Summary
Bananfluen (Drosophila melanogaster) er mye brukt til biologisk og toksikologisk forskning. For å utvide nytten av fluer utviklet vi et instrument, serieanestesimatrisen, som samtidig utsetter flere flueprøver for flyktige generelle anestetika (VGA), noe som gjør det mulig å undersøke sikkerhetseffekter (giftige og beskyttende) av VGA.
Abstract
Flyktige generelle anestetika (VGA) brukes over hele verden på millioner av mennesker i alle aldre og medisinske tilstander. Høye konsentrasjoner av VGA (hundrevis av mikromolære til lave millimolar) er nødvendige for å oppnå en dyp og ufysiologisk undertrykkelse av hjernefunksjonen som presenterer som "anestesi" til observatøren. Det fulle spekteret av sikkerhetseffekter utløst av slike høye konsentrasjoner av lipofile midler er ikke kjent, men interaksjoner med det immuninflammatoriske systemet har blitt notert, selv om deres biologiske betydning ikke er forstått.
For å undersøke de biologiske effektene av VGA hos dyr, utviklet vi et system kalt seriell anestesi array (SAA) for å utnytte de eksperimentelle fordelene som tilbys av bananfluen (Drosophila melanogaster). SAA består av åtte kamre arrangert i serie og koblet til et felles tilsig. Noen deler er tilgjengelige i laboratoriet, og andre kan enkelt fremstilles eller kjøpes. En fordamper, som er nødvendig for kalibrert administrering av VGA, er den eneste kommersielt produserte komponenten. VGA-er utgjør bare en liten prosentandel av atmosfæren som strømmer gjennom SAA under drift, da hoveddelen (vanligvis over 95%) er bærergass; Standard transportør er luft. Imidlertid kan oksygen og andre gasser undersøkes.
SAAs viktigste fordel i forhold til tidligere systemer er at det tillater samtidig eksponering av flere kohorter av fluer til nøyaktig titrable doser av VGA. Identiske konsentrasjoner av VGA oppnås i løpet av minutter i alle kamrene, og gir dermed uutslettelige eksperimentelle forhold. Hvert kammer kan inneholde fra en enkelt fly til hundrevis av fluer. For eksempel kan SAA samtidig undersøke åtte forskjellige genotyper eller fire genotyper med forskjellige biologiske variabler (f.eks. Mann mot kvinne, gammel vs. ung). Vi har brukt SAA til å undersøke farmakodynamikken til VGA og deres farmakogenetiske interaksjoner i to eksperimentelle fluemodeller assosiert med nevroinflammasjon-mitokondrielle mutanter og traumatisk hjerneskade (TBI).
Introduction
Eksistensen av sikkerhetsbedøvelseseffekter (dvs. effekter som ikke er umiddelbart observerbare, men kan ha forsinkede atferdsmessige konsekvenser) er generelt akseptert, men forståelsen av deres mekanismer og risikofaktorer forblir rudimentær 1,2. Deres forsinkede manifestasjon og subtilitet begrenser antall potensielt viktige variabler som kan undersøkes i pattedyrmodeller innen rimelige tidsrammer og til en akseptabel pris. Bananfluen (Drosophila melanogaster) gir unike fordeler i sammenheng med nevrodegenerativ sykdom3 og for toksikologisk screening4 som hittil ikke har blitt brukt til studiet av bedøvelseseffekter.
Vi utviklet serieanestesigruppen (SAA) for å lette bruken av bananfluer i studiet av anestetisk farmakodynamikk og farmakogenetikk. En viktig fordel med SAA er samtidig eksponering for identiske eksperimentelle forhold for flere kohorter. Når det er parret med den eksperimentelle fleksibiliteten til fruktfluer, tillater den høye gjennomstrømningen av SAA utforskning av biologiske og miljømessige variabler i en skala som er umulig i pattedyrmodeller.
I prinsippet er SAA ganske enkelt en serie tilkoblede bedøvelsessteder (kamre laget av 50 ml hetteglass) gjennom hvilke en bærergass leverer flyktige midler. Systemets første kammer inneholder destillert vann gjennom hvilket bærergassen fuktes (fluer er følsomme for dehydrering), og det avsluttes med en enkel strømningsindikator som indikerer gasstrømmen gjennom systemet. Fine garn plassert på åpningene til forbindelsesrøret skiller kamrene for å forhindre migrasjon av fluer mellom kamrene. Antall steder "i serie" er begrenset av motstanden mot den trykkløse gasstrømmen (rør, garn).
Vi karakteriserte kinetikken til denne SAA-prototypen i en tidligere publikasjon5. Selv om de eksakte farmakokinetiske egenskapene vil variere mellom SAA, er de relevante grunnleggende egenskapene som er testet eksperimentelt som følger: (i) en innledende strømning på 1,5-2 l / min balanserer alle kamrene (totalt volum på ± 550 ml) med ønsket konsentrasjon av bedøvelse innen 2 minutter; (ii) konsentrasjonen av bedøvelsesdamp som leveres til kamrene, endres ikke nevneverdig mellom første og siste sted fordi mengden bedøvelse i volumet av gass i et individuelt kammer (50 ml) langt overstiger mengden som tas opp av et hvilket som helst antall fluer; og (iii) når kamrene har likevektet, kan bærergasstrømmen reduseres (50-100 ml / min eller mindre) for å unngå avfall og forurensning av miljøet (flyktige anestetika har klimagassegenskaper). Den minimale strømmen som er nødvendig for å opprettholde en stabil konsentrasjon av damp, avhenger hovedsakelig av lekkasjen til SAA, da opptaket av damp av fluene er ubetydelig. Under disse standardbetingelsene (2 % isofluran og 1,5 l/min bærergasstrøm) bedøves fluer (dvs. immobile) i alle posisjoner i arrayet innen 3-4 minutter, med umerkelige forskjeller mellom posisjonene. VGA kan administreres i minutter til timer, og våre typiske eksponeringsparadigmer ligger i området 15 minutter til 2 timer. For å skylle systemet slås fordamperen av, og strømmen opprettholdes for å bytte omtrent 10x volum av arrayet (1,5 l/min i 5 minutter). Hastigheten til anestetisk eliminering vil variere med den innstilte strømningshastigheten.
Flyktige bedøvelsesmidler interagerer med mange fortsatt uidentifiserte mål, inkludert det immuninflammatoriske systemet6. Bidraget fra individuelle molekylære mål til primære versus sikkerhetsutfall ("bedøvelsestilstanden" vs. langsiktige og kortsiktige "bivirkninger") er dårlig forstått. Derfor er et følsomt fluesystem med høy gjennomstrømning verdifullt for å informere eksperimenter på høyere dyr, til tross for de åpenbare forskjellene mellom fluer og pattedyr7. Noen forskjeller kan faktisk være fordelaktige; For eksempel skiller fluens immunsystem seg fra høyere dyr ved at det mangler den adaptive armen til responsen8. Selv om dette kan virke som en begrensning for å forstå sykdom hos mennesker, gir det en unik mulighet til å studere samspillet mellom VGA og den medfødte immuninflammatoriske responsen isolert fra den adaptive responsen9. Dette tillater studier av de farmakologiske effektene av VGA på betennelse og deres modulering av de varierte genetiske bakgrunnene som er tilstede i en befolkning.
Protocol
MERK: Se materialfortegnelsen for detaljer om alle materialene som brukes i protokollen.
1. Bygging av SAA
- Lag rammen ved å kutte tre og montere rammen ved hjelp av dimensjonene i figur 1A.
- Endre 50 ml koniske rørkapsler.
- Bor to hull i hver hette med en 9/32 i borekrone. Slip hullene for å rydde opp den fillete plasten. Slip toppen av hetten for å gjøre overflaten grov (dette hjelper med limadhesjon).
- Skjær 5 ml serologiske pipetter til størrelse (3 tommer for innstrømning og 1,5 tommer for utstrømning) ved å score plasten og deretter bryte den ren ved linjen med delestreken. Slip endene på kuttet/ødelagte pipetter.
- Limnetting til rørene (la limet tørke riktig). Klipp nettingen til størrelsen på røret etter at limet tørker.
- Sett rørene inn i hullene i de koniske hettene med begge rørene som strekker seg (3/4 tommer) over hetten; sørg for at innløpsrøret strekker seg lenger inn i slangen enn utløpet (figur 1B).
- Påfør lim på toppen av lokkene rundt rørene for å feste delene sammen (la limet tørke før du fortsetter).
- Fest hettene til rammen, og før slangen (figur 1C).
- Fest selvklebende kabelbindinger til rammen (3,25 fra hverandre, midt til midten).
- Fest hettene til rammen ved hjelp av glidelåser; Klipp endene av glidelåslappen kort.
- Skjær og koble lengder (9 tommer) av Tygon-slanger til innløps-/utstrømningsrørene på hver modifiserte hette (figur 1D). Start ved oppstrømsenden, fest først til tilstrømningen, og fest deretter røret fra utløpet til innstrømningen i neste posisjon.
- Legg til en strømningsindikator til den mest nedstrøms "tilsig" (posisjon 10, figur 1E).
- Sett et 50 ml konisk rør på første posisjon, og fyll det med vann til like under innløpsrøret (figur 1F).
- Forbered grensesnittet for fordamperen. Fjern stemplene, kutt hakk ut av to 10 ml dispenseringssprøyter (1/2 i dyp x 1/4 i bredde, figur 1G), og sett dem inn i fordamperens innstrømning og utstrømning med hakkene vendt direkte mot forsiden av fordamperen for å justere seg med hullene (figur 1H). Valgfritt: Lim de modifiserte sprøytene på plass. Hvis det er rimelig, bruk en kommersiell manifold (se materialfortegnelsen for ett alternativ).
- Koble til hele systemet. Bruk Tygon-rør til å feste komponentene sammen i følgende rekkefølge: bæregasstank med regulator > gassspesifikk mengdemåler > fordamper > SAA (figur 1C).
- Fyll tomme posisjoner på arrayet med tomme 50 ml koniske rør. Slå på bensintanken, åpne strømningsmåleren til ~2 l / min, og slå på fordamperen til 0%. Bekreft gasstrømmen gjennom systemet ved å sjekke strømningsmåleren oppstrøms for fordamperen og strømningsindikatoren nedstrøms for det siste kammeret i SAA for strømning. Alternativt kan du sette den nedstrøms slangeenden i vann, og se etter bobler.
MERK: Siden systemet ikke er trykksatt, vil en vannkolonne høyere enn et par centimeter stoppe strømmen. Hvis det ikke er strøm i nedstrøms enden av matrisen, må du kontrollere følgende: fordamperen må være på for å tillate strømning; sjekk at tankregulatoren og strømningsmålerne tillater strømning; sjekk arrayposisjonene for å sikre at rørene er skrudd på tett; og se etter lekkasjer rundt limet på de modifiserte hettene.
Figur 1: Konstruksjon av SAA. (A) Skjematisk, med målinger, av trerammen som støtter SAA. (B) Skjematisert tverrsnitt, med målinger, av en modifisert hette med innstrømnings- og utstrømningsrør laget av 5 ml serologiske pipetter. (C) Montert SAA (gjengitt fra Olufs et al.5) (D) Detaljer om en modifisert 50 ml konisk hette som viser innstrømnings- og utstrømningsrør. (E) Nedstrøms (posisjon 10) utstrømning med strømningsindikatoren. (F) Oppstrøms (posisjon 1) vannfylt rør for å fukte bærergassen. Den røde pilen indikerer vannstanden. (G) Modifisert 10 ml dispenseringssprøyte for den provisoriske manifolden. Den røde sirkelen fremhever utskjæringshakket som ligger mellom 8 ml og 10 ml merkene (eller 1/2 i x 1/4 tommer). (H) Tec7-fordamperen sett bakfra som viser innsetting og orientering av de modifiserte sprøytene. Bare en sprøyte er på plass i dette bildet for å vise, til venstre, hullet (rød pil) som må justeres med hakket på den modifiserte sprøyten. Merk: Feiljustering av dette utskjæringshakket og utstrømningsåpningen vil forstyrre bedøvelsesadministrasjonen. Denne delen er et potensielt svakt punkt i dette skreddersydde systemet. Hvis midler er tilgjengelige, bør en kommersiell manifold brukes. Forkortelse: SAA = serienarkosematrise. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
2. Før bedøvelseseksponering
- Tjuefire timer eller mer før bedøvelseseksponeringen, sorter fluekohortene etter behov for eksperimentet ved hjelp av den foretrukne metoden (f.eks. CO2 eller eter).
3. Drift av SAA
- Overføringsfluer fra hetteglass med mat til tomme 50 ml koniske rør (uten CO2).
- Tell og registrer eventuelle døde fluer før eksponering.
- Fjern korken og skru 50 ml koniske rør med fluer på SAA.
- Slå på bærergassen, og still inn ønsket strømningshastighet.
MERK: Vi bruker vanligvis 1-2 l / min. - Sett bedøvelsesfordamperen til ønsket konsentrasjon.
MERK: Vi bruker vanligvis 2 % for isofluran og 3,5 % for sevofluran, som er ekvipotente doser hos pattedyr10. - Utsett fluene for ønsket varighet (min: 15 min).
MERK: En minimum eksponeringstid på 15 minutter anbefales for å unngå mulig variasjon i likevekt på tvers av posisjonene til SAA. I dette systemet tar det 2-3 min for bedøvelsen å balansere over alle posisjonene. - På slutten av eksponeringen skylles systemet med ny gasstrøm (fordamper satt til 0 %) ved 1,5 l/min i 5 minutter, tilsvarende ca. 10x volum av det totale SAA-volumet.
4. Sjekkliste før du starter et eksperiment
- Åpne høytrykksregulatoren (på toppen av lufttanken) helt, og lukk den deretter en halv sving for å sikre bærergasstrømmen.
- Følg slangene for hver linje til i) strømningsmålere og ii) fordamper (sørg for at innstrømningen/utstrømningen er riktig tilkoblet), og iii) kontroller bedøvelsesnivået i fordamperne.
- Etter at kamrene er lastet med forsøkspersoner, må du kontrollere at luften/gassen strømmer med bobletesten eller strømningsindikatoren.
MERK: Noen fordampere tillater ikke luftstrøm når hjulet er i av-stilling. - Når gass strømmer, må du bekrefte at både strømningsmåleren og nedstrøms strømningsindikator indikerer strømning.
- På slutten av forsøket, la 4-5 min luftstrøm vaske ut bedøvelsen.
Representative Results
En SAA videolink er gitt her: Perouansky Research Methods - Institutt for anestesiologi - UW-Madison (wisc.edu) (https://anesthesia.wisc.edu/research/researchers/perouansky-laboratory/perouansky-research-methods/) Vårt laboratorium har brukt SAA til å (i) studere effekten av genotype på atferdsmessig følsomhet for anestetika5; (ii) screene mitokondrielle mutanter for sikkerhetseffekter av anestetika11; og (iii) undersøke farmakodynamikken til isofluran og sevofluran på utfall av traumatisk hjerneskade (TBI)12,13,14,15,16,17. De publiserte resultatene viser tydelig at den genetiske bakgrunnen påvirker farmakodynamikken til klinisk brukte VGAer med hensyn til både den konvensjonelle fenotypen av anestesi og sikkerhetseffektene av anestetisk toksisitet, samt vevsbeskyttelse 5,11,13,14,15.
Representativt eksempel 1 (figur 2): Genetisk drift i resiliens mot isofluran toksisitet påvist ved pålitelig reproduserbare eksperimentelle forhold
Oppdagelsen av en gradvis kvantitativ endring i VGA-indusert dødelighet blant separat dyrkede ND2360114-fluer er et eksempel på nytten av pålitelige sammenligninger av anestetisk farmakodynamikk på tvers av eksperimentelle grupper ved bruk av SAA. ND23 er et gen som koder for en underenhet i kjernen av kompleks I i mETC (analogt med Ndufs8 hos pattedyr)18. Mutasjoner i denne underenheten er en årsak til Leigh syndrom, en dødelig mitokondriell sykdom. Vi observerte en gradvis svekkelse av isofluranindusert mortalitetsfenotype over tid i ulike homozygote ND2360114-stamceller dyrket samtidig under standard laboratoriebetingelser (dvs. uten eksponering for VGA). Denne evolusjonære tilpasningen til isofluran toksisitet skjedde i fravær av eksponering for VGA og er sannsynligvis en sikkerhetseffekt av "survival of the fittest" i de muterte bestandene. Denne gradvise endringen i isofluran sensitivitet ville ha forblitt ukjent uten vår tillit til at de eksperimentelle forholdene var identiske på tvers av analysene og over tid. Vi konkluderer med at seleksjon favoriserer modifikatorer av effektene av ND2360114, med tilfeldig økt motstandskraft mot isofluran toksisitet. Siden inflammasjon i sentralnervesystemet spiller en viktig rolle i patogenesen av Leighs syndrom, kan den bevitnede utviklingen av resistens skyldes adaptive endringer i den medfødte immuninflammatoriske responsen, med resistens mot isofluran toksisitet som et utilsiktet biprodukt.
Figur 2: Variasjon i isofluran toksisitetsindusert dødelighet som følge av evolusjonært trykk i ND2360114 fluer. Syv linjer (A-G) isolert fra en enkelt populasjon gjennom enkeltparparringer, utvidet og testet for 24 timers dødelighet (PM24) etter en 2 timers eksponering for 2% isofluran (ved 10-13 dager gamle) viser variabilitet i fenotypen som oppstår fra en enkelt populasjon. Data vises som boks- og whisker-plott. Boksene representerer andre og tredje kvartil av dataene, med værhårene som strekker seg til minimum og maksimum datapunkter. Gjennomsnittet og medianen er indikert med henholdsvis "+" og horisontale linjer. Den prosentvise dødeligheten til de enkelte replikatene (N) vises som sirkler. N = 3-4 hetteglass med 20-50 fluer/hetteglass. P-verdi for en ordinær enveis ANOVA; p = 0,012 indikerer en signifikant forskjell mellom midlene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Representativt eksempel 2 (figur 3): Illustrasjon av en gjennomstrømningsapplikasjon av SAA for å avdekke genetiske bakgrunnseffekter på farmakodynamikken til isofluran
Som et eksempel på systemets høye gjennomstrømning illustrerer figur 3 effekten av identisk eksponering for isofluran (15 min med 2 % isofluran) før traumatisk hjerneskade (TBI)16, en protokolltesting av anestetisk prekondisjonering (AP) i denne fluemodellen13,15,19. Avlesningen er dødelighet 24 timer etter TBI korrigert for naturlig frafall (MI24). I denne modellen gjenvant alle fluene mobiliteten (dvs. var i live) innen 30 minutter etter TBI, og dødeligheten registrert i MI24 var et resultat av sekundær hjerneskade (sBI). I de fire fluelinjene reduserte AP med isofluran MI24 i ulik grad, noe som indikerer at respons på AP er et kvantitativt trekk. Siden den inflammatoriske responsen er en viktig faktor i sykelighet fra sBI, kan AP innebære modulering av immunsystemet20.
Figur 3 Påvirkning av genetisk bakgrunn på suppresjon av mortalitet (MI24) ved prekondisjonering med isofluran. Prekondisjonerende fluer med 15 min 2 % isofluran (lilla) reduserte dødelighetsindeksen ved 24 timer (MI24) i w 1118 og y1w1118 stammer (henholdsvis p < 0,0001 og p = 0,036). MI 24 var ikke signifikant lavere i de forhåndsbetingede linjene Oregon R (OR) og Canton S (CS) (henholdsvis p = 0,16 og p =0,27). Data vises som boks- og whisker-plott. Boksene representerer andre og tredje kvartil av dataene, med værhårene som strekker seg til minimum og maksimum datapunkter. Gjennomsnittet og medianen er indikert med henholdsvis "+" og horisontale linjer. MI24-verdiene til de enkelte replikatene (N) vises som sirkler. N = 15-33 hetteglass med 30-40 fluer/hetteglass for TBI-behandlede fluer. N = 2-15 hetteglass med 30-40 fluer/hetteglass for ubehandlede kontroller. P-verdier fra en uparede, tosidige Student t-test. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Discussion
Kritiske trinn i konstruksjonen av SAA inkluderer å sikre tette beslag for å unngå lekkasje av bedøvelsesblandingen av gasser. SAA må plasseres i en avtrekkshette for å unngå forurensning av laboratorieplassen. Alle elementene fra bæregassflaskene til strømningsindikatoren nedstrøms for SAA bør kontrolleres som beskrevet i sjekklisten.
Andre metoder for å administrere VGA til fluer er kompliserte å operere (inebriometeret)21, har lav gjennomstrømning 22, tillater ikke samtidig eksponering av flere populasjoner 23, tillater ikke presis kontroll av bedøvelseskonsentrasjonen 21, eller har en avlesning som er vanskelig å oversette til klinisk aksepterte termer 24.
Den nåværende versjonen av SAA er avhengig av en kommersiell fordamper, og derfor er toksikologiske studier begrenset til flyktige bedøvelsesmidler. Hvis det brukes sammen med andre flyktige stoffer, kan en fordamper brukes "off label" etter kalibrering av utgangen. Alternativt kan en annen metode for å fordampe de flyktige stoffene brukes, noe som vil kreve dedikerte målinger for å titrere legemiddelkonsentrasjonene, som beskrevet tidligere25.
Bortsett fra strømningsindikatorene er det ingen alarmer (dvs. hvis tankene tømmes, vil strømmen gjennom SAA bli avbrutt). Avhengig av intensiteten av bruken, kan SAA trenge rengjøring, stramming og muligens utskifting av Tygon-slangen. Vi har utført "vedlikehold" på vår originale SAA to ganger i løpet av 7 års bruk.
Denne metoden for bedøvelse av fruktfluer tillater bruk av den genetiske verktøykassen som er tilgjengelig for Drosophila-forskere i et høyt gjennomstrømningssystem. Flere kohorter av fluer av forskjellige populasjoner (f.eks. genotype, alder, kjønn) kan samtidig eksponeres for identiske bedøvelseskonsentrasjoner og den ønskede kombinasjonen av bærergass (luft,O2,N2O, edelgasser) som passer til det aktuelle forskningsspørsmålet.
Vi viser her at SAA har vært nyttig for å avsløre uventede endringer i motstandsdyktighet mot isofluran toksisitet i ND2360114 flueline, og at standard laboratoriefluelinjer varierer i deres respons til AP. Identifisering av disse funnene var mulig på grunn av den tette kontrollen av eksperimentelle forhold og den høye gjennomstrømningen av SAA.
SAA kan tilpasses for å studere effekten av andre flyktige organiske forbindelser (VOC) på insekter (f.eks. Honningbier). For VOC med damptrykk nær flyktige anestetika (isofluran: 240 mmHg ved 20 °C) kunne konvensjonelle fordampere brukes, men utgangen måtte kalibreres. Den kommersielle fordamperen for desfluran varmes opp, noe som potensielt gir ekstra fleksibilitet.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å oppgi.
Acknowledgments
Vi takker G. Perkins, Pearce Laboratory, Institutt for anestesiologi, University of Wisconsin-Madison, for byggingen av SAA-prototypen. Arbeidet støttes av National Institute of General Medical Sciences (NIGMS) med R01GM134107 og av FoU-fondet ved Institutt for anestesiologi, University of Wisconsin-Madison.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Serial Anesthesia Array: | |||
| 5 mL Serological Pipettes | Fisher Scientific | 13-676-10C | Polystyrene, 5mL serological pipette |
| 50 mL Conical Tubes | Fisher Scientific | 1495949A | Polypropylene, 50 mL |
| Cable Tie Mounting Pad | Grainger | 6EEE6 | 1.25 inch L x 1 inch W x 0.28 inch H |
| Dispensing Syringe | Grainger | 5FVE0 | 10 mL with Luer-Lock Connection |
| Fabric Mesh Netting | 1 mm mesh | ||
| Flow Indicator | Grainger | 8RH52 | 5/16 to 1/2 inch connection size, paddle wheel style |
| Tygon Tubing | Tygon | E-3603 | ID: 5/16, OD: 7/16, wall: 1/16 |
| Wood Frame | 10 feet of 2 inch x 3/4 inch | ||
| Zip Tie | >5inch | ||
| Vaporizer Interface (Budget Alternative to Manifold): | |||
| Dispensing Syringe | Grainger | 5FVE0 | 10 mL with Luer-Lock Connection |
| Commercial Manifold and Vaporizers: | |||
| 1/4 inch Equal Barbed Y Connector | Somni Scientific | BF-9000 | |
| 1/8 inch NPT to 1/4 inch Barbed Elbow (Plastic) | Somni Scientific | BF-9004 | |
| AIR 0-4 LPM Flowmeter w/ black knob | Somni Scientific | FP-4002 | |
| Flowmeter auxiliary mounting bracket | Somni Scientific | NonInvPart | |
| Medical Air, 1/8 inch NPT Male x DISS Male | Somni Scientific | GF-11012 | |
| TT-2 Table Top Anesthesia System, built in dual diverter valve system. Includes 6' color coded tubing X2. (Vaporizer not Included) | Somni Scientific | TT-17000 | |
| Tec 7 Isoflurane Vaporizer | GE Datex-Ohmeda | 1175-9101-000 | Agent-specific vaporizer (Isoflurane) |
| Tec 7 Sevoflurane Vaporizer | GE Datex-Ohmeda | 1175-9301-000 | Agent-specific vaporizer (Sevoflurane) |
References
- Jevtovic-Todorovic, V., et al. Early exposure to common anesthetic agents causes widespread neurodegeneration in the developing rat brain and persistent learning deficits. The Journal of Neuroscience. 23 (3), 876-882 (2003).
- Vutskits, L., Xie, Z. Lasting impact of general anaesthesia on the brain: Mechanisms and relevance. Nature Reviews Neuroscience. 17 (11), 705-717 (2016).
- McGurk, L., Berson, A., Bonini, N. M. Drosophila as an in vivo model for human neurodegenerative disease. Genetics. 201 (2), 377-402 (2015).
- Rand, M. D. Drosophotoxicology: The growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicology and Teratology. 32 (1), 74-83 (2010).
- Olufs, Z. P. G., Loewen, C. A., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Genetic variability affects absolute and relative potencies and kinetics of the anesthetics isoflurane and sevoflurane in Drosophila melanogaster. Scientific Reports. 8, 2348 (2018).
- Stollings, L. M., et al. Immune modulation by volatile anesthetics. Anesthesiology. 125 (2), 399-411 (2016).
- Yamaguchi, M., Yoshida, H. Drosophila as a model organism. In Drosophila Models for Human Diseases., edited by. , Springer. Singapore. 1-10 (2018).
- Hoffmann, J. A.
- Buchon, N., Silverman, N., Cherry, S. Immunity in Drosophila melanogaster-From microbial recognition to whole-organism physiology. Nature Reviews Immunology. 14 (12), 796-810 (2014).
- Shaughnessy, M. R., Hofmeister, E. H. A systematic review of sevoflurane and isoflurane minimum alveolar concentration in domestic cats. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 41 (1), 1-13 (2014).
- Olufs, Z. P. G., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Mitochondrial complex I mutations predispose Drosophila to isoflurane neurotoxicity. Anesthesiology. 133 (4), 839-851 (2020).
- Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
- Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Lasarev, M. R., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Ageing and genetic background influence anaesthetic effects in a D. melanogaster model of blunt trauma with brain injury. British Journal of Anaesthesia. 125 (1), 77-86 (2020).
- Scharenbrock, A. R., Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Interactions among genetic background, anesthetic agent, and oxygen concentration shape blunt traumatic brain injury outcomes in Drosophila melanogaster. International Journal of Molecular Sciences. 21 (18), 6926 (2020).
- Fischer, J. A., Olufs, Z. P. G., Katzenberger, R. J., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Anesthetics influence mortality in a Drosophila model of blunt trauma with traumatic brain injury. Anesthesia & Analgesia. 126 (6), 1979-1986 (2018).
- Katzenberger, R. J., et al. A Drosophila model of closed head traumatic brain injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (44), E4152-E4159 (2013).
- Katzenberger, R. J., et al. A method to inflict closed head traumatic brain injury in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (100), e52905 (2015).
- Loewen, C. A., Ganetzky, B. Mito-nuclear interactions affecting lifespan and neurodegeneration in a Drosophila model of Leigh syndrome. Genetics. 208 (4), 1535-1552 (2018).
- Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
- Li, H., et al. Isoflurane postconditioning reduces ischemia-induced nuclear factor-kappaB activation and interleukin 1beta production to provide neuroprotection in rats and mice. Neurobiology of Disease. 54, 216-224 (2013).
- Leibovitch, B. A., Campbell, D. B., Krishnan, K. S., Nash, H. A. Mutations that affect ion channels change the sensitivity of Drosophila melanogaster to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 10 (1), 1-13 (1995).
- Tinklenberg, J. A., Segal, I. S., Guo, T. Z., Maze, M. Analysis of anesthetic action on the potassium channels of the Shaker mutant of Drosophila. Annals of the New York Academy of Sciences. 625, 532-539 (1991).
- Gamo, S., Ogaki, M., Nakashima-Tanaka, E. Strain differences in minimum anesthetic concentrations in Drosophila melanogaster. Anesthesiology. 54 (4), 289-293 (1981).
- Campbell, J. L., Nash, H. A. The visually-induced jump response of Drosophila melanogaster is sensitive to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 12 (4), 241-251 (1998).
- Perouansky, M., Hentschke, H., Perkins, M., Pearce, R. A. Amnesic concentrations of the nonimmobilizer 1,2-dichlorohexafluorocyclobutane (F6, 2N) and isoflurane alter hippocampal theta oscillations in vivo. Anesthesiology. 106 (6), 1168-1176 (2007).
