Summary
Le présent protocole décrit une méthode de mise en place d’un dispositif rentable basé sur une plate-forme à bascule utilisé pour induire une privation de sommeil chez la souris. Cet appareil s’est avéré efficace pour provoquer des perturbations dans les habitudes de sommeil mises en évidence par l’électroencéphalogramme (EEG), ainsi que pour induire des changements métaboliques et moléculaires associés à la privation de sommeil.
Abstract
La perturbation du rythme circadien fait référence à la désynchronisation entre l’environnement ou le comportement externe et l’horloge moléculaire endogène, ce qui nuit considérablement à la santé. La privation de sommeil est l’une des causes les plus fréquentes de perturbation du rythme circadien. Diverses modalités (par exemple, plates-formes sur l’eau, manipulation douce, chambres à barres coulissantes, tambours rotatifs, agitateurs orbitaux, etc.) ont été rapportées pour induire une privation de sommeil chez la souris afin d’étudier ses effets sur la santé. La présente étude présente une méthode alternative pour la privation de sommeil chez la souris. Un dispositif automatisé basé sur une plate-forme à bascule a été conçu pour être rentable et perturber efficacement le sommeil des souris hébergées en groupe à des intervalles de temps réglables. Cet appareil induit des changements caractéristiques de la privation de sommeil avec une réponse minimale au stress. Par conséquent, cette méthode peut s’avérer utile pour les chercheurs intéressés à étudier les effets et les mécanismes sous-jacents de la privation de sommeil sur la pathogenèse de plusieurs maladies. De plus, il offre une solution rentable, en particulier lorsque plusieurs dispositifs de privation de sommeil doivent fonctionner en parallèle.
Introduction
La perturbation du rythme circadien fait référence à la désynchronisation entre l’environnement ou le comportement externe et l’horloge biologique endogène. L’une des causes les plus courantes de perturbation du rythme circadien est la privation de sommeil1. La privation de sommeil affecte non seulement négativement la santé humaine, mais augmente également considérablement le risque de nombreuses maladies, notamment le cancer2 et les maladies cardiovasculaires3. Cependant, les mécanismes sous-jacents aux effets néfastes de la privation de sommeil restent largement inconnus, et l’établissement de modèles de privation de sommeil est essentiel pour améliorer notre compréhension à cet égard.
Diverses méthodes de privation de sommeil chez la souris ont été rapportées, telles que l’utilisation de plates-formes d’eau4, la manipulation douce5, les chambres à barres coulissantes6, les tambours rotatifs7 et les protocoles d’agitation de cage5, 8, 9. Les chambres à barres coulissantes balaient automatiquement les barres sur le fond de la cage, forçant les souris à marcher dessus et à rester éveillées. Les protocoles d’agitation des cages consistent à placer des cages sur des agitateurs orbitaux de laboratoire, ce qui entraîne une perturbation efficace du sommeil. Bien que ces méthodes soient automatiques et efficaces, elles peuvent être coûteuses lorsque plusieurs appareils doivent fonctionner en parallèle, en particulier pour des modèles d’étude spécifiques qui impliquent un grand nombre de souris privées de sommeil nécessaires au profilage génétique circadien. D’autre part, les plates-formes d’eau et les protocoles de manipulation douce sont des méthodes moins chères et plus simples couramment utilisées pour induire la privation de sommeil. Cependant, la plate-forme d’eau ne permet pas le contrôle automatique des cycles de privation-repos préspécifiés10,11, et une manipulation en douceur nécessite une vigilance continue de la part des chercheurs pour perturber le sommeil. De plus, d’autres modalités, comme la rotation des tambours, peuvent être perturbées par l’isolement social ou le stress12.
En nous inspirant de la méthode basée sur un agitateur orbital, nous visons à introduire un protocole pour l’établissement d’un dispositif basé sur une plate-forme à bascule pour la privation de sommeil chez la souris. Cette méthode est bon marché, efficace, peu stressante, contrôlable et automatisée. Le protocole actuel nous permet de créer un dispositif basé sur une plate-forme à bascule à un coût environ dix fois moins cher que celui des agitateurs orbitaux, en fonction de notre accessibilité. Ce dispositif a efficacement perturbé le sommeil chez les souris logées en groupe et a induit des changements caractéristiques de privation de sommeil avec une réponse minimale au stress. Il sera particulièrement utile pour les chercheurs intéressés à étudier les effets et les mécanismes sous-jacents de la privation de sommeil sur la pathogenèse de plusieurs maladies, en particulier lorsque l’étude implique une privation de sommeil en plusieurs groupes en parallèle.
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Protocol
Tous les protocoles expérimentaux sur les animaux de cette étude ont été approuvés par le Comité d’éthique du bien-être des animaux de laboratoire de l’hôpital Renji, école de médecine de l’Université Jiao Tong de Shanghai. Des souris mâles C57BL/6J, âgées de 8 à 10 semaines, ont été utilisées dans l’étude. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Les principales pièces nécessaires à la mise en place de l’appareil sont répertoriées à la figure 1A.
1. Préparation du dispositif de privation de sommeil
- Fixez une extrémité d’un caniveau en acier fendu de 50 cm au milieu d’un caniveau en acier fendu de 40 cm à l’aide de vis (voir le tableau des matériaux) pour obtenir une structure en forme de T ; répétez le processus et faites deux de ces structures en forme de T (Figure 1B-a).
- Placez les deux structures en forme de T vers le haut parallèlement à 30 cm l’une de l’autre et reliez le bas des deux structures en forme de T à l’aide d’un cylindre en acier de 30 cm compatible avec les vis (voir le tableau des matériaux) à l’aide de vis (figure 1B-b).
- Placez une plate-forme rectangulaire en acier (20 × 25 cm) (voir le tableau des matériaux) entre les deux structures en forme de T (figure 1B-c).
REMARQUE : Si des plates-formes rectangulaires en acier prêtes à l’emploi de la taille spécifiée ne sont pas disponibles, on peut en fabriquer une en soudant des aciers plats de 2 mm d’épaisseur. - Fixez chaque extrémité d’un cylindre d’acier de 30 cm compatible avec les vis fixé dans la plate-forme à deux roulements fixés sur chacune des structures en forme de T à 10 cm du haut (figure 1B-d).
- Fixez un support de moteur (voir le tableau des matériaux) sur l’une des structures en forme de T à 25 cm du haut à l’aide de vis (Figure 1B-e).
REMARQUE : Alternativement, l’adhésif de construction peut être utilisé pour fixer le support du moteur sur la structure en forme de T au lieu des équipes. - Installez un moteur (voir le tableau des matériaux) sur le support du moteur à l’aide de vis (Figure 1B-f).
- Fixez un ventilateur de refroidissement (voir le tableau des matériaux) à l’aide de bandes autobloquantes sur la structure en forme de T située sous le moteur (Figure 1B-g).
- Fixez l’extrémité du palier d’une bielle à un coin de plate-forme faisant face au moteur à l’aide de vis (Figure 1B-h).
- Fixez une autre extrémité de la bielle à l’arbre du moteur à l’aide de vis (Figure 1B-i).
- Percez deux trous de 4 mm à chacun des quatre coins d’un récipient en plastique ou d’une cage standard pour animaux (voir le tableau des matériaux) à l’aide d’une perceuse électrique, et percez deux trous de 4 mm et un trou inférieur de 6 mm sur le côté gauche de la cage (figure 1B-j).
- Fixez la cage sur la plate-forme rectangulaire à l’aide de bandes autobloquantes à travers les trous d’angle (Figure 1B-k).
- Percez un trou de 5 mm dans le bouchon d’un tube à centrifuger de 50 ml à l’aide d’une perceuse électrique et bouchez le trou à l’aide d’une longue buse munie d’un robinet à bille pour éviter les fuites d’eau.
REMARQUE : L’hydrogel serait une option alternative pour l’approvisionnement en eau si la personnalisation des bouteilles d’eau est difficile. - Fixez la bouteille d’eau personnalisée sur le côté gauche de la cage à l’aide de bandes autobloquantes à travers les deux trous de 4 mm, la buse passant par le trou de 6 mm (Figure 1B-l).
- Connectez les fils électriques de sortie de l’adaptateur bloc d’alimentation aux deux bornes du moteur (Figure 1B-l).
REMARQUE : Il n’y a pas d’exigence de polarité spécifique pour connecter les fils aux bornes du moteur. - Connectez les fils électriques d’entrée de l’adaptateur bloc d’alimentation au contacteur temporisé (Figure 1B-m).
2. Induction de la privation de sommeil
- Appuyez sur les boutons de signe plus les plus à droite sur les moitiés gauche et droite du contacteur de temps (voir Tableau des matériaux), respectivement, jusqu’à ce que « M » apparaisse sur les compteurs mécaniques des deux côtés (Figure 1C-a).
- Appuyez sur les boutons du signe plus du milieu sur les moitiés gauche et droite du contacteur de temps jusqu’à ce que « 5M » apparaisse sur les compteurs mécaniques des deux côtés (Figure 1C-b).
- Appuyez sur le bouton du signe plus le plus à gauche sur la moitié gauche du contacteur de temps jusqu’à ce que « 15M » apparaisse sur le compteur mécanique gauche (Figure 1C-c).
REMARQUE : Le contacteur de temps sera alors allumé pendant 15 min et éteint pendant 5 min en mode cyclique. - Mettez les souris dans la cage avec de l’eau et de la nourriture ad libitum.
- Alimentez le contacteur temporisé et le ventilateur de refroidissement en alimentation.
REMARQUE : La plate-forme basculera maintenant à 10 tr/min. - Pesez chaque souris à l’heure Zeitgeber 0 (ZT0) tous les jours.
REMARQUE : La lumière est allumée de 8 h (ZT0) à 20 h (ZT12).
3. Test de tolérance au glucose par voie orale
- Mesurez la glycémie à jeun chez les souris à jeun en prélevant du sang dans les veines de la queue.
- Injecter une solution de glucose dans chaque souris (2 g/kg de poids corporel) par voie intrapéritonéale à l’aide de seringues de 1 ml.
- Prélevez des échantillons de sang dans la veine de la queue et testez la glycémie 15 min, 30 min, 60 min et 120 min après l’injection de glucose, respectivement.
- Remettez les souris dans la cage avec la nourriture et l’eau ad libitum après le test.
4. Prélèvement des tissus cérébraux
- Décapita les souris après une anesthésie adéquate en les exposant à l’isoflurane (2%) pendant 3 à 5 minutes.
- Exposez le crâne et faites une incision verticale de 1 cm au niveau du crâne à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
- Retirez le crâne à l’aide d’hémostatiques de moustiques (voir le tableau des matériaux) pour exposer le tissu cérébral.
- Déplacez doucement tout le cerveau hors de la cavité crânienne à l’aide d’une pince à épiler incurvée.
REMARQUE : Le tissu cérébral doit être retiré conformément aux politiques locales. - Lavez le tissu cérébral à l’aide d’une solution saline tamponnée au phosphate froid (1x PBS, 4 °C).
- Congelez le tissu cérébral intact dans de l’azote liquide et transférez le tissu à -80 °C pour un stockage à long terme.
REMARQUE : Lorsqu’il est stocké à -80°C, le tissu cérébral congelé est stable pendant au moins 6 mois.
5. Détection de l’expression génique par réaction en chaîne par polymérase (PCR)
- Décongeler les tissus cérébraux à 4 °C ou sur de la glace.
- Transférez le tissu dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL et extrayez l’ARN total à l’aide de la méthode à base de TRIzol13.
- Mesurer la concentration d’ARN à l’aide d’un spectrophotomètre (voir le tableau des matériaux) après extraction de l’ARN.
- Effectuer la transcription inverse de l’ARN total (1 μg) en ADN complémentaire (ADNc) à l’aide d’un kit commercial14.
- Mesurer les niveaux d’expression génique par réaction en chaîne par polymérase à transcription inverse en temps réel15.
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Representative Results
Le dispositif établi pour la privation de sommeil chez la souris est illustré à la figure 1D. Au jour 7 après le début de la privation de sommeil, la surveillance de l’électroencéphalogramme (EEG) et de l’électromyographie (EMG)16 a indiqué que l’appareil réduisait considérablement la durée du sommeil et augmentait la durée de l’éveil chez la souris (Figure 2A-D). Pendant ce temps, le protocole actuel a considérablement augmenté l’accumulation d’adénosine et les niveaux d’ARNm d’Homer1a dans le cerveau (Figure 2E, F), qui sont des marqueurs de privation de sommeil réussie17. À l’aide d’un kit ELISA18, nous avons observé que les taux sériques de corticostérone n’étaient pas significativement modifiés par le protocole actuel de privation de sommeil (Figure 2G). Après une privation de sommeil pendant 7 jours, le poids corporel et le poids du thymus ont diminué de manière significative (Figure 3A-D), ce qui est conforme aux rapports précédents19. De plus, la tolérance au glucose était significativement altérée chez les souris après privation de sommeil (Figure 3E,F). Pour étudier les changements dans l’expression des gènes de l’horloge, des tissus cérébraux ont été prélevés toutes les 4 heures tout au long de la journée. Nous avons observé que les modèles d’expression des gènes de l’horloge dans le cerveau étaient significativement modifiés après la privation de sommeil (Figure 3G et Tableau 1), suggérant une perturbation de l’horloge moléculaire20.
Figure 1 : Mise en place du dispositif à plate-forme à bascule. (A) Illustrations illustrant les principales pièces nécessaires à l’assemblage du dispositif à plate-forme à bascule. (B) Étapes détaillées démontrant l’assemblage du dispositif de privation de sommeil. (C) Images affichant les réglages des paramètres dans le contacteur horaire. (D) Photographie de la chambre d’agitation entièrement assemblée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Évaluation des troubles du sommeil et des taux sériques de corticostérone chez la souris. (A) Schéma illustrant l’enregistrement EEG/EMG chez la souris pendant la privation de sommeil. (B) Enregistrements EEG/EMG représentatifs retracés chez la souris. (C) Formes d’onde EEG/EMG représentatives chez la souris pendant l’éveil, le NREM et le REM. (D) Pourcentage de la durée de l’éveil, de la durée du NREM et de la durée du sommeil paradoxal enregistrés chez les souris perturbées par le sommeil et les souris témoins (n = 4 souris/groupe). *P < 0,05, ***P < 0,001. L’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un test t non apparié. Abréviations : CTR, groupe témoin ; NREM, Mouvements oculaires non rapides ; REM, Mouvements oculaires rapides ; SD, groupe de privation de sommeil. (E) les niveaux d’ARNm d’Homer1a dans les tissus cérébraux mesurés chez des souris perturbées par le sommeil et des souris témoins (n = 4 souris/groupe). *P < 0,05, l’analyse statistique a été réalisée à l’aide d’un test t non apparié. Abréviations : CTR, groupe témoin ; Homer1a, protéine d’échafaudage Homer 1a ; SD, groupe de privation de sommeil. (F) Teneur en adénosine dans le tissu cérébral mesurée chez des souris perturbées par le sommeil et des souris témoins (n = 4 souris/groupe) à l’aide d’un kit ELISA. *P < 0,05, l’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un test t non apparié à chaque point temporel. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (G) Concentration sérique de corticostérone mesurée chez des souris dont le sommeil est perturbé et des souris témoins (n = 4 souris par point temporel/groupe). L’analyse statistique a été réalisée à l’aide d’une analyse de variance à deux facteurs. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Changements physiopathologiques après privation de sommeil chez la souris. (A) Images représentatives montrant la taille des souris dans les groupes indiqués. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (B) Changements de poids corporel après le début de la privation de sommeil dans les groupes indiqués (n = 24 souris par groupe). **P < 0,001, l’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un test t non apparié. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (C) Images représentatives montrant la taille du thymus dans les groupes indiqués. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (D) Comparaison des rapports entre le poids du thymus et le poids corporel entre les deux groupes (n = 24 souris par groupe). **P < 0,001, l’analyse statistique a été réalisée à l’aide d’un test t non apparié. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (E) Résultats du test de tolérance au glucose intrapéritonéal dans les groupes indiqués (n = 5 par groupe). *P < 0,01 ; **P < 0,001, l’analyse statistique a été réalisée à l’aide d’un test t non apparié. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (F) Comparaison de l’aire sous la courbe (ASC) du test de tolérance au glucose intrapéritonéal entre le groupe privatif de sommeil et le groupe témoin (n = 5 par groupe). **P < 0,001, l’analyse statistique a été réalisée à l’aide d’un test t non apparié. Abréviations : CTR, groupe témoin ; SD, groupe de privation de sommeil. (G) Les profils d’expression circadiens des gènes de l’horloge (Bmal1, Dbp, Cry1, Cry2, Nr1d1, Nr1d2, Per1 et Per2) dans les tissus cérébraux ont été mesurés dans le groupe privatif de sommeil et le groupe témoin (n = 4 souris par point de temps/groupe). Les données ont été comparées à l’aide d’une régression cosinusoïdale non linéaire, et les courbes d’expression des gènes de l’horloge ont été ajustées à l’aide du package R CircaCompare. Les valeurs de p sont fournies comme indiqué. Abréviations : A, amplitude ; Bmal1, cerveau et muscle Arnt-like 1 ; Cry1, régulateur circadien cryptochrome 1 ; Cry2, régulateur circadien cryptochrome 2 ; CTR, groupe témoin ; Dbp, protéine de liaison au site D ; M, mesor ; Nr1d1, récepteur nucléaire de la sous-famille 1 du groupe D membre 1 ; Nr1d2, récepteur nucléaire de la sous-famille 1 groupe D membre 2 ; P, phase ; Per1, régulateur circadien de la période 1 ; Per2, régulateur circadien de la période 2 ; SD, groupe de privation de sommeil. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Gènes de l’horloge | Bmal | Dbp (en anglais seulement) | Pleurer1 | Cry2 (en anglais seulement) | Nr1d1 | Nr1d2 | Per1 | Per2 | |
| Rythmicité | Contrôle | P < 0,05 | P < 0,01 | P < 0,001 | P < 0,05 | P < 0,001 | P < 0,01 | P < 0,001 | P < 0,001 |
| Privation de sommeil | P < 0,05 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | |
| Acrophase (heure Zeitgeber) | Contrôle | 22 | 12 | 17 | 15 | 11 | 14 | 14 | 16 |
| Privation de sommeil | 10 | 24 | 4 | 3 | 22 | 0 | 1 | 1 | |
| Estimation de Mesor | Contrôle | 0.933 | 2.242 | 1.136 | 1.171 | 1.799 | 1.41 | 1.289 | 1.033 |
| Privation de sommeil | 0.826 | 2.101 | 1.094 | 1.155 | 1.756 | 1.399 | 0.999 | 0.888 | |
| Estimation de l’amplitude | Contrôle | 0.099 | 0.746 | 0.305 | 0.131 | 0.494 | 0.314 | 0.294 | 0.341 |
| Privation de sommeil | 0.108 | 0.866 | 0.342 | 0.168 | 0.503 | 0.323 | 0.388 | 0.305 | |
Tableau 1 : La présence de la rythmicité, de l’estimation du mésore, de l’estimation de l’amplitude et de l’acrophase pour les gènes de l’horloge testés dans chaque groupe.
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Discussion
Les modèles murins de privation de sommeil sont essentiels pour étudier les effets de la perturbation du sommeil sur diverses maladies, notamment les maladies cardiovasculaires21, les troubles psychiatriques22 et les troubles neurologiques23. Parmi les stratégies de privation de sommeil existantes chez la souris, les approches physiques qui impliquent des interruptions répétitives et à court terme du sommeil sont les plus couramment utilisées 5,7,12. Ces approches physiques comprennent l’utilisation de plates-formes d’eau4, de manutention douce5, de chambres à barres coulissantes 6,24, de tambours rotatifs7 ou d’agitateurs orbitaux 8,9,25,26.
Pour induire efficacement la privation de sommeil chez les souris, les méthodes idéales devraient réveiller les souris avec un stimulus non stressant. L’appareil choisi doit également être automatisé et facilement contrôlable pour ajuster les cycles de privation-repos. Parmi les méthodes mentionnées, la chambre à barre coulissante répond à la plupart de ces exigences. Cependant, il est coûteux et peut parfois nuire aux souris. Une autre méthode efficace et peu stressante est le protocole 7,8,9,25 basé sur un agitateur orbital, où une cage est placée sur un agitateur orbital de laboratoire standard connecté à un contrôleur de temps, ce qui entraîne des interruptions répétitives du sommeil. Cependant, lorsque des plans d’étude spécifiques nécessitent plusieurs agitateurs orbitaux pour fonctionner en parallèle, le coût peut devenir prohibitif pour certains groupes de recherche.
Inspirée par les méthodes de l’agitateur orbital, la présente étude présente un protocole détaillé étape par étape pour la mise en place d’un équipement de privation de sommeil basé sur une plate-forme à bascule. Son coût est d’environ un dixième de celui des agitateurs orbitaux de laboratoire, ce qui le rend plus accessible. L’efficacité du dispositif introduit chez la souris a été validée, comme l’indiquent les données de surveillance EEG/EMG qui ont montré une durée de sommeil significativement raccourcie et une augmentation des marqueurs de privation de sommeil. De plus, ce dispositif basé sur une plate-forme à bascule n’a pas modifié de manière significative les taux sériques de corticostérone chez la souris. Dans l’ensemble, nous avons introduit un nouveau dispositif automatisé de privation de sommeil qui est peu coûteux, efficace, peu stressant et contrôlable.
Malgré ses avantages, le protocole actuel présente certaines limites. Tout d’abord, contrairement aux appareils prêts à l’emploi disponibles dans le commerce, le dispositif de privation de sommeil présenté ici nécessite un assemblage par les expérimentateurs. Cependant, des protocoles détaillés étape par étape et des illustrations ont été fournis pour simplifier le processus. Deuxièmement, tous les matériaux nécessaires à l’établissement de l’appareil ne sont pas disponibles dans le commerce, et une certaine personnalisation des matériaux peut être nécessaire en fonction des spécifications fournies dans ce travail. Troisièmement, les bouteilles d’eau conventionnelles utilisées avec la plate-forme à bascule peuvent subir des fuites, ce qui nécessite l’utilisation de bouteilles d’eau personnalisées pour éviter ce problème.
En conclusion, cette étude présente une méthode rentable et efficace pour établir un dispositif alternatif pour induire la privation de sommeil chez les souris logées en groupe. Ce protocole peut aider les chercheurs à étudier les effets et les mécanismes sous-jacents de la privation de sommeil sur un large éventail de problèmes de santé.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82230014, 81930007, 82270342), du Shanghai Outstanding Academic Leaders Program (18XD1402400), de la Commission des sciences et de la technologie de la municipalité de Shanghai (22QA1405400, 201409005200, 20YF1426100), du Shanghai Pujiang Talent Program (2020PJD030), du SHWSRS (2023-62), du Shanghai Clinical Research Center for Aging and Medicine (19MC1910500) et du programme d’innovation postdoctorale du Bengbu Medical College (Byycxz21075).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Axygen | MCT-150-C-S | |
| 50 mL centrifuge tube | NEST | 602002 | |
| Adenosine ELISA kit | Ruifan technology | RF8885 | |
| Animal cage | ZeYa tech | MJ2 | |
| Blood glucose meter | YuYue | 580 | |
| C57BL/6J Mice | JieSiJie Laboratory Animal | N/A | Age: 8-10 weeks |
| Connecting rod | ShengXiang Tech | N/A | Length: 20 cm |
| Cooling fan | LiMing | EFB0805VH | Supply voltage: 5 V; Power consumption: 1.2 W; Air flow: 26.92 cfm; Dimensions: 40 mm * 40 mm * 56 mm |
| Corticosterone ELISA kit | Elabscience | E-OSEL-M0001 | |
| EEG/EMG recording and analysis system | Pinnacle Technology | 8200-K1-iSE3 | |
| Isoflurane | RWD | 20071302 | |
| mosquito hemostats | FST | 13011-12 | Surgical instrument |
| Motor and motor mount | MingYang | MY36GP-555 | Supply voltage: 24 V dc; Shaft diameter: 8 mm; Maximum output torque: 100 Kgf.cm; Maximum output speed: 10 rpm |
| NanoDrop 2000c | Thermo Scientific | NanoDrop 2000c | |
| Power brick adapter | MingYang | QiYe-0243 | Input voltage: 110-220V ac; Output voltage: 24 V dc; Outputcurrent: 2 A; Cable length: 2 m |
| qPCR commercial kit | Vazyme | Q711-02 | |
| qPCR measurement equipment | Roche | 480 | |
| Rectangle platform attached with a screw-compatible steel cylinder | Customized | N/A | Width: 20 cm; length: 25 cm; length of the cylinder: 30 cm, thickness: 2 mm |
| Reverse RNA to cDNA commercial kit | Vazyme | R323-01 | |
| Screw and nut | Guwanji | N/A | Inner diameter: 6 mm, 12 mm |
| Screw-compatible steel cylinder | Customized | N/A | Length: 300 mm |
| Slotted steel channels | Customized | N/A | Length: 400 mm or 500 mm, thickness: 2 mm |
| Time contactor | LiXiang | DH48S-S | Supply voltage: 110-220 V ac; Units measured: hours, minutes, seconds; Contact configuration: DPDT |
| TRIzol | Vazyme | R401-01 |
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