Summary
Aquí se presenta un protocolo para la determinación de la absorción, translocación y distribución de imidacloprid en trigo en condiciones hidropónicas utilizando cromatografía líquida-espectrometría de masas en tándem (LC-MS-MS). Los resultados mostraron que el imidacloprid puede ser absorbido por el trigo, y el imidacloprid se detectó tanto en las raíces como en las hojas del trigo.
Abstract
Los neonicotinoides, una clase de insecticidas, son ampliamente utilizados debido a sus nuevos modos de acción, alta actividad insecticida y fuerte absorción de raíces. El imidacloprid, el insecticida más utilizado en todo el mundo, es un neonicotinoide representativo de primera generación y se utiliza en el control de plagas para cultivos, hortalizas y árboles frutales. Con una aplicación tan amplia de imidacloprid, su residuo en los cultivos ha atraído un escrutinio cada vez mayor. En el presente estudio, 15 plántulas de trigo se colocaron en un medio de cultivo que contenía 0,5 mg / L o 5 mg / L de imidacloprid para hidrocultivo. El contenido de imidacloprid en las raíces y hojas de trigo se determinó después de 1 día, 2 días y 3 días de hidrocultivo para explorar la migración y distribución de imidacloprid en el trigo. Los resultados mostraron que el imidacloprid se detectó tanto en las raíces como en las hojas de la planta de trigo, y el contenido de imidacloprid en las raíces fue mayor que en las hojas. Además, la concentración de imidacloprid en el trigo aumentó con el aumento del tiempo de exposición. Después de 3 días de exposición, las raíces y hojas del trigo en el grupo de tratamiento de 0,5 mg/L contenían 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg y 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg de imidacloprid, respectivamente, mientras que las raíces y hojas del grupo de tratamiento de 5 mg/L contenían 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg y 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg de imidacloprid, respectivamente. Los resultados del presente estudio permiten una mejor comprensión de los residuos de plaguicidas en los cultivos y proporcionan una referencia de datos para la evaluación del riesgo ambiental de los plaguicidas.
Introduction
En la agronomía actual, el uso de pesticidas es esencial para aumentar el rendimiento de los cultivos. Los insecticidas neonicotinoides alteran el equilibrio del potencial de membrana al controlar los receptores nicotínicos de acetilcolina en el sistema nervioso del insecto, inhibiendo así la conducción normal del sistema nervioso central del insecto, lo que lleva a la parálisis y muerte de los insectos1. En comparación con los insecticidas tradicionales, los neonicotinoides tienen ventajas tales como nuevos modos de acción, alta actividad insecticida y fuerte absorción de raíces, lo que los hace altamente exitosos en el mercado de plaguicidas 2,3. Se informó que el volumen de ventas de neonicotinoides representó el 27% del mercado mundial de pesticidas en 2014. La tasa de crecimiento anual promedio de los neonicotinoides fue del 11,4% de 2005 a 2010, de los cuales alrededor del 7% se registró en China 4,5,6. Desde finales de 2016 hasta el primer semestre de 2017, las ventas de plaguicidas en China comenzaron a repuntar después de caer, y los precios de los plaguicidas continuaron aumentando, entre los cuales los insecticidas neonicotinoides mostraron un aumento significativo de precios7. Hasta ahora, se han desarrollado tres generaciones de insecticidas neonicotinoides, cada uno con cloruro de piridina, tiazolilo y grupos tetrahidrofuranos de nicotina, respectivamente8.
El imidacloprid representa la primera generación de insecticidas neonicotinoides, cuya fórmula molecular esC9H10ClN5O2, y es un cristal incoloro. El imidacloprid se utiliza principalmente para controlar plagas, como pulgones, saltamontes, gusanos de la harina y trips9 y se puede aplicar a cultivos como arroz, trigo, maíz, algodón y hortalizas como papas, así como árboles frutales. Debido a la aplicación a largo plazo, sustancial y continua de plaguicidas, tanto los insectos beneficiosos como los enemigos naturales de las plagas se han reducido rápidamente, y algunas plagas agrícolas se han vuelto resistentes a los plaguicidas, lo que resulta en un círculo vicioso de aplicación continua y creciente de pesticidas10. Además, la aplicación extensiva de plaguicidas ha provocado el deterioro de la calidad del suelo, la persistencia de residuos de plaguicidas en los productos agrícolas y otros problemas ecológicos, que no solo causan daños significativos al medio ambiente ecológico agrícola11 sino que también representan una grave amenaza para la salud humana12. La fumigación con pesticidas afecta gravemente el crecimiento y la calidad de los microbios del suelo y los animales del suelo13. El uso irrazonable o excesivo de plaguicidas ha causado riesgos significativos para la seguridad del medio ambiente del suelo y el agua, los animales y las plantas, e incluso la vida humana14. En los últimos años, el problema de los residuos excesivos de plaguicidas en los cultivos se ha agravado con la aplicación extensiva de plaguicidas. Cuando se utilizó imidacloprid para aumentar el rendimiento vegetal, la tasa de absorción de imidacloprid en los vegetales aumentó con el aumento en la cantidad y el residuo de imidacloprid15. Como cultivo alimentario importante, tanto la producción como la seguridad del trigo son críticas. Por lo tanto, es necesario aclarar las políticas de residuos y distribución de plaguicidas utilizados para el trigo.
En los últimos años, se han desarrollado muchos métodos para extraer residuos de imidacloprid del agua, el suelo y las plantas. El método QuEChERS (rápido, fácil, barato, eficaz, robusto y seguro) es un nuevo método que combina la tecnología de microextracción en fase sólida y la tecnología de extracción en fase sólida dispersa e implica el uso de acetonitrilo como disolvente de extracción y la eliminación de impurezas mixtas y agua en la muestra utilizando NaCl y MgSO anhidro4, respectivamente16. El método QuEChERS requiere un mínimo de cristalería y tiene pasos experimentales simples, lo que lo convierte en uno de los métodos de extracción de pesticidas más populares17. Para la detección de imidacloprid, se ha alcanzado un límite de detección tan bajo como 1 × 10−9 g18 con cromatografía líquida (LC), y 1 × 10−11 g 19 se ha logrado con cromatografía de gases (GC). Debido a su alta resolución y sensibilidad, LC-MS y GC-MS han mostrado límites de detección de imidacloprid aún más bajos de 1 × 10-13 a 1 × 10-14 g20,21; Estas técnicas son, por lo tanto, muy adecuadas para el análisis de trazas de residuos de imidacloprid.
En el presente estudio, el imidacloprid fue elegido como el contaminante objetivo, y el trigo fue seleccionado como el cultivo de prueba para estudiar la distribución de los residuos de imidacloprid en el trigo. Este protocolo detalla un método para el análisis exhaustivo del enriquecimiento y la transferencia del pesticida imidacloprid en el trigo mediante la exploración de la absorción y el almacenamiento de imidacloprid en diferentes partes de las plantas de trigo cultivadas en condiciones hidropónicas. El presente estudio tiene como objetivo proporcionar una base teórica para la evaluación del riesgo de los residuos de plaguicidas en el trigo, guiar la aplicación racional de plaguicidas en las actividades de producción agrícola para reducir los residuos de plaguicidas y mejorar la inocuidad de la producción de cultivos.
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Protocol
1. Germinación de semillas de trigo
- Seleccione 1.000 semillas de trigo (Jimai 20) con gránulos completos, embriones intactos y tamaño uniforme (longitud: 6 mm ± 0,5 mm).
- Transfiera 333,3 ml de solución de H2O2 al2 al 30% a un matraz aforado de 1 L y diluya con agua desionizada para preparar 1 L de solución deH2O2al10%. Sumerja las semillas de trigo en una solución deH2O2O2 al 10% durante 15 min para desinfectar la superficie de la semilla (Figura 1).
- Enjuague las semillas de trigo 5 veces con agua corriente estéril durante 10 s cada vez.
- Extienda las semillas de trigo uniformemente con los embriones apuntando hacia arriba en una placa de Petri de vidrio que contenga papel de filtro estéril húmedo (Figura 2). Coloque la placa de Petri en una incubadora de clima artificial a 30 °C y 80% de humedad relativa. Cultive las semillas de trigo en la oscuridad durante 3 días hasta que germinen y echen raíces.
Figura 1: Desinfección de las semillas de trigo. Las semillas de trigo se remojaron en una solución deH2O2al 10% (en un vaso de precipitados) durante 15 minutos para desinfectar la superficie de la semilla. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Germinación de las semillas de trigo. Las semillas de trigo se extendieron uniformemente en una placa de Petri de vidrio que contenía papel de filtro estéril húmedo. La placa de Petri se colocó en una incubadora de clima artificial para germinar las semillas de trigo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
2. Cultivo de plántulas de trigo
- Disolver 551 mg de la mezcla de sales basales de Hoagland en 1 L de agua desionizada para preparar 1/2 solución nutritiva de Hoagland (que contiene 0,75 mmol/L K2SO 4, 0,1 mmol/L KCl, 0,6 mmol/L MgSO 4, 4,0 × 10−2 mmol/L FeEDTA, 1,0 × 10−3 mmol/L H 3 BO3, 1,0 × 10−3 mmol/L MnSO4, 1.0 × 10−3 mmol/L ZnSO 4, 1.0 × 10−4 mmol/L CuSO 4, y 5.0 × 10−6 mmol/L Na2 MoO 4).
- Después de que las semillas de trigo (paso 1.4) hayan germinado, coloque 15 plántulas de trigo en equipos hidropónicos (consulte la Tabla de materiales) que contengan 100 ml de 1/2 solución nutritiva Hoagland para hidroponía (Figura 3). Colocar todo el aparato hidropónico en una incubadora de clima artificial (ver Tabla de materiales) e incubar durante 7 días a 25 °C y 80% de humedad relativa con un fotoperiodo de 16 h de luz/8 h de oscuridad.
Figura 3: Cultivo hidropónico de las plántulas de trigo. Las plántulas de trigo se cultivaron hidropónicamente durante 0 días, 3 días y 7 días en 100 ml de 1/2 solución nutritiva Hoagland. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
3. Experimento exponiendo las plantas de trigo a la solución de imidacloprid
- Después de un período hidropónico de 7 días, transplante las plantas de trigo en 1/2 solución nutritiva Hoagland que contenga 0.5 mg / L o 5 mg / L de imidacloprid para realizar los experimentos de exposición a imidacloprid. Cultiva 15 plantas de trigo en cada dispositivo hidropónico. Establezca 15 dispositivos hidropónicos para cada grupo de concentración de imidacloprid para garantizar que se tomen muestras adecuadas durante el muestreo.
- Coloque todo el equipo hidropónico en una incubadora de clima artificial durante 3 días a 25 °C y 80% de humedad relativa con un fotoperiodo de 16 h claro/8 h oscuro.
- A lo largo del período de exposición, recolecte las raíces de trigo (0,2 g por planta de trigo) y las hojas (0,5 g por planta de trigo) diariamente. Integrar las muestras de trigo de cada quinto dispositivo hidropónico como un grupo paralelo y determinar el contenido de imidacloprid de las muestras.
4. Procedimiento para extraer imidacloprid del trigo
- Extracción de imidacloprid de raíces de trigo
- Para evitar errores experimentales, lave las raíces de trigo 4 veces con agua corriente estéril durante 10 s cada vez para eliminar cualquier imidacloprid adsorbido en la superficie de la raíz.
- Triturar las raíces de trigo en trozos de aproximadamente 1 cm con tijeras (Figura 4). Pesar 10,00 g de las raíces de trigo trituradas y colocar en un tubo de centrífuga de 50 ml.
- Agregue 10 ml de acetonitrilo al tubo de centrífuga y voltee el tubo en un vórtice durante 1 minuto. A continuación, añadir 4 g de MgSO anhidro4 y 1,5 g de NaCl al tubo de centrífuga y hacer vórtice el tubo inmediatamente durante 30 s. Centrifugar el tubo durante 5 min a 6.000 x g.
- Aspirar el sobrenadante con una jeringa desechable y pasarlo a través de un filtro de jeringa (tamaño de poro de 0,22 μm) para obtener la muestra.
- Extracción de imidacloprid de hojas de trigo (Figura 5)
- Triture las hojas frescas de trigo en trozos de aproximadamente 1 cm con tijeras (Figura 4). Pesar 10,00 g de las hojas de trigo trituradas y colocar en un tubo de centrífuga de 50 ml.
- Agregue 10 ml de acetonitrilo al tubo de centrífuga y vortex el tubo en un vórtice durante 1 minuto.
- Añadir 4 g de MgSOanhidro 4 y 1,5 g de NaCl al tubo de centrífuga y vortex el tubo inmediatamente durante 30 s.
- Centrifugar el tubo durante 5 min a 6.000 x g.
- Después de la centrifugación, añadir 2 ml del sobrenadante a un tubo de centrífuga de 5 ml que contenga 50 mg de negro de humo grafitizado (GCB) y 150 mg de MgSOanhidro 4 (para eliminar el pigmento y la humedad de la muestra), y vortex el tubo de centrífuga durante 30 s (Figura 6). Centrifugar el tubo durante 5 min a 6.000 x g.
- Aspirar el sobrenadante con una jeringa desechable y pasarlo a través de un filtro de jeringa (tamaño de poro de 0,22 μm) para obtener la muestra.
Figura 4: Raíces y hojas de trigo trituradas. Las raíces y hojas frescas de trigo se trituraron con tijeras en trozos de aproximadamente 1 cm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Extracción de imidacloprid en las hojas de trigo. El imidacloprid en las muestras se extrajo utilizando el método QuEChERS (pasos 4.2.1-4.2.4 del protocolo). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Purificación de imidacloprid en las hojas de trigo. El descontaminante fue de 50 mg GCB + 150 mgMgSO4. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
5. Cuantificación de imidacloprid
- Cuantificar el imidacloprid en la muestra mediante cromatografía líquida-espectrometría de masas en tándem (LC-MS-MS), basada en una curva estándar (y = 696,61x + 56,411, R=1) obtenida a partir de concentraciones de 0,2-250 μg/L de imidacloprid. (Figura 7). El espectrómetro de masas estaba equipado con una columna C18 (100 mm x 2,1 mm, 3 μm) y una fuente de ionización por electrospray (ESI+). El programa de elución y los parámetros de la fuente de iones se muestran en la Tabla 1.
Figura 7: Cromatograma y espectrograma de masas de imidacloprid en las hojas de trigo. El panel superior muestra un cromatograma de imidacloprid (tiempo de retención = 0,93 min). El panel inferior muestra el espectrograma de masas de imidacloprid a 0,93 min, mostrando la intensidad de respuesta de la producción (m/z = 208,8) de imidacloprid. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Temperatura de la columna | 40 °C |
| Disolvente A | 99,9% agua/0,1% ácido fórmico (v/v) |
| Disolvente B | acetonitrilo |
| Programa Elution | 0–0,5 min, A = 20% |
| 0,5–2 min, A = 20%–50% | |
| 2–3 min, A = 50% | |
| 3–3,1 min, A = 50–20% | |
| 3.1–5 min, A=20% | |
| Caudal (ml/min) | 0.3 |
| Volumen de inyección (μL) | 5 |
| Temperatura capilar (°C) | 330 |
| Temperatura del vaporizador (°C) | 350 |
| Caudal de gas de vaina (Arb) | 40 |
| Caudal de gas auxiliar (Arb) | 20 |
| Voltaje de pulverización (V) | 3900 |
| Presión del gas de colisión (mTorr) | 1.5 |
| Ion precursor | 256.1 |
| Energía de iones del producto/colisión (eV) | 208.8/16 |
Tabla 1: Programa de elución y parámetros de la fuente de iones del método de cromatografía líquida-espectrometría de masas.
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Representative Results
El límite de detección (LOD) del instrumento de imidacloprid fue de 5,76 × 10−14 g, y el LOD del método de imidacloprid en la raíz u hoja de trigo fue de 0,01 μg/kg; No se observó ningún efecto matricial. Los rendimientos de recuperación de imidacloprid en trigo se muestran en la Tabla 2. Los rendimientos de recuperación de imidacloprid de las raíces de trigo expuestas a concentraciones de imidacloprid de 0,5 mg/L y 5 mg/L fueron 94,0%-97,6% y 98,8%-99,2%, respectivamente; Los coeficientes de variación fueron 1,92% y 0,20%, respectivamente. Los rendimientos de recuperación de imidacloprid de las hojas de trigo expuestas a concentraciones de imidacloprid de 0,5 mg/L y 5 mg/L fueron 88,2%-91,4% y 92,5%-93,4%, respectivamente; Los coeficientes de variación fueron 1,85% y 0,53%, respectivamente.
Las concentraciones de imidacloprid en las raíces y hojas de trigo se muestran en la Tabla 3. Se detectó imidacloprid tanto en las raíces como en las hojas del trigo, con un mayor contenido en las raíces que en las hojas. El contenido de imidacloprid aumentó con un tiempo de exposición más largo. Después de 3 días de exposición, las cantidades de imidacloprid en las raíces y hojas de trigo fueron de 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg y 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg, respectivamente, en el grupo de tratamiento de 0,5 mg/L y 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg y 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg, respectivamente, en el grupo de tratamiento de 5 mg/L. Cuando las raíces de trigo fueron expuestas a imidacloprid durante 1 día, se detectó imidacloprid tanto en las raíces como en las hojas de las plantas de trigo, lo que indica que las raíces de trigo podrían absorber rápidamente imidacloprid del medio de cultivo y conducirlo a las plantas de trigo. El contenido de imidacloprid en las hojas de trigo disminuyó ligeramente el día 3 en comparación con el día 2. Esto probablemente fue causado por la degradación de algunos imidacloprid, combinada con la dilución del contenido de imidacloprid por unidad de volumen de las hojas de trigo con la extensión del período de cultivo hidropónico. Las raíces y hojas de trigo contenían diferentes cantidades de imidacloprid, lo que indica que el imidacloprid había sido absorbido y conducido de manera diferente en las plantas de trigo y no alcanzó sus sitios de acción simultáneamente. Las diferencias en los residuos de imidacloprid en diferentes partes de la planta de trigo están estrechamente relacionadas con la estructura fisiológica de la planta de trigo y las propiedades fisicoquímicas de imidacloprid.
Los parámetros comunes relacionados con el enriquecimiento y la transferencia de plaguicidas absorbidos por las plantas incluyen el factor de concentración radicular (RCF) y el factor de translocación (TF)22. El RCF es la relación entre la concentración de imidacloprid en la raíz de la planta y la del medio de cultivo. Un RCF > 1 indica que el imidacloprid se enriquece fácilmente con la planta, mientras que un RCF < 1 indica que la planta no enriquece fácilmente el imidacloprid. Como se puede ver en la Tabla 4, el RCF del presente estudio fue >1, lo que indica que el trigo tiene un efecto de enriquecimiento sobre el imidacloprid. El TF representa la capacidad de la planta (aquí, trigo) para translocar una sustancia (aquí, imidacloprid) entre las raíces, brotes y hojas de la planta. Un TF > 1 indica que el imidacloprid es fácilmente translocado por la planta, mientras que un TF < 1 indica que la planta no transloca fácilmente el imidacloprid. El TF se calcula como la relación entre la concentración residual de imidacloprid en diferentes partes del trigo y la concentración de imidacloprid en las raíces: hoja TF =hoja C/raíz C. Una hoja TF > 1 indica que el imidacloprid se transfiere fácilmente de las raíces de las plantas a las hojas, mientras que unahoja TF < 1 indica lo contrario. Como se puede ver en la Tabla 4, lahoja TF en el presente estudio fue <1, lo que indica que el imidacloprid no se transfirió fácilmente de las raíces de trigo a las hojas.
El estado de crecimiento de las plantas de trigo después de la exposición al imidacloprid se muestra en la Figura 8. Después de 3 días de exposición, ni 0,5 mg/L ni 5 mg/L de imidacloprid produjeron ninguna inhibición aparente del crecimiento de las plantas de trigo.
El conjunto de datos asociado con este estudio está disponible en https://doi.org/10.5281/zenodo.7022287.
Figura 8: Plantas de trigo expuestas a imidacloprid durante 1 día, 2 días y 3 días. CK = grupo control; 0,5 = 0,5 mg/L del grupo imidacloprid; 5 = 5 mg/L de grupo imidacloprid. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Muestra | Concentración de imidacloprid (mg/L) | Recuperación (%) | DSR (%) | |||
| Tratamiento 1 | Tratamiento 2 | Tratamiento 3 | Promedio | |||
| Raíz de trigo | 0.5 | 94.00 | 97.60 | 95.20 | 95.60 | 1.92 |
| 5 | 99.00 | 98.80 | 99.20 | 99.00 | 0.20 | |
| Hoja de trigo | 0.5 | 88.20 | 91.40 | 90.60 | 90.10 | 1.85 |
| 5 | 93.30 | 93.40 | 92.50 | 93.10 | 0.53 | |
Tabla 2: Recuperación y desviación estándar relativa (DSR) de imidacloprid en las raíces y hojas del trigo (n = 3). Las concentraciones de imidacloprid se basan en el peso fresco de las raíces u hojas de trigo.
| Muestra | Concentración de imidacloprid en solución (mg/L) | Contenido de imidacloprid (mg/kg) | ||
| 1 d | 2 d | 3 d | ||
| Raíz de trigo | 0.5 | 2,11 ± 0,05 | 3,18 ± 0,48 | 4,55 ± 1,45 |
| 5 | 14,83 ± 0,50 | 26,86 ± 1,38 | 42,5 ± 0,62 | |
| Hoja de trigo | 0.5 | 0,34 ± 0,03 | 1,43 ± 0,60 | 1,30 ± 0,08 |
| 5 | 2,10 ± 0,18 | 9,81 ± 0,70 | 8,71 ± 0,14 | |
Tabla 3: Contenido de imidacloprid en las raíces y hojas del trigo después de 1 día, 2 días y 3 días de exposición. Los datos se expresan como la media ± DE (n = 2). Las concentraciones de imidacloprid se basan en el peso fresco de las raíces u hojas de trigo.
| Grupo | RCF | Hoja TF | ||||
| 1 día | 2 días | 3 días | 1 día | 2 días | 3 días | |
| 0.5 mg/L grupo imidacloprid | 4.22 | 6.36 | 9.10 | 0.16 | 0.45 | 0.29 |
| Grupo de 5 mg/L de imidacloprid | 2.97 | 5.37 | 8.50 | 0.14 | 0.37 | 0.20 |
Tabla 4: Factores de concentración radicular (RCF) y factores de translocación foliar (hoja TF) del trigo a imidacloprid. El RCF es la relación entre la concentración de imidacloprid en la raíz de trigo y la del medio de cultivo hidropónico. La hoja TF es la relación entre la concentración residual de imidacloprid en lahoja de trigo y la de la raíz de trigo.
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Discussion
En los últimos años, se han notificado con frecuencia métodos para el tratamiento previo y la detección de residuos del plaguicida imidacloprid. Badawy et al.23 utilizaron cromatografía líquida de alta resolución para determinar el contenido de imidacloprid en fruta de tomate cultivada en condiciones de invernadero y reportaron una buena linealidad para imidacloprid en el rango 0,0125-0,15 μg/mL. Zhai et al.24 utilizaron LC-MS-MS para estudiar el residuo de imidacloprid en cebollino chino. En el presente estudio, se utilizó el método QuEChERS para extraer imidacloprid de las raíces y hojas de trigo. Como método rápido y eficiente, el método QuEChERS es muy adecuado y ampliamente utilizado para extraer imidacloprid del suelo25 y plantarmuestras de 20,26 (como chile, tomate, repollo y trigo). El propósito del presente estudio fue determinar si la recuperación de imidacloprid fue consistente y cumplió con los requisitos de determinación. La tasa de recuperación y el coeficiente de variación del imidacloprid en el trigo cumplieron los requisitos para la determinación de residuos, lo que indica que este método era factible para la extracción de imidacloprid del trigo. El contenido de imidacloprid fue determinado por LC-MS-MS en el presente estudio, y el límite de detección instrumental de imidacloprid cumplió con los requisitos para el análisis cuantitativo de residuos de plaguicidas. Sin embargo, este método puede no ser capaz de detectar cualquier imidacloprid cuando el contenido en la muestra es inferior a 0,01 μg/kg. En tales casos, la muestra debe ser concentrada, o una cantidad mayor debe ser inyectada para LC-MS-MS. El método de extracción y detección de imidacloprid utilizado en el presente estudio tiene las características de rapidez, simplicidad, reproducibilidad confiable, conveniencia y alta precisión y es adecuado para el análisis de residuos de plaguicidas. El éxito de esta metodología, como se demuestra en el presente estudio, indica su potencial para su uso en la evaluación de la inocuidad alimentaria del imidacloprid en el trigo. Los pasos críticos en el protocolo incluyen la adición de MgSO4 anhidro, NaCl y GCB. Se agregan MgSO4 anhidro y NaCl para eliminar el agua de la solución de muestra, mientras que GCB se agrega para eliminar el pigmento de la solución de muestra. El método de extracción utilizado en este estudio está limitado por el requisito de una cantidad de muestra suficientemente grande (10 g), lo que lo hace menos adecuado para evaluar un tamaño de muestra pequeño.
La presencia de imidacloprid en las raíces y hojas de trigo demuestra que el trigo puede absorber y transferir rápidamente imidacloprid. El enriquecimiento y el transporte de compuestos orgánicos en las plantas están estrechamente relacionados con su valor Kow, que es la relación entre la concentración de equilibrio de compuestos orgánicos en las fases N-octanol y acuosa en equilibrio27. De acuerdo con su valor logarítmico, los contaminantes orgánicos se pueden dividir en contaminantes orgánicos hidrófobos, contaminantes orgánicos hidrófilos y contaminantes orgánicos moderadamente hidrófilos. Los contaminantes orgánicos hidrófobos (log Kow > 3) pueden ser fuertemente adsorbidos por la superficie de la raíz y no migran fácilmente hacia arriba. Por otro lado, los contaminantes orgánicos hidrófilos (log Kow < 0,5) no son fácilmente absorbidos por las raíces ni pasan a través de la membrana celular de las plantas. Los contaminantes orgánicos acuosos (log Kow = 0,53) son fácilmente absorbidos por las plantas, enriquecidos y transferidos. El valor log Kow (0,57) del imidacloprid indica que es una materia orgánica moderadamente hidrófila, que es fácilmente absorbida, enriquecida y transferida por las plantas.
Diferentes tejidos de plantas tienen diferentes capacidades para absorber y transportar diferentes plaguicidas a lo largo del tiempo bajo el mismo ambiente28. El presente estudio encontró que la distribución de imidacloprid varió en diferentes partes de la planta de trigo. Específicamente, el estudio detectó una gran diferencia en la absorción de imidacloprid entre las raíces y las hojas de trigo. Las raíces de trigo tienen una gran capacidad para absorber y transferir imidacloprid y pueden acumular imidacloprid en concentraciones varias veces mayores que la concentración ambiental, lo que permite la transferencia de imidacloprid en el medio ambiente a las hojas de trigo. Un estudio realizado por Yuan et al.20 sobre la distribución de imidacloprid en el trigo después de aplicar imidacloprid de liberación controlada reveló que la acumulación de imidacloprid en las raíces de trigo fue 5-10 veces mayor que en las hojas, lo que es consistente con los resultados del presente estudio.
Aunque el presente estudio contribuye a la comprensión general de los residuos de plaguicidas de imidacloprid en los cultivos, tiene algunas limitaciones. Por ejemplo, sólo el trigo cultivado en condiciones hidropónicas fue seleccionado como planta de prueba en el presente estudio. Por lo tanto, se justifica la investigación futura sobre los mecanismos de absorción, migración y distribución de pesticidas en hortalizas, árboles frutales y otras plantas cultivadas en el suelo y el agua. En estudios posteriores, se estudiarán varias concentraciones de imidacloprid y una variedad de plantas para explorar con mayor detalle la absorción, el transporte y la acumulación de imidacloprid en las plantas para comprender mejor el riesgo ambiental que representa el imidacloprid.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen conflictos de intereses. Todos los autores han leído y aprobado el manuscrito. Este trabajo no ha sido publicado anteriormente, ni está siendo considerado por ninguna otra revista revisada por pares.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (No. 42277039).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 01-06-1995 | Suitable for HPLC, gradient grade, >99.9% |
| Analytical balance | Sartorius Lab Instruments Co.Ltd. | GL124-1SCN | |
| Artificial climate incubator | Shanghai Badian Instrument Equipment Co. Ltd. | HK320 | |
| Centrifuge | Eppendorf China Co. Ltd. | Centrifuge5804 | |
| Disposable syringe | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Z116866 | Capacity 5 mL, graduated 0.2 mL, non-sterile |
| Formic acid | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Y0001970 | European pharmacopoeia reference standard |
| Graphitized carbon black (GCB) | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | V900058 | 45 μm |
| H2O2 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | 31642 | 30% (w/w) |
| Hoagland’s Basal Salt Mixture | Shanghai Yu Bo Biotech Co. Ltd. | NS1011 | Anhydrous, reagent grade |
| Hydroponic equipment | Jiangsu Rongcheng Agricultural Science and Technology Development Co.Ltd. | SDZ04BD | |
| Hypersil BDS C18 column | Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd. | 28103-102130 | |
| Imidacloprid | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Y0002028 | European pharmacopoeia reference standard |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 208094 | Anhydrous, reagent grade, >97% |
| NaCl | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | S9888 | Reagent grade, 99% |
| pH meter | Shanghai Thunder Magnetic Instrument Factory | PHSJ-3F | |
| Phytotron box | Harbin Donglian Electronic Technology Co. Ltd. | HPG-280B | |
| Pipettes | Eppendorf China Co. Ltd. | Research plus | |
| Syringe filter | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | SLGV033N | Nylon, 0.22 µm pore size, 33 mm, non-sterile |
| Ultra performance liquid chromatography tandem triple quadrupole mass spectrometry | Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd. | UltiMate 3000 | |
| TSQ Quantum Access MAX | |||
| Vortex mixer | Shanghai Yetuo Technology Co. Ltd. | Vortex-2 | |
| Wheat seed | LuKe seed industry | Jimai 20 |
References
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