Summary

Cambiamenti di equilibrio nella struttura di monitoraggio RNA da 'perossidativi' e 'ossidativo' Footprinting radicale ossidrile

Published: October 17, 2011
doi:

Summary

Questo protocollo descrive come quantificare il Mg (II)-dipendente formazione della struttura terziaria dell'RNA con due metodi di footprinting radicali idrossili.

Abstract

Molecole di RNA svolgono un ruolo essenziale in biologia. Oltre alla trasmissione di informazioni genetiche, l'RNA può piegare in unico strutture terziarie che compie un ruolo biologico specifico come regolatore, legante o catalizzatore. Informazioni sulla formazione terziaria contatto è essenziale per capire la funzione di molecole di RNA. I radicali idrossile (OH •) sono le sonde della struttura degli acidi nucleici a causa della loro elevata reattività e piccole dimensioni. 1 Quando utilizzato come sonda footprinting, i radicali idrossili mappare la superficie solvente accessibile della dorsale fosfodiestereo di DNA 1 e 2 con RNA sottile come singolo nucleotide risoluzione. Idrossile footprinting radicale può essere utilizzato per identificare i nucleotidi all'interno di una superficie di contatto intermolecolari, ad esempio nel DNA-proteina 1 e RNA-proteina complessi. Equilibrio 3 e 4 transizioni cinetica può essere determinato da condurre footprinting radicale ossidrile in funzione di una soluzione moltoil variabile o il tempo, rispettivamente. Una caratteristica fondamentale di footprinting è che l'esposizione limitata alla sonda (per esempio, 'single-hit cinetica') i risultati nel campionamento uniforme di ogni nucleotide del polimero 5.

In questo articolo il video, si usa il P4-P6 dominio del ribozima Tetrahymena per illustrare la preparazione dei campioni di RNA e la determinazione di un (II)-mediata isoterme Mg pieghevole. Descriviamo l'uso del noto protocollo di idrossile footprinting radicale che richiede H 2 O 2 (chiamiamo questo il protocollo 'perossidativi') e un valore, ma poco noto, alternativa che utilizza naturalmente disciolto O 2 (lo chiamiamo la ' ossidativo 'protocollo). Una panoramica della riduzione dei dati, la trasformazione e procedure di analisi è presentato.

Protocol

1. Preparazione dei reagenti Footprinting Preparare un tampone di reazione 10x contenente 100 cacodilato sodio mM, 1 mM EDTA, e 1 M KCl. Regolare il pH a 7,4. Filtrare il tampone usando un dispositivo di acetato 0,2 mM filtro (Nalgene). Nota: non RNA pipettare direttamente nel buffer 10x. Preparare la miscela di reazione di titolazione per ogni reazione, come indicato nella tabella 1. Il volume del mix di titolazione (1x buffer e Mg (II) alla concentrazione desiderata) dovrebbe essere di 90 microlit…

Discussion

Footprinting radicale ossidrile è uno strumento prezioso per valutare l'area solvente superficie accessibile di acidi nucleici. Formazione qualitativa e quantitativa della struttura terziaria 14 può essere seguita in funzione di parametri quali il tipo e la concentrazione di ioni, pH, temperatura, proteine ​​di legame o pieghevoli co-fattori. La combinazione vincente di un protocollo di dritto in avanti ed economico e l'accessibilità conseguente solvente e le informazioni su un pieghevole a sin…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalle concessioni dal National Institute of Health RO1-GM085130 e la National Science Foundation MCB0929394. Ringraziamo il Dott. Marion Schmidt per la sua ospitalità e per averci permesso di filmare nel suo laboratorio.

Materials

Name Company Cat#
Sodium Cacodylate (Caution! Toxic) Sigma C4945-25g
EDTA (0.5 M) Ambion AM9260G
DEPC treated water Ambion AM9915G
Sodium Acetate (3 M) Ambion AM9740
MgCl2 (1 M) Ambion AM9530G
Urea Ambion AM9902
Sodium Citrate Sigma W302600
tRNA Sigma R-7876
Sodium-L-ascorbate Sigma A7631-25g
Fe(NH4)2(SO4)2 . 6 H2O Sigma F1543-500g
RNase T1 Fermentas EN0541
Hydrogen Peroxide (30%) Sigma 349887

References

  1. Tullius, T. D., Dombroski, B. A. Hydroxyl radical “footprinting”: high-resolution information about DNA-protein contacts and application to lambda repressor and Cro protein. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 5469-5473 (1986).
  2. Celander, D. W., Cech, T. R. Iron(II)-ethylenediaminetetraacetic acid catalyzed cleavage of RNA and DNA oligonucleotides: similar reactivity toward single- and double-stranded forms. 生物化学. 29, 1355-1361 (1990).
  3. Celander, D. W., Cech, T. R. Visualizing the higher order folding of a catalytic RNA molecule. Science. 251, 401-407 (1991).
  4. Sclavi, B., Sullivan, M., Chance, M. R., Brenowitz, M., Woodson, S. A. RNA folding at millisecond intervals by synchrotron hydroxyl radical footprinting. Science. 279, 1940-1943 (1998).
  5. Tullius, T. D., Dombroski, B. A., Churchill, M., Kam, L. Hydroxyl radical footprinting: a high-resolution method for mapping protein-DNA contacts. Methods. Enzym. 155, 537-558 (1987).
  6. Milligan, J. F., Groebe, D. R., Witherell, G. W., Uhlenbeck, O. C. Oligoribonucleotide synthesis using T7 RNA polymerase and synthetic DNA templates. Nucleic. Acids. Res. 15, 8783-8798 (1987).
  7. Schlatterer, J. C., Brenowitz, M. Complementing global measures of RNA folding with local reports of backbone solvent accessibility by time resolved hydroxyl radical footprinting. Methods. 49, 142-147 (2009).
  8. Sambrook, J., Russell, D. W. . Molecular Cloning: A Laboratory Manual. , (2001).
  9. Zaug, A. J., Grosshans, C. A., Cech, T. R. Sequence-specific endoribonuclease activity of the Tetrahymena ribozyme: enhanced cleavage of certain oligonucleotide substrates that form mismatched ribozyme-substrate complexes. 生物化学. 27, 8924-8931 (1988).
  10. Knapp, G. Enzymatic approaches to probing of RNA secondary and tertiary structure. Methods. Enzym. 180, 192-212 (1989).
  11. Slatko, B. E., Albright, L. M. Denaturing gel electrophoresis for sequencing. Curr. Protoc. Mol. Biol. Chapter 7, Unit 7.6-Unit 7.6 (2001).
  12. Das, R., Laederach, A., Pearlman, S. M., Herschlag, D., Altman, R. B. SAFA: semi-automated footprinting analysis software for high-throughput quantification of nucleic acid footprinting experiments. RNA. 11, 344-354 (2005).
  13. Simmons, K., Martin, J. S., Shcherbakova, I., Laederach, A. Rapid quantification and analysis of kinetic *OH radical footprinting data using SAFA. Methods. Enzym. 468, 47-66 (2009).
  14. Uchida, T., He, Q., Ralston, C. Y., Brenowitz, M., Chance, M. R. Linkage of monovalent and divalent ion binding in the folding of the P4-P6 domain of the Tetrahymena ribozyme. 生物化学. 41, 5799-5806 (2002).
  15. Cate, J. H., Gooding, A. R., Podell, E., Zhou, K., Golden, B. L., Kundrot, C. E., Cech, T. R., Doudna, J. A. Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science. 273, 1678-1685 (1996).
  16. Petri, V., Brenowitz, M. Quantitative nucleic acids footprinting: thermodynamic and kinetic approaches. Curr. Opin. Biotechnol. 8, 36-44 (1997).
  17. Takamoto, K., Das, R., He, Q., Doniach, S., Brenowitz, M., Herschlag, D., Chance, M. R. Principles of RNA compaction: insights from the equilibrium folding pathway of the P4-P6 RNA domain in monovalent cations. J. Mol. Biol. 343, 1195-1206 (2004).
  18. Brenowitz, M., Senear, D. F., Shea, M. A., Ackers, G. K. Quantitative DNase footprint titration: a method for studying protein-DNA interactions. Methods. Enzym. 130, 132-181 (1986).
  19. Shcherbakova, I., Mitra, S. Hydroxyl-radical footprinting to probe equilibrium changes in RNA tertiary structure. Methods. Enzym. 468, 31-46 (2009).
  20. Howlett, G. J., Minton, A. P., Rivas, G. Analytical ultracentrifugation for the study of protein association and assembly. Curr. Opinion. Chem. Biol. 10, 430-436 (2006).
  21. McGinnis, J. L., Duncan, C. D., Weeks, K. M. High-throughput SHAPE and hydroxyl radical analysis of RNA structure and ribonucleoprotein assembly. Methods. Enzym. 468, 67-89 (2009).
  22. Jonikas, M. A., Radmer, R. J., Laederach, A., Das, R., Pearlman, S., Herschlag, D., Altman, R. B. Coarse-grained modeling of large RNA molecules with knowledge-based potentials and structural filters. RNA. 15, 189-199 (2009).
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Bachu, R., Padlan, F. S., Rouhanifard, S., Brenowitz, M., Schlatterer, J. C. Monitoring Equilibrium Changes in RNA Structure by ‘Peroxidative’ and ‘Oxidative’ Hydroxyl Radical Footprinting. J. Vis. Exp. (56), e3244, doi:10.3791/3244 (2011).

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