Summary

Visualização da formação de biofilmes de Candida albicans , usando um dispositivo Microfluidic automatizada

Published: December 14, 2017
doi:

Summary

Este protocolo descreve o uso de um dispositivo personalizável microfluidic automatizado para visualizar a formação de biofilmes de Candida albicans sob condições fisiológicas do hospedeiro.

Abstract

Candida albicans é o patógeno mais comum fúngico dos seres humanos, causando cerca de 15% dos casos de infecção hospitalar. Um atributo de grande virulência de c. albicans é sua capacidade de forma de biofilmes, comunidades estruturadas de células anexadas às superfícies bióticas e abióticas. Biofilmes de c. albicans podem formar sobre os tecidos do hospedeiro, tais como camadas da mucosa e em dispositivos médicos, tais como cateteres, marcapassos, próteses e próteses conjuntas. Biofilmes representam desafios clínicos significativos porque eles são altamente resistentes a perturbações físicas e químicas e podem atuar como reservatórios para semente infecções disseminadas. Vários ensaios de em vitro têm sido utilizados para estudar a formação de biofilmes de c. albicans , tais como ensaios de placa de microtitulação, medições de peso seco, ensaios de viabilidade celular e microscopia confocal de varredura do laser. Todos estes ensaios são ensaios de único ponto de extremidade, onde a formação de biofilme é avaliada em um ponto específico de tempo. Aqui, descrevemos um protocolo para estudar a formação de biofilme em tempo real usando um dispositivo automatizado microfluidic sob condições de fluxo laminar. Este método permite a observação da formação de biofilmes como o biofilme se desenvolve ao longo do tempo, usando condições personalizáveis que imitam os do hospedeiro, tais como aqueles encontrados em cateteres vasculares. Este protocolo pode ser usado para avaliar os defeitos de biofilme de mutantes genéticos, bem como os efeitos inibitórios dos agentes antimicrobianos no desenvolvimento do biofilme em tempo real.

Introduction

Candida albicans é um comensal membro a microbiota humana, no entanto, também é um patógeno oportunista, capaz de causar infecções fúngicas superficiais e graves1,2. Uma característica de maior virulência de c. albicans é sua habilidade de forma resiliente e biofilmes resistentes aos medicamentos, comunidades de células aderiram a uma superfície e colocados em uma matriz extracelular material1,3. Biofilmes de c. albicans são altamente estruturados, contendo várias camadas de vários tipos de células (rodada brotamento levedura forma células, as células pseudohyphal ovais e células hifais tubulares)4. Desenvolvimento de biofilmes de c. albicans começa com a adesão de células de levedura-forma redonda para uma superfície (semeando o biofilme), seguida pela proliferação destas células na superfície, e em seguida a maturação do biofilme imaturo estruturar em um totalmente formado o biofilme que está rodeado por matriz extracelular material4. O biofilme maduro é predominantemente composto por células hifais alongadas que formam redes densas e comunicantes, fornecendo a estabilidade arquitetônica para o biofilme4. Durante todo o ciclo de vida do biofilme, leveduras brotamento células dispersarem o biofilme maduro e podem viajar para outras regiões do corpo para causar infecções disseminadas ou semente novas biofilmes em outros sites4,5. C. albicans pode formar biofilmes sobre superfícies bióticas, tais como superfícies mucosas e em todo o tecido do hospedeiro e em superfícies abióticas, tais como cateteres, marcapassos, próteses e articulações protéticas. Devido às propriedades recalcitrantes de biofilmes, que são extremamente difíceis de erradicar, e em muitos casos a estratégia único tratamento eficaz é a remoção do dispositivo infectado4. Assim, é crucial investigar a formação de biofilme em condições semelhantes às observadas em situações clínicas.

Existem várias críticas na vivo modelos animais utilizados para o estudo de c. albicans biofilme formação6,7,8; no entanto, estes estudos podem ser caro e demorado e são limitados pelo número de cepas e agentes antimicrobianos que podem ser testados em um determinado momento. Em vitro biofilme ensaios, por outro lado, permitir a avaliação rápida, elevado-produção de compostos antifúngicos e cepas mutantes e são muito mais cost-effective e ético que ensaios de biofilme transportados para fora no animal modelos9, 10,11,12,13,14. Aqui descrevemos um ensaio em vitro que temos desenvolvido e otimizado para observar a formação de biofilme temporalmente sob fluxo laminar, usando um dispositivo de customizable microfluidic14,15. O ensaio permite a visualização de cada etapa de formação de biofilmes, incluindo a etapa inicial de adesão, proliferação celular, maturação do biofilme e dispersão de célula. O ensaio também é útil para visualizar as alterações de morfologia celular durante o desenvolvimento de um biofilme.

Placas de microtitulação, que são normalmente utilizadas em vitro ensaios de biofilme, enquanto alto throughput, não permito para condições de fluxo controlado. Sistemas de célula tradicional fluxo laminar permitem a avaliação contínua da formação de biofilme em condições de fluxo controlado, mas estas são muitas vezes demoradas para configurar e tendem a ter limitado throughput e controle de faixa dinâmica. O dispositivo microfluidic utilizado aqui supera estas limitações através da combinação de placas de alta taxa de transferência (contendo 48 poços) com uma câmara interna de fluxo laminar e é altamente reprodutível, versátil e personalizável.

Aqui, descrevemos um protocolo para o uso de um dispositivo disponível comercialmente microfluidic automatizado para avaliar a formação de biofilmes de um selvagem-tipo c. albicans Coe, os efeitos de um agente antifúngico conhecido no desenvolvimento de um biofilme e biofilme formação em duas cepas mutantes (bcr1Δ/Δ e efg1 Δ/Δ) que anteriormente foram relatados para ter o biofilme defeitos in vitro e in vivode17,16,18. O protocolo descrito pode ser usado para testar a eficácia de agentes antimicrobianos em inibir a formação de biofilme por meio do desenvolvimento de um biofilme e identificar os genes necessários para o desenvolvimento de biofilme normal selecionando bibliotecas mutantes.

Protocol

1. preparação da cultura de pilha fúngicas Nota: Cultura de células de conduta trabalhar (ou seja, abertura criogênicos estoque tubos, tubos de cultura celular e frascos) dentro de uma armário de biossegurança. Ligue h de lâmpada germicida pelo menos 1 de ultravioleta (UV) do armário antes do trabalho e desligar a lâmpada UV enquanto trabalhando ativamente no armário. Use luvas, óculos de segurança e equipamento de protecção adequado e descontaminar a superfície da bancada e pipe…

Representative Results

Realizamos o ensaio biofilme microfluidic descrito aqui usando um selvagem-tipo tensão de c. albicans em condições dois media (mídia RPMI-1640 e aranha), a estirpe selvagem-tipo, na presença do conhecido antifúngico anfotericina B (16 µ g/mL) em RPMI, e duas cepas mutantes anteriormente relataram para ter defeitos na formação de biofilme (bcr1Δ/Δ e efg1 Δ/Δ) na mídia de aranha. Vídeo 1 m…

Discussion

O ensaio de biofilme microfluidic personalizável descrito aqui permite a visualização da formação de biofilme em tempo real em um nível de célula única quando exposto a um fluxo laminar de taxa fixa e a temperatura constante. Ele fornece um meio poderoso para estudar o desenvolvimento de biofilmes em estirpes de tipo selvagem e mutantes, e observaram os efeitos de tratamentos de agente antimicrobiano em biofilmes nas condições que imitam condições fisiológicas em situações clínicas. Ao contrário da maior…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a todos os membros do laboratório Nobile para discussões úteis sobre ensaios de biofilme. Este estudo foi suportado pelos institutos nacionais de saúde (NIH) grant R21 AI125801 (C.J.N.). DLR foi apoiado por uma bolsa de doutoramento da Universidade de California Institute para o México e os Estados Unidos (UC-MEXUS) e o Consejo Nacional de Ciencia y Technologia (CONACYT).

Materials

BioFlux 1000z Fluxion Automated microfluidic device for live cell analysis
48-well plate 0-20 dyne Fluxion 910-0047 Microfluidic plate
Montage Software Fluxion Version 7.8.4.0 Visualization analysis software
ImageJ Software NIH https://imagej.nih.gov/ij/
Yeast Extract Criterion C7341
Bacto Peptone BD Biosciences 211677
Dextrose (D-Glucose) Fisher Scientific D163
Potassium Phosphate Monobasic Fisher Scientific P285-500
RPMI-1640 Sigma-Aldrich R6504
MOPS Sigma-Aldrich M3183
Nutrient Broth Criterion C6471
Difco D-Mannitol BD Biosciences 217020
Agar Criterion C5001
Amphotericin B Corning 30-003-CF
Sterile Inoculating Loops VWR 30002-094
Petri Dishes with Clear Lid Fisher Scientific FB0875712
Disposable Cuvettes Fisher Scientific 14-955-127
Lens Paper VWR 52846-001
Microplate and Cuvette Spectrophotometer BioTek EPOCH2TC
Shaking Incubator Eppendorf M12820004

References

  1. Nobile, C. J., Johnson, A. D. Candida albicans Biofilms and Human Disease. Annu Rev Microbiol. 69, 71-92 (2015).
  2. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clin Microbiol Rev. 17 (2), 255-267 (2004).
  3. Fox, E. P., Nobile, C. J., Dietrich, L. A., Friedmann, T. S. . Candida albicans: Symptoms, Causes and Treatment Options. , 1-24 (2013).
  4. Gulati, M., Nobile, C. J. Candida albicans biofilms: development, regulation, and molecular mechanisms. Microbes Infect. 18 (5), 310-321 (2016).
  5. Uppuluri, P., et al. Dispersion as an important step in the Candida albicans biofilm developmental cycle. PLoS Pathog. 6 (3), e1000828 (2010).
  6. Andes, D., et al. Development and characterization of an in vivo central venous catheter Candida albicans biofilm model. Infect Immun. 72 (10), 6023-6031 (2004).
  7. Nett, J. E., Marchillo, K., Spiegel, C. A., Andes, D. R. Development and validation of an in vivo Candida albicans biofilm denture model. Infect Immun. 78 (9), 3650-3659 (2010).
  8. Nett, J. E., et al. Rat indwelling urinary catheter model of Candida albicans biofilm infection. Infect Immun. 82 (12), 4931-4940 (2014).
  9. Krom, B. P., Willems, H. M. In Vitro Models for Candida Biofilm Development. Methods Mol Biol. 1356, 95-105 (2016).
  10. Hawser, S. P., Douglas, L. J. Biofilm formation by Candida species on the surface of catheter materials in vitro. Infect Immun. 62 (3), 915-921 (1994).
  11. Ramage, G., Vande Walle, K., Wickes, B. L., Lopez-Ribot, J. L. Standardized method for in vitro antifungal susceptibility testing of Candida albicans biofilms. Antimicrob Agents Chemother. 45 (9), 2475-2479 (2001).
  12. Nett, J. E., Cain, M. T., Crawford, K., Andes, D. R. Optimizing a Candida biofilm microtiter plate model for measurement of antifungal susceptibility by tetrazolium salt assay. J Clin Microbiol. 49 (4), 1426-1433 (2011).
  13. Krom, B. P., Cohen, J. B., McElhaney Feser, G. E., Cihlar, R. L. Optimized candidal biofilm microtiter assay. J Microbiol Methods. 68 (2), 421-423 (2007).
  14. Lohse, M. B., et al. Assessment and Optimizations of Candida albicans In Vitro Biofilm Assays. Antimicrob Agents Chemother. 61 (5), (2017).
  15. Winter, M. B., et al. Global Identification of Biofilm-Specific Proteolysis in Candida albicans. mBio. 7 (5), (2016).
  16. Nobile, C. J., et al. A recently evolved transcriptional network controls biofilm development in Candida albicans. Cell. 148 (1-2), 126-138 (2012).
  17. Fox, E. P., et al. An expanded regulatory network temporally controls Candida albicans biofilm formation. Mol Microbiol. 96 (6), 1226-1239 (2015).
  18. Nobile, C. J., Mitchell, A. P. Regulation of cell-surface genes and biofilm formation by the C. albicans transcription factor Bcr1p. Curr Biol. 15 (12), 1150-1155 (2005).
  19. Baker, K. . At the bench: A laboratory navigator. 27, (2005).

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Cite This Article
Gulati, M., Ennis, C. L., Rodriguez, D. L., Nobile, C. J. Visualization of Biofilm Formation in Candida albicans Using an Automated Microfluidic Device. J. Vis. Exp. (130), e56743, doi:10.3791/56743 (2017).

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