Summary

くも膜下出血の急性および後期後遺症の研究のためのウサギの血液シャントモデル:技術的側面

Published: October 02, 2014
doi:

Summary

The experimental intracranial pressure-controlled blood shunt subarachnoid hemorrhage (SAH) model in the rabbit combines the standard procedures — subclavian artery cannulation and transcutaneous cisterna magna puncture, which enables close mimicking of human pathophysiological conditions after SAH. We present step-by-step instructions and discuss key surgical points for successful experimental SAH creation.

Abstract

初期の脳損傷および遅延脳血管攣縮の両方が、くも膜下出血(SAH)後に不利な結果に貢献しています。両方の条件をシミュレートし、再現可能かつ制御可能な動物モデルは、現在、まれである。したがって、新しいモデルはSAHに起因するヒトの病態生理学的状態を模倣するために必要とされる。

このレポートでは、脳内の圧力(ICP)の制御を可能にウサギ血液シャントSAHモデルの技術的なニュアンスを説明しています。体外シャントは、動脈系と閉じた頭蓋内、検者に依存しないSAHを可能にくも膜下腔、の間に配置される。ステップバイステップの手続きの手順や必要な機器が記載されているだけでなく、技術的な検討事項最小限の死亡率および罹患率を持つモデルを生成する。この堅牢シンプルで一貫性のICP-制御SAHのウサギモデルの成功の外科的作成に必要な重要な詳細が説明されている。

Introduction

くも膜下出血(SAH)は、頻繁に永続的な神経障害や死につながる1、神経病理学的な条件を脅かす最も生命の一つです。過去の研究では、SAH 2に関連する神経障害の主要な病因として、遅延脳血管攣縮(DCVS)に焦点を当てている。しかし、血管痙攣の治療後にSAHに罹患している患者の一般的に不良な臨床転帰は、SAH 3後早期脳損傷(EBI)の影響を含めるための研究の焦点の拡大をもたらした。 SAH後の不良な臨床転帰に貢献するEBIとDCVS両方の重要性の理解は、より効果的な治療戦略の開発に不可欠である。

これまで、大槽へのシングルとダブルの自己血注入はDCVS 2-6の研究のためのSAH誘導のための標準的な方法であった。一般的に、以前の研究で使用されているが、このモデルは最も可能性の高いEBI 7誘発性SAHに関連した神経病理学主要な変更点を再現していません。対照的に、血管穿孔を部分的EBI 7の症状を模倣する重度の急性病態生理学的変化を生じることが知られている。

このレポートでは、SAHの新規ウサギモデルが記載された技術では、標準的な大槽モデルは動脈系を接続することにより適合されているそれによって、SAH誘発性病理8-10のより正確な特性評価が可能、EBIとDCVS両方の調査を可能にするように設計について説明します体外シャントを経由して鎖骨下動脈と大槽の。血流がそれによってウサギの生理機能にリンクされ、動脈血および頭蓋内圧との間の圧力勾配によって駆動される。脳内の圧力(ICP)は、拡張期血圧が等しく、シャントシステム内の血液が凝固する際の出血が停止します。ホスト&#を利用し8217;の生理機能を確実EBIとDCVS両方の表現型3,8-10を生産SAHのより一貫性のあるモデルにつながる、審査官依存のSAH誘導を低減します。

Protocol

2.5計量三ヶ月齢の雌のニュージーランドウサギ – 3.5キロは、この手順のために使用された。この研究は、実験動物の管理と使用のための健康ガイドラインの国立研究所に従ってベルン、スイス(承認#105/13)のカントンの動物管理委員会の承認を得て実施した。すべての外科的処置はベルン、スイスのベルン大学病院での臨床研究科の実験的手術研究所で、無菌条件下で行った。獣医麻酔?…

Representative Results

SAHのウサギ血液シャントモデルは、このレポートに記載されて負傷した後、早ければ24時間として、海馬( 図2A、B)、基底皮質( 図2A、B)及び脳血管系( 図2C)でEBIを生成し、特性を示している血液分布( 図2D)8。また、モデルはSAH誘導後3日目( 図3)10 日にDCVS重度の度に中程度をトリガします?…

Discussion

シャントモデルは、急性SAH 3,8,10後にヒトにおいて観察されたものと同様の病理を生成する。それはEBIは、悪化させるの維持、さらにはDCVS 12をトリガし、そのようなこのモデルはSAH後のEBIとDCVS相互作用を含む初期および後期DCVSフェーズ、の両方を調査するのに役立つ可能性があることが示唆されている。具体的には、DSA 13、コンピュータ断層撮影血管造影14、</sup…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、初期の草稿の校正のためのローリー·フォン·Melchner、ベルン大学病院、脳神経外科、ベルン、スイス、校正のための原稿を編集しPaskusエレミヤ、ボストン小児病院、マサチューセッツ州ボストンに感謝します。私たちは、ダニエル·メトラー、DVM、マックス·ミュラー、DVM、ダニエルZalokar、およびOlgica Beslac、実験外科研究所、臨床研究科、ベルン大学、ベルン、スイスからの動物の世話、麻酔および手術支援の熟練した管理を感謝しています。私たちは、生理学的パラメータのリアルタイムデータの監視と事後処理のために、マイケルLensch、ヘッドリサーチナース、集中治療医学科、ベルン大学病院やベルン大学、ベルン、スイスに感謝します。私たちは、その優れた研究室の技術的および手術支援のため、エディンNevzati、カール·室井、そしてサロメエルハルトに感謝します。

この作品はIntensiv省によってサポートされていましたEケア医学、ベルン大学病院やベルン、ベルン、スイス、臨床研究科、ベルン、ベルン、スイスの大学の大学、Kantonsspitalアーラウ、アーラウ、スイス研究基金。私たちは、 図1および2のためのリプリント許可、エルゼビアに感謝します。

Materials

Name Company Catalog Number Comments/Description
Equipment
operation microscope Zeiss, Jena, Germany Zeiss, OPMI-MD surgical microscope
surgical equipment B. Braun, Germany forceps medical n°5, vessel sciccors 8cm, microclip 4mm
respirator Hugo Sachs
hair clipper 3M Surgical Clipper   Starter Kit 9667A
body warm plate FHC
blood gas analyzer Radiometer, Copenhagen, Denmark ABL 725
cardiac monitoring Camino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, US AP-05
software analysis BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USA Biopac MP100 and acqKnowledge software,version 3.8.1
software analysis ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USA image-Pro Plus version 
angiography apparatus DFP 2000 A-Toshiba MIIXR0001EAA
ICP monitor Camino Laboratories, San Diego, CA, USA ICP monitor, Model 110-4B
blood flow monitor Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK CAL KIT microsphere solution
laser-Doppler flowmetry fine needle probes  Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK MNP110XP, 0.48 mm diameter
pressure tube B. Braun, Germay PE 1.0 mm × 2.0 mm
anesthesia monitor GE Medical Systems, Switzerland  Datex S5 Monitor
Material
20 G vascular catheter Smiths Medical Jelco i.v. catheter, REF 4057
5.5F three-lumen central venous catheter  Connectors, Tagelswangen, Switzerland silicone catheter STH-C040
22Gx40mm needle  Emergo Group Inc., Netherlands
high-speed microdrill Stryker, Solothurn, Switzerland 5400-15 
bone wax Ethicon, Johnson & Johnson,NJ, USA ETHW31G
bipolar forceps Aesculap, Inc., PA, US US349SP 
Ketamin Any generic product
Xylazine Any generic product
Buprenorphine Any generic product
Fentanyl Any generic product
transdermal fentanyl matrix patches  Any generic product
Lidocaine 1%  Any generic product
4% papaverin HCl  Any generic product
Neomycin sulfate  Research Organics Inc., OH, USA Any generic product
Povidone-iodine  Any generic product
0.9% sodium chloride Any generic product
Iopamidol  Abott Laboratories, IL, USA Any generic product
3-0 resorbable suture Ethicon Inc., USA VCP824G
5-0 non absorbable suture Ethicon Inc., USA 8618G
4-0 polyfilament sutures Ethicon Inc., USA VCP284G

References

  1. Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
  2. Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
  3. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
  4. Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
  5. Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
  6. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
  7. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
  8. Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
  9. Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
  10. Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
  11. Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
  12. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
  13. Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
  14. Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
  15. Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
  16. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
  17. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
  18. Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
  19. Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
  20. Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045 (2011).
  21. Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).
check_url/cn/52132?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Andereggen, L., Neuschmelting, V., von Gunten, M., Widmer, H. R., Takala, J., Jakob, S. M., Fandino, J., Marbacher, S. The Rabbit Blood-shunt Model for the Study of Acute and Late Sequelae of Subarachnoid Hemorrhage: Technical Aspects. J. Vis. Exp. (92), e52132, doi:10.3791/52132 (2014).

View Video