Summary
Un protocole pour la détermination de l’absorption, de la translocation et de la distribution de l’imidaclopride dans le blé dans des conditions hydroponiques par chromatographie liquide et spectrométrie de masse en tandem (LC-MS-MS) est présenté ici. Les résultats ont montré que l’imidaclopride peut être absorbé par le blé, et l’imidaclopride a été détecté dans les racines et les feuilles du blé.
Abstract
Les néonicotinoïdes, une classe d’insecticides, sont largement utilisés en raison de leurs nouveaux modes d’action, de leur activité insecticide élevée et de leur forte absorption par les racines. L’imidaclopride, l’insecticide le plus largement utilisé dans le monde, est un néonicotinoïde représentatif de première génération et est utilisé dans la lutte antiparasitaire pour les cultures, les légumes et les arbres fruitiers. Avec une application aussi large de l’imidaclopride, ses résidus dans les cultures ont fait l’objet d’un examen de plus en plus minutieux. Dans la présente étude, 15 plantules de blé ont été placées dans un milieu de culture contenant 0,5 mg/L ou 5 mg/L d’imidaclopride pour l’hydroculture. La teneur en imidaclopride dans les racines et les feuilles de blé a été déterminée après 1 jour, 2 jours et 3 jours d’hydroculture pour explorer la migration et la distribution de l’imidaclopride dans le blé. Les résultats ont montré que l’imidaclopride a été détecté à la fois dans les racines et les feuilles du plant de blé, et que la teneur en imidaclopride dans les racines était plus élevée que dans les feuilles. De plus, la concentration d’imidaclopride dans le blé augmentait avec l’augmentation du temps d’exposition. Après 3 jours d’exposition, les racines et les feuilles du blé du groupe de traitement à 0,5 mg/L contenaient 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg et 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg d’imidaclopride, respectivement, tandis que les racines et les feuilles du groupe de traitement à 5 mg/L contenaient 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg et 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg d’imidaclopride. respectivement. Les résultats de la présente étude permettent de mieux comprendre les résidus de pesticides dans les cultures et fournissent une référence de données pour l’évaluation des risques environnementaux des pesticides.
Introduction
Dans l’agronomie actuelle, l’utilisation de pesticides est essentielle pour augmenter le rendement des cultures. Les insecticides néonicotinoïdes modifient l’équilibre du potentiel membranaire en contrôlant les récepteurs nicotiniques de l’acétylcholine dans le système nerveux des insectes, inhibant ainsi la conduction normale du système nerveux central de l’insecte, entraînant la paralysie et la mort des insectes1. Par rapport aux insecticides traditionnels, les néonicotinoïdes présentent des avantages tels que de nouveaux modes d’action, une activité insecticide élevée et une forte absorption des racines, ce qui en fait un grand succès sur le marché des pesticides 2,3. Le volume des ventes de néonicotinoïdes représenterait 27% du marché mondial des pesticides en 2014. Le taux de croissance annuel moyen des néonicotinoïdes a été de 11,4% de 2005 à 2010, dont environ 7% ont été enregistrés en Chine 4,5,6. De fin 2016 au premier semestre 2017, les ventes de pesticides en Chine ont commencé à rebondir après avoir chuté, et les prix des pesticides ont continué d’augmenter, parmi lesquels les insecticides néonicotinoïdes ont affiché une hausse significativedes prix 7. Jusqu’à présent, trois générations d’insecticides néonicotinoïdes ont été développées, chacune contenant respectivement du chlorure de pyridine, du thiazolyle et des groupes tétrahydrofurane de nicotine8.
L’imidaclopride représente la première génération d’insecticides néonicotinoïdes, dont la formule moléculaire estC9H10ClN5O2, et est un cristal incolore. L’imidaclopride est principalement utilisé pour lutter contre les ravageurs, tels que les pucerons, les cicadelles, les vers de farine et les thrips9 et peut être appliqué à des cultures telles que le riz, le blé, le maïs, le coton et les légumes tels que les pommes de terre, ainsi que les arbres fruitiers. En raison de l’application à long terme, substantielle et continue de pesticides, les insectes utiles et les ennemis naturels des ravageurs ont été rapidement réduits, et certains ravageurs agricoles sont devenus résistants aux pesticides, ce qui a entraîné un cercle vicieux d’application continue et croissante de pesticides10. En outre, l’application intensive de pesticides a entraîné une détérioration de la qualité des sols, la persistance de résidus de pesticides dans les produits agricoles et d’autres problèmes écologiques, qui non seulement causent des dommages importants à l’environnement écologique agricole11, mais constituent également une grave menace pour la santé humaine12. La pulvérisation de pesticides a de graves répercussions sur la croissance et la qualité des microbes du sol et des animauxdu sol 13. L’utilisation déraisonnable ou excessive de pesticides a entraîné des risques importants pour la sécurité du sol et de l’eau, de l’environnement des animaux et des plantes, et même de la vie humaine14. Ces dernières années, le problème des résidus excessifs de pesticides dans les cultures s’est aggravé avec l’application intensive de pesticides. Lorsque l’imidaclopride a été utilisé pour augmenter le rendement des légumes, le taux d’absorption de l’imidaclopride dans les légumes a augmenté avec l’augmentation de la quantité et du résidu d’imidaclopride15. En tant que culture vivrière majeure, la production et la salubrité du blé sont essentielles. Par conséquent, les politiques relatives aux résidus et à la distribution des pesticides utilisés pour le blé doivent être clarifiées.
Ces dernières années, de nombreuses méthodes ont été développées pour extraire les résidus d’imidaclopride de l’eau, du sol et des plantes. La méthode QuEChERS (rapide, facile, bon marché, efficace, robuste et sûre) est une nouvelle méthode qui combine la technologie de microextraction en phase solide et la technologie d’extraction en phase solide dispersée et implique l’utilisation de l’acétonitrile comme solvant d’extraction et l’élimination des impuretés mélangées et de l’eau dans l’échantillon en utilisant NaCl et MgSO4 anhydre, respectivement16. La méthode QuEChERS nécessite un minimum de verrerie et comporte des étapes expérimentales simples, ce qui en fait l’une des méthodes d’extraction de pesticides les plus populaires17. Pour la détection de l’imidaclopride, une limite de détection aussi basse que 1 × 10−9 g18 a été atteinte par chromatographie liquide (CL), et 1 × 10−11 g 19 a été atteinte par chromatographie en phase gazeuse (CG). En raison de leur haute résolution et de leur sensibilité, la LC-SM et la GC-MS ont montré des limites de détection imidaclopride encore plus faibles de 1 × 10-13 à 1 × 10-14 g20,21; Ces techniques sont donc bien adaptées à l’analyse des résidus d’imidaclopride à l’état de traces.
Dans la présente étude, l’imidaclopride a été choisi comme polluant cible, et le blé a été choisi comme culture d’essai pour étudier la distribution des résidus d’imidaclopride dans le blé. Ce protocole détaille une méthode pour l’analyse complète de l’enrichissement et du transfert du pesticide imidaclopride dans le blé en explorant l’absorption et le stockage de l’imidaclopride dans différentes parties des plants de blé cultivés dans des conditions hydroponiques. La présente étude vise à fournir une base théorique pour l’évaluation des risques liés aux résidus de pesticides dans le blé, à guider l’application rationnelle des pesticides dans les activités de production agricole afin de réduire les résidus de pesticides et à améliorer la sécurité de la production végétale.
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Protocol
1. Germination des graines de blé
- Sélectionnez 1 000 graines de blé (Jimai 20) avec des granules complets, des embryons intacts et une taille uniforme (longueur : 6 mm ± 0,5 mm).
- Transvaser 333,3 mL de solution H 2 O2 à 30 % dans une fiole jaugée de 1 L et diluer avec de l’eau désionisée pour préparer 1 L de solution H2O2 à 10 %. Plonger les graines de blé dans une solution à 10 % H2O2 pendant 15 min pour désinfecter la surface des graines (Figure 1).
- Rincer les graines de blé 5x avec de l’eau stérile courante pendant 10 s à chaque fois.
- Répartir uniformément les graines de blé avec les embryons pointés vers le haut dans une boîte de Petri en verre contenant du papier filtre stérile humide (figure 2). Placez la boîte de Petri dans un incubateur climatique artificiel à 30 °C et 80% d’humidité relative. Cultivez les graines de blé dans l’obscurité pendant 3 jours jusqu’à ce qu’elles germent et prennent racine.
Figure 1 : Désinfection des graines de blé. Les graines de blé ont été trempées dans une solution à 10% H 2 O2(dans un bécher) pendant 15 minutes pour désinfecter la surface des graines. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Germination des graines de blé. Les graines de blé ont été réparties uniformément dans une boîte de Petri en verre contenant du papier filtre stérile humide. La boîte de Petri a été placée dans un incubateur climatique artificiel pour faire germer les graines de blé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
2. Culture de plants de blé
- Dissoudre 551 mg du mélange de sel basal de Hoagland dans 1 L d’eau désionisée pour préparer 1/2 solution nutritive Hoagland (contenant 0,75 mmol/LK2SO4, 0,1 mmol/L KCl, 0,6 mmol/L MgSO 4,4,0 × 10−2 mmol/L FeEDTA, 1,0 × 10−3 mmol/LH3BO3, 1,0 × 10−3 mmol/L MnSO4, 1,0 × 10−3 mmol/L ZnSO 4, 1,0 × 10−4 mmol/L CuSO 4 et 5,0 × 10−6 mmol/L Na2 MoO 4).
- Une fois que les graines de blé (étape 1.4) ont germé, placer 15 plants de blé dans du matériel hydroponique (voir le tableau des matières) contenant 100 ml de 1/2 solution nutritive Hoagland pour hydroponie (figure 3). Placez l’ensemble de l’appareil hydroponique dans un incubateur climatique artificiel (voir Tableau des matériaux) et incuber pendant 7 jours à 25 °C et 80% d’humidité relative avec une photopériode de 16 h de lumière / 8 h d’obscurité.
Figure 3 : Culture hydroponique des plants de blé. Les semis de blé ont été cultivés en hydroponie pendant 0 jour, 3 jours et 7 jours dans 100 ml de solution nutritive 1/2 Hoagland. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
3. Expérience exposant les plants de blé à une solution d’imidaclopride
- Après une période hydroponique de 7 jours, transplanter les plants de blé dans 1/2 solution nutritive Hoagland contenant 0,5 mg/L ou 5 mg/L d’imidaclopride pour mener les expériences d’exposition à l’imidaclopride Cultivez 15 plants de blé dans chaque dispositif hydroponique. Mettre en place 15 dispositifs hydroponiques pour chaque groupe de concentration d’imidaclopride afin de s’assurer que des échantillons adéquats sont prélevés pendant l’échantillonnage.
- Placez l’ensemble de l’équipement hydroponique dans un incubateur climatique artificiel pendant 3 jours à 25 °C et 80% d’humidité relative avec une photopériode de 16 h de lumière / 8 h d’obscurité.
- Tout au long de la période d’exposition, récoltez quotidiennement les racines de blé (0,2 g par plant de blé) et les feuilles (0,5 g par plant de blé). Intégrer les échantillons de blé d’un appareil hydroponique sur cinq en tant que groupe parallèle et déterminer la teneur en imidaclopride des échantillons.
4. Procédure d’extraction de l’imidaclopride du blé
- Extraction de l’imidaclopride des racines de blé
- Pour éviter les erreurs expérimentales, laver les racines de blé 4x avec de l’eau stérile courante pendant 10 s à chaque fois pour éliminer tout imidaclopride adsorbé sur la surface des racines.
- Déchiqueter les racines de blé en morceaux d’environ 1 cm avec des ciseaux (figure 4). Peser 10,00 g des racines de blé déchiquetées et les placer dans un tube à centrifuger de 50 mL.
- Ajouter 10 mL d’acétonitrile dans le tube à centrifuger et vorter le tube sur un vortexer pendant 1 min. Ensuite, ajouter 4 g de MgSO4 anhydre et 1,5 g de NaCl dans le tube centrifuge et vorter le tube immédiatement pendant 30 s. Centrifuger le tube pendant 5 min à 6 000 x g.
- Aspirer le surnageant avec une seringue jetable et le faire passer à travers un filtre de seringue (taille des pores de 0,22 μm) pour obtenir l’échantillon.
- Extraction de l’imidaclopride des feuilles de blé (Figure 5)
- Déchiqueter les feuilles de blé frais en morceaux d’environ 1 cm avec des ciseaux (figure 4). Peser 10,00 g des feuilles de blé déchiquetées et placer dans un tube à centrifuger de 50 mL.
- Ajouter 10 ml d’acétonitrile dans le tube de centrifugation et vorter le tube sur un vortexer pendant 1 min.
- Ajouter 4 g de MgSO4 anhydre et 1,5 g de NaCl dans le tube à centrifuger et faire tourbillonner le tube immédiatement pendant 30 s.
- Centrifuger le tube pendant 5 min à 6 000 x g.
- Après centrifugation, ajouter 2 mL du surnageant dans un tube à centrifuger de 5 mL contenant 50 mg de noir de carbone graphitisé (GCB) et 150 mg de MgSO4 anhydre (pour éliminer le pigment et l’humidité de l’échantillon), et vorter le tube de centrifugation pendant 30 s (figure 6). Centrifuger le tube pendant 5 min à 6 000 x g.
- Aspirer le surnageant avec une seringue jetable et le faire passer à travers un filtre de seringue (taille des pores de 0,22 μm) pour obtenir l’échantillon.
Figure 4 : Racines et feuilles de blé déchiquetées. Les racines et les feuilles de blé frais ont été déchiquetées à l’aide de ciseaux en morceaux d’environ 1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Extraction de l’imidaclopride dans les feuilles de blé. L’imidaclopride dans les échantillons a été extrait à l’aide de la méthode QuEChERS (étapes 4.2.1-4.2.4 du protocole). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Purification de l’imidaclopride dans les feuilles de blé. Le décontaminant était de 50 mg GCB + 150 mg de MgSO4. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
5. Quantification de l’imidaclopride
- Quantifier l’imidaclopride dans l’échantillon à l’aide de la chromatographie liquide-spectrométrie de masse en tandem (LC-MS-MS), sur la base d’une courbe étalon (y = 696,61x + 56,411, R = 1) obtenue à partir de concentrations d’imidaclopride de 0,2 à 250 μg/L. (Figure 7). Le spectromètre de masse était équipé d’une colonne C18 (100 mm x 2,1 mm, 3 μm) et d’une source d’ionisation par électropulvérisation (ESI+). Le programme d’élution et les paramètres de la source d’ions sont présentés dans le tableau 1.
Figure 7 : Chromatogramme et spectrogramme de masse de l’imidaclopride dans les feuilles de blé. Le panneau supérieur montre un chromatogramme de l’imidaclopride (temps de rétention = 0,93 min). Le panneau inférieur montre le spectrogramme de masse de l’imidaclopride à 0,93 min, montrant l’intensité de réponse de la production (m/z = 208,8) d’imidaclopride. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Température de la colonne | 40 °C |
| Solvant A | 99,9 % d’eau/0,1 % d’acide formique (v/v) |
| Solvant B | acétonitrile |
| Programme d’élution | 0–0,5 min, A = 20 % |
| 0,5 à 2 min, A = 20 % à 50 % | |
| 2–3 min, A = 50 % | |
| 3–3,1 min, A = 50 %–20 % | |
| 3,1 à 5 min, A = 20 % | |
| Débit (mL/min) | 0.3 |
| Volume d’injection (μL) | 5 |
| Température capillaire (°C) | 330 |
| Température du vaporisateur (°C) | 350 |
| Débit de gaz de gaine (Arb) | 40 |
| Débit de gaz auxiliaire (Arb) | 20 |
| Tension de pulvérisation (V) | 3900 |
| Pression de gaz de collision (mTorr) | 1.5 |
| Ion précurseur | 256.1 |
| Ion/énergie de collision du produit (eV) | 208.8/16 |
Tableau 1 : Programme d’élution et paramètres de source d’ions de la méthode de chromatographie liquide-spectrométrie de masse.
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Representative Results
La limite de détection de l’imidaclopride aux instruments était de 5,76 × 10−14 g, et la LD de l’imidaclopride dans la racine ou la feuille de blé était de 0,01 μg/kg; Aucun effet de matrice n’a été observé. Les rendements de récupération de l’imidaclopride dans le blé sont indiqués dans le tableau 2. Les rendements de récupération de l’imidaclopride à partir des racines de blé exposées à des concentrations d’imidaclopride de 0,5 mg/L et de 5 mg/L étaient de 94,0 %-97,6 % et de 98,8 %-99,2 %, respectivement; Les coefficients de variation étaient respectivement de 1,92 % et 0,20 %. Les rendements de récupération de l’imidaclopride des feuilles de blé exposées à des concentrations d’imidaclopride de 0,5 mg/L et de 5 mg/L étaient de 88,2 %-91,4 % et de 92,5 %-93,4 %, respectivement; Les coefficients de variation étaient respectivement de 1,85 % et 0,53 %.
Les concentrations d’imidaclopride dans les racines et les feuilles de blé sont indiquées au tableau 3. L’imidaclopride a été détecté à la fois dans les racines et les feuilles de blé, avec une teneur plus élevée dans les racines que dans les feuilles. La teneur en imidaclopride augmentait avec un temps d’exposition plus long. Après 3 jours d’exposition, les quantités d’imidaclopride dans les racines et les feuilles de blé étaient de 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg et 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg, respectivement, dans le groupe de traitement à 0,5 mg/L et de 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg et 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg, respectivement, dans le groupe de traitement à 5 mg/L. Lorsque les racines de blé ont été exposées à l’imidaclopride pendant 1 jour, l’imidaclopride a été détecté dans les racines et les feuilles des plants de blé, ce qui indique que les racines de blé pouvaient rapidement absorber l’imidaclopride du milieu de culture et le conduire dans les plants de blé. La teneur en imidaclopride des feuilles de blé a légèrement diminué le jour 3 par rapport au jour 2. Cela a probablement été causé par la dégradation d’une partie de l’imidaclopride, combinée à la dilution de la teneur en imidaclopride par unité de volume de feuilles de blé avec l’allongement de la période de culture hydroponique. Les racines et les feuilles de blé contenaient différentes quantités d’imidaclopride, ce qui indique que l’imidaclopride avait été absorbé et conduit différemment dans les plants de blé et n’avait pas atteint ses sites d’action simultanément. Les différences dans les résidus d’imidaclopride dans différentes parties de la plante de blé sont étroitement liées à la structure physiologique de la plante de blé et aux propriétés physico-chimiques de l’imidaclopride.
Les paramètres communs liés à l’enrichissement et au transfert des pesticides absorbés par les plantes comprennent le facteur de concentration racinaire (FCR) et le facteur de translocation (TF)22. La FCR est le rapport entre la concentration d’imidaclopride dans la racine de la plante et celle dans le milieu de culture. Un > 1 de la FCR indique que l’imidaclopride est facilement enrichi par la plante, tandis qu’un < 1 de la FCR indique que la plante n’enrichit pas facilement l’imidaclopride. Comme le montre le tableau 4, la FCR de la présente étude était >1, ce qui indique que le blé a un effet d’enrichissement sur l’imidaclopride. Le TF représente la capacité de la plante (ici, le blé) à transloquer une substance (ici, l’imidaclopride) entre les racines, les pousses et les feuilles de la plante. Un TF > 1 indique que l’imidaclopride est facilement transloqué par la plante, tandis qu’un TF < 1 indique que la plante ne transloque pas facilement l’imidaclopride. Le TF est calculé comme le rapport entre la concentration résiduelle d’imidaclopride dans différentes parties du blé et la concentration d’imidaclopride dans les racines: feuilleTF = feuille C /racine C. Une feuille TF > 1 indique que l’imidaclopride est facilement transférable des racines de la plante aux feuilles, tandis qu’unefeuille TF < 1 indique le contraire. Comme le montre le tableau 4, lafeuille TF dans la présente étude était <1, ce qui indique que l’imidaclopride n’était pas facilement transférable des racines de blé aux feuilles.
L’état de croissance des plants de blé après exposition à l’imidaclopride est illustré à la figure 8. Après 3 jours d’exposition, ni 0,5 mg/L ni 5 mg/L d’imidaclopride n’ont produit d’inhibition apparente de la croissance des plants de blé.
L’ensemble de données associé à cette étude est disponible à https://doi.org/10.5281/zenodo.7022287.
Figure 8 : Plants de blé exposés à l’imidaclopride pendant 1 jour, 2 jours et 3 jours. CK = groupe témoin; 0,5 = 0,5 mg/L de groupe imidaclopride ; 5 = 5 mg/L de groupe imidaclopride . Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Échantillon | Concentration d’imidaclopride (mg/L) | Récupération (%) | DSR (%) | |||
| Traitement 1 | Traitement 2 | Traitement 3 | Moyenne | |||
| Racine de blé | 0.5 | 94.00 | 97.60 | 95.20 | 95.60 | 1.92 |
| 5 | 99.00 | 98.80 | 99.20 | 99.00 | 0.20 | |
| Feuille de blé | 0.5 | 88.20 | 91.40 | 90.60 | 90.10 | 1.85 |
| 5 | 93.30 | 93.40 | 92.50 | 93.10 | 0.53 | |
Tableau 2 : Récupération et écart-type relatif (DSR) de l’imidaclopride dans les racines et les feuilles du blé (n = 3). Les concentrations d’imidaclopride sont basées sur le poids frais des racines ou des feuilles de blé.
| Échantillon | Concentration d’imidaclopride en solution (mg/L) | Teneur en imidaclopride (mg/kg) | ||
| 1 j | 2 jours | 3 jours | ||
| Racine de blé | 0.5 | 2,11 ± 0,05 | 3,18 ± 0,48 | 4,55 ± 1,45 |
| 5 | 14,83 ± 0,50 | 26,86 ± 1,38 | 42,5 ± 0,62 | |
| Feuille de blé | 0.5 | 0,34 ± 0,03 | 1,43 ± 0,60 | 1,30 ± 0,08 |
| 5 | 2,10 ± 0,18 | 9,81 ± 0,70 | 8,71 ± 0,14 | |
Tableau 3 : Teneur en imidaclopride des racines et des feuilles du blé après 1 jour, 2 jours et 3 jours d’exposition. Les données sont exprimées sous forme de moyenne ± ET (n = 2). Les concentrations d’imidaclopride sont basées sur le poids frais des racines ou des feuilles de blé.
| Groupe | RCF | TFfeuille | ||||
| 1 jour | 2 jours | 3 jours | 1 jour | 2 jours | 3 jours | |
| 0,5 mg/L de groupe imidaclopride | 4.22 | 6.36 | 9.10 | 0.16 | 0.45 | 0.29 |
| 5 mg/L de groupe imidaclopride | 2.97 | 5.37 | 8.50 | 0.14 | 0.37 | 0.20 |
Tableau 4 : Facteurs de concentration racinaire (FCR) et facteurs de translocation foliaire (feuille TF) du blé en imidaclopride. La FCR est le rapport entre la concentration d’imidaclopride dans la racine de blé et celle dans le milieu de culture hydroponique. La feuille TF est le rapport entre la concentration résiduelle d’imidaclopride dans lafeuille de blé et celle dans la racine de blé.
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Discussion
Ces dernières années, des méthodes de prétraitement et de détection des résidus du pesticide imidaclopride ont été fréquemment signalées. Badawy et coll.23 ont utilisé la chromatographie liquide à haute performance pour déterminer la teneur en imidaclopride dans les tomates cultivées en serre et ont signalé une bonne linéarité pour l’imidaclopride dans la plage de 0,0125 à 0,15 μg/mL. Zhai et al.24 ont utilisé la LC-MS-MS pour étudier les résidus d’imidaclopride dans la ciboulette chinoise. Dans la présente étude, la méthode QuEChERS a été utilisée pour extraire l’imidaclopride des racines et des feuilles de blé. En tant que méthode rapide et efficace, la méthode QuEChERS est bien adaptée et largement utilisée pour extraire l’imidaclopride des échantillons de sol 25 et de plantes20,26 (comme le piment, la tomate, le chou et le blé). Le but de la présente étude était de déterminer si la récupération de l’imidaclopride était constante et répondait aux exigences de détermination. Le taux de récupération et le coefficient de variation de l’imidaclopride dans le blé répondaient aux exigences relatives à la détermination des résidus, ce qui indique que cette méthode était réalisable pour l’extraction de l’imidaclopride du blé. La teneur en imidaclopride a été déterminée par LC-MS-MS dans la présente étude, et la limite de détection instrumentale de l’imidaclopride répondait aux exigences de l’analyse quantitative des résidus de pesticides. Toutefois, cette méthode peut ne pas permettre de détecter l’imidaclopride lorsque la teneur de l’échantillon est inférieure à 0,01 μg/kg. Dans de tels cas, l’échantillon doit être concentré ou une quantité plus élevée doit être injectée pour la LC-MS-MS. La méthode d’extraction et de détection de l’imidaclopride utilisée dans la présente étude présente les caractéristiques suivantes: rapidité, simplicité, reproductibilité fiable, commodité et grande précision et convient à l’analyse des résidus de pesticides. Le succès de cette méthodologie, tel que démontré dans la présente étude, indique qu’elle pourrait être utilisée dans l’évaluation de la salubrité des aliments de l’imidaclopride dans le blé. Les étapes critiques du protocole comprennent l’ajout de MgSO4 anhydre, de NaCl et de GCB. MgSO4 anhydre et NaCl sont ajoutés pour éliminer l’eau de la solution échantillon, tandis que GCB est ajouté pour éliminer le pigment de la solution échantillon. La méthode d’extraction utilisée dans cette étude est limitée par l’exigence d’une quantité d’échantillon suffisamment grande (10 g), ce qui la rend moins appropriée pour évaluer un échantillon de petite taille.
La présence d’imidaclopride dans les racines et les feuilles du blé démontre que le blé peut absorber et transférer rapidement l’imidaclopride. L’enrichissement et le transport des composés organiques dans les plantes sont étroitement liés à leur valeur Kow, qui est le rapport de la concentration d’équilibre des composés organiques dans les phases N-octanol et aqueuse sous l’équilibre27. Selon leur valeur log Kow, les polluants organiques peuvent être divisés en polluants organiques hydrophobes, polluants organiques hydrophiles et polluants organiques modérément hydrophiles. Les polluants organiques hydrophobes (log Kow > 3) peuvent être fortement adsorbés par la surface racinaire et ne migrent pas facilement vers le haut. D’autre part, les polluants organiques hydrophiles (log Kow < 0,5) ne sont pas facilement absorbés par les racines ou ne traversent pas la membrane cellulaire des plantes. Les polluants organiques aqueux (log Kow = 0,53) sont facilement absorbés par les plantes, enrichis et transférés. La valeur log Kow (0,57) de l’imidaclopride indique qu’il s’agit d’une matière organique modérément hydrophile, facilement absorbée, enrichie et transférée par les plantes.
Différents tissus végétaux ont des capacités différentes pour absorber et transporter différents pesticides au fil du temps dans le même environnement28. La présente étude a révélé que la distribution de l’imidaclopride variait selon les parties de la plante de blé. Plus précisément, l’étude a détecté une grande différence dans l’absorption de l’imidaclopride entre les racines et les feuilles de blé. Les racines de blé ont une forte capacité à absorber et à transférer l’imidaclopride et peuvent accumuler l’imidaclopride à des concentrations plusieurs fois supérieures à la concentration dans l’environnement, permettant ainsi le transfert de l’imidaclopride dans l’environnement vers les feuilles de blé. Une étude de Yuan et al.20 sur la distribution de l’imidaclopride dans le blé après application d’imidaclopride à libération contrôlée a révélé que l’accumulation d’imidaclopride dans les racines du blé était de 5 à 10 fois supérieure à celle des feuilles, ce qui est cohérent avec les résultats de la présente étude.
Bien que la présente étude contribue à la compréhension globale des résidus de pesticides de l’imidaclopride dans les cultures, elle présente certaines limites. Par exemple, seul le blé cultivé dans des conditions hydroponiques a été choisi comme plante d’essai dans la présente étude. Par conséquent, des recherches futures sur les mécanismes d’absorption, de migration et de distribution des pesticides dans les légumes, les arbres fruitiers et d’autres plantes cultivées dans le sol et dans l’eau sont justifiées. Dans d’autres études, diverses concentrations d’imidaclopride et une variété de plantes seront étudiées pour explorer plus en détail l’absorption, le transport et l’accumulation de l’imidaclopride dans les plantes afin de mieux comprendre le risque environnemental posé par l’imidaclopride.
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Disclosures
Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit. Ce travail n’a pas été publié auparavant, et il n’est envisagé par aucune autre revue à comité de lecture.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n ° 42277039).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 01-06-1995 | Suitable for HPLC, gradient grade, >99.9% |
| Analytical balance | Sartorius Lab Instruments Co.Ltd. | GL124-1SCN | |
| Artificial climate incubator | Shanghai Badian Instrument Equipment Co. Ltd. | HK320 | |
| Centrifuge | Eppendorf China Co. Ltd. | Centrifuge5804 | |
| Disposable syringe | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Z116866 | Capacity 5 mL, graduated 0.2 mL, non-sterile |
| Formic acid | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Y0001970 | European pharmacopoeia reference standard |
| Graphitized carbon black (GCB) | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | V900058 | 45 μm |
| H2O2 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | 31642 | 30% (w/w) |
| Hoagland’s Basal Salt Mixture | Shanghai Yu Bo Biotech Co. Ltd. | NS1011 | Anhydrous, reagent grade |
| Hydroponic equipment | Jiangsu Rongcheng Agricultural Science and Technology Development Co.Ltd. | SDZ04BD | |
| Hypersil BDS C18 column | Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd. | 28103-102130 | |
| Imidacloprid | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Y0002028 | European pharmacopoeia reference standard |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 208094 | Anhydrous, reagent grade, >97% |
| NaCl | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | S9888 | Reagent grade, 99% |
| pH meter | Shanghai Thunder Magnetic Instrument Factory | PHSJ-3F | |
| Phytotron box | Harbin Donglian Electronic Technology Co. Ltd. | HPG-280B | |
| Pipettes | Eppendorf China Co. Ltd. | Research plus | |
| Syringe filter | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | SLGV033N | Nylon, 0.22 µm pore size, 33 mm, non-sterile |
| Ultra performance liquid chromatography tandem triple quadrupole mass spectrometry | Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd. | UltiMate 3000 | |
| TSQ Quantum Access MAX | |||
| Vortex mixer | Shanghai Yetuo Technology Co. Ltd. | Vortex-2 | |
| Wheat seed | LuKe seed industry | Jimai 20 |
References
- Lin, P. C., Lin, H. J., Liao, Y. Y., Guo, H. R., Chen, K. T. Acute poisoning with neonicotinoid insecticides: A case report and literature review. Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology. 112 (4), 282-286 (2013).
- North, J. H., et al. Value of neonicotinoid insecticide seed treatments in Mid-South corn (Zea mays) production systems. Journal of Economic Entomology. 111 (1), 187-192 (2018).
- Simon-Delso, N., et al. Systemic insecticides (neonicotinoids and fipronil): Trends, uses, mode of action and metabolites. Environmental Science and Pollution Research. 22 (1), 5-34 (2015).
- Bass, C., Denholm, I., Williamson, M. S., Nauen, R. The global status of insect resistance to neonicotinoid insecticides. Pesticide Biochemistry and Physiology. 121, 78-87 (2015).
- Craddock, H. A., Huang, D., Turner, P. C., Quiros-Alcala, L., Payne-Sturges, D. C. Trends in neonicotinoid pesticide residues in food and water in the United States, 1999-2015. Environmental Health. 18 (1), 7 (2019).
- Shao, X. S., Liu, Z. W., Xu, X. Y., Li, Z., Qian, X. H. Overall status of neonicotinoid insecticides in China: Production, application and innovation. Journal of Pesticide Science. 38 (1-2), 1-9 (2013).
- Zhao, Y., et al. Urinary neonicotinoid insecticides in children from South China: Concentrations, profiles and influencing factors. Chemosphere. 291, 132937 (2022).
- Kurwadkar, S., Evans, A. Neonicotinoids: Systemic insecticides and systematic failure. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology. 97 (6), 745-748 (2016).
- Sadaria, A. M., et al. Passage of fiproles and imidacloprid from urban pest control uses through wastewater treatment plants in northern California, USA. Environmental Toxicology and Chemistry. 36 (6), 1473-1482 (2017).
- Damalas, C. A., Eleftherohorinos, I. G. Pesticide exposure, safety issues, and risk assessment indicators. International Journal of Environmental Research and Public Health. 8 (5), 1402-1419 (2011).
- Hayes, T. B., et al. Demasculinization and feminization of male gonads by atrazine: Consistent effects across vertebrate classes. Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 127 (1-2), 64-73 (2011).
- Rani, L., et al. An extensive review on the consequences of chemical pesticides on human health and environment. Journal of Cleaner Production. 283, 124657 (2021).
- Xu, Y. Q., et al. Ecotoxicity evaluation of azoxystrobin on Eisenia fetida in different soils. Environmental Research. 194, 110705 (2021).
- Yavari, S., Malakahmad, A., Sapari, N. B. Biochar efficiency in pesticides sorption as a function of production variables-A review. Environmental Science and Pollution Research. 22 (18), 13824-13841 (2015).
- Delcour, I., Spanoghe, P., Uyttendaele, M. Literature review: Impact of climate change on pesticide use. Food Research International. 68, 7-15 (2015).
- Zhang, C. Y., et al. The application of the QuEChERS methodology in the determination of antibiotics in food: A review. TrAC-Trends in Analytical Chemistry. 118, 517-537 (2019).
- Wiilkowska, A., Biziuk, M. Determination of pesticide residues in food matrices using the QuEChERS methodology. Food Chemistry. 125 (3), 803-812 (2011).
- Ishii, Y., et al. HPLC determination of the new insecticide imidacloprid and its behavior in rice and cucumber. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 42 (12), 2917-2921 (1994).
- Ko, A. Y., et al. Development of a simple extraction and oxidation procedure for the residue analysis of imidacloprid and its metabolites in lettuce using gas chromatography. Food Chemistry. 148, 402-409 (2014).
- Yuan, W. L., et al. Application of imidacloprid controlled-release granules to enhance the utilization rate and control wheat aphid on winter wheat. Journal of Integrative Agriculture. 19 (12), 3045-3053 (2020).
- Phugare, S. S., Kalyani, D. C., Gaikwad, Y. B., Jadhav, J. P. Microbial degradation of imidacloprid and toxicological analysis of its biodegradation metabolites in silkworm (Bombyx mori). Chemical Engineering Journal. 230, 27-35 (2013).
- Li, Y., et al. Uptake, translocation and accumulation of imidacloprid in six leafy vegetables at three growth stages. Ecotoxicology and Environmental Safety. 164, 690-695 (2018).
- Badawy, M. E. I., Ismail, A. M. E., Ibrahim, A. I. H. Quantitative analysis of acetamiprid and imidacloprid residues in tomato fruits under greenhouse conditions. Journal of Environmental Science and Health Part B-Pesticides Food Contaminants and Agricultural Wastes. 54 (11), 898-905 (2019).
- Zhai, R. Q., et al. Residue, dissipation pattern, and dietary risk assessment of imidacloprid in Chinese chives. Frontiers in Nutrition. 9, 846333 (2022).
- Aria, M. M., et al. Uptake and translocation monitoring of imidacloprid to chili and tomato plants by molecularly imprinting extraction - ion mobility spectrometry. Microchemical Journal. 144, 195-202 (2019).
- Chen, Y., et al. Translocation and metabolism of imidacloprid in cabbage: Application of C-14-labelling and LC-QTOF-MS. Chemosphere. 263, 127928 (2021).
- Wild, S., Jones, K. Organic chemicals entering agricultural soils in sewage sludges: Screening for their potential to transfer to crop plants and livestock. Science of the Total Environment. 119, 85-119 (1992).
- Gong, W. W., et al. Uptake and dissipation of metalaxyl-M, fludioxonil, cyantraniliprole and thiamethoxam in greenhouse chrysanthemum. Environmental Pollution. 257, 113499 (2020).
