQ-034; ZZ201914001; ZZ202017006; ZZ202017015).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4',6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride | ThermoFisher | D3571 | |
| Confocal laser scanning microscope | Olympus | FV1200 | |
| Donkey anti-chicken AF488 | Jackson | 149973 (703-545-155) | |
| Donkey anti-goat AF546 | ThermoFisher | A11056 | |
| Donkey anti-rabbit AF488 | ThermoFisher | A21206 | |
| Donkey anti-rabbit AF546 | ThermoFisher | A10040 | |
| Frozen Section Medium | ThermoFisher | Neg-50 | Colorless |
| Microscope cover glass | Citotest | 10212450C | |
| Microtome | Yamato | REM-710 | |
| Neurofilament 200 | Sigma-Aldrich | N4142 | Rabbit |
| Neurofilament 200 | Abcam | ab4680 | Chicken |
| Normal donkey serum | Jackson ImmunoResearch Laboratories | 017-000-12 | 10 ml |
| Normal saline | Shandong Hualu Pharmaceutical Co.Ltd | H37022750 | 250 ml |
| Paraformaldehyde | Macklin | P804536 | 500g |
| Phalloidin AF350 | ThermoFisher | A22281 | |
| Precision peristaltic pump | Longer | BT100-2J | |
| S100-β | Abcam | ab52642 | Rabbit |
| Sodium phosphate dbasic dodecahydrate | Macklin | S818118 | 500g |
| Sodium phosphate monobasic dihydrate | Macklin | S817463 | 500g |
| Sucrose | Macklin | S818046 | 500g |
| Superfrost plus microscope slides | ThermoFisher | 4951PLUS-001E | |
| Triton X-100 | Solarbio Life Sciences | 9002-93-1 | 100 ml |
| Vesicular Acetylcholine Transporter | Milipore | ANB100 | Goat |
| α-bungarotoxin AF647 conjugate | ThermoFisher | B35450 |
References
- Kawabuchi, M., et al. The spatiotemporal relationship among Schwann cells, axons and postsynaptic acetylcholine receptor regions during muscle reinnervation in aged rats. TheAnatomical Record. 264 (2), 183-202 (2001).
- Nishimune, H., Shigemoto, K. Practical anatomy of the neuromuscular junction in health and disease. Neurologic Clinics. 36 (2), 231-240 (2018).
- Guarino, S. R., Canciani, A., Forneris, F. Dissecting the extracellular complexity of neuromuscular junction organizers. Frontiers in Molecular Biosciences. 6, 156 (2020).
- Cruz, P. M. R., Cossins, J., Beeson, D., Vincent, A. The neuromuscular junction in health and disease: molecular mechanisms governing synaptic formation and homeostasis. Frontiers in Molecular Neuroscience. 13, 610964 (2020).
- Matthews-Bellinger, J., Salpeter, M. Fine structural distribution of acetylcholine receptors at developing mouse neuromuscular junctions. The Journal of Neuroscienc : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 3 (3), 644-657 (1983).
- Desaki, J., Uehara, Y. Formation and maturation of subneural apparatuses at neuromuscular junctions in postnatal rats: a scanning and transmission electron microscopical study. Developmental Biology. 119 (2), 390-401 (1987).
- Marques, M., Santo Neto, H. Imaging neuromuscular junctions by confocal fluorescence microscopy: individual endplates seen in whole muscles with vital intracellular staining of the nerve terminals. Journal of Anatomy. 192, 425-430 (1998).
- Magill, C. K., et al. Reinnervation of the tibialis anterior following sciatic nerve crush injury: a confocal microscopic study in transgenic mice. Experimental Neurology. 207 (1), 64-74 (2007).
- Yin, X., et al. Spatial distribution of motor endplates and its adaptive change in skeletal muscle. Theranostics. 9 (3), 734-746 (2019).
- Cai, R., et al. Panoptic imaging of transparent mice reveals whole-body neuronal projections and skull-meninges connections. Nature Neuroscience. 22 (2), 317-327 (2019).
- Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
- Chen, W. T., et al. In vivo injection of -bungarotoxin to improve the efficiency of motor endplate labeling. Brain and Behavior. 6 (6), 00468 (2016).
- Sugiura, Y., Lin, W. Neuron-glia interactions: the roles of Schwann cells in neuromuscular synapse formation and function. Bioscience Reports. 31 (5), 295-302 (2011).
- Alvarez-Suarez, P., Gawor, M., Proszynski, T. J. Perisynaptic schwann cells - The multitasking cells at the developing neuromuscular junctions. Seminars in Cell & Developmental Biology. 104, 31-38 (2020).
- Walker, C. L. Progress in perisynaptic Schwann cell and neuromuscular junction research. Neural Regeneration Research. 17 (6), 1273-1274 (2022).
- Michaud, M., et al. Neuromuscular defects and breathing disorders in a new mouse model of spinal muscular atrophy. Neurobiology of Disease. 38 (1), 125-135 (2010).
- Sharma, S., et al. Heat-induced endoplasmic reticulum stress in soleus and gastrocnemius muscles and differential response to UPR pathway in rats. Cell Stress Chaperones. 26 (2), 323-339 (2021).
- Raikova, R., Celichowski, J., Angelova, S., Krutki, P. A model of the rat medial gastrocnemius muscle based on inputs to motoneurons and on an algorithm for prediction of the motor unit force. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1973-1987 (2018).
- Marinello, M., et al. Characterization of neuromuscular junctions in mice by combined confocal and super-resolution microscopy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (178), e63032 (2021).
- Perrot, R., Berges, R., Bocquet, A., Eyer, J. Review of the multiple aspects of neurofilament functions, and their possible contribution to neurodegeneration. Molecular Neurobiology. 38 (1), 27-65 (2008).
- Yuan, A., Rao, M. V., Nixon, R. A. Neurofilaments and neurofilament proteins in health and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 9 (4), 018309 (2017).
- Petrov, K. A., Proskurina, S. E., Krejci, E.
- Karlin, A. Emerging structure of the nicotinic acetylcholine receptors. Nature Reviews. Neuroscience. 3 (2), 102-114 (2002).
- Rudolf, R., Straka, T. Nicotinic acetylcholine receptor at vertebrate motor endplates: Endocytosis, recycling, and degradation. Neuroscience Letters. 711, 134434 (2019).
- Barik, A., Li, L., Sathyamurthy, A., Xiong, W. C., Mei, L. Schwann cells in neuromuscular junction formation and maintenance. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 36 (38), 9770-9781 (2016).
- Kang, H., Tian, L., Thompson, W. J. Schwann cell guidance of nerve growth between synaptic sites explains changes in the pattern of muscle innervation and remodeling of synaptic sites following peripheral nerve injuries. Journal of Comparative Neurology. 527 (8), 1388-1400 (2019).
- Wang, J., et al. A new approach for examining the neurovascular structure with phalloidin and calcitonin gene-related peptide in the rat cranial dura mater. Journal of Molecular Histology. 51 (5), 541-548 (2020).
- Hughes, B. W., Kusner, L. L., Kaminski, H. J.
- Boehm, I., et al. Comparative anatomy of the mammalian neuromuscular junction. Journal of Anatomy. 237 (5), 827-836 (2020).
