Summary

Infezione da HIV cronica, acuta e riattivata in modelli di topo immunodeficienti umanizzati

Published: December 03, 2019
doi:

Summary

Qui sono descritti tre approcci sperimentali per studiare la dinamica dell’infezione da HIV nei topi umanizzati. Il primo consente lo studio di eventi di infezione cronica, mentre i due ultimi consentono lo studio di eventi acuti dopo l’infezione primaria o la riattivazione virale.

Abstract

I topinulli umanizzati NOD/SCID/IL-2 ricapitolano alcune caratteristiche dell’immunità umana, che possono essere sfruttate nella ricerca di base e pre-clinica sulle malattie infettive. Qui sono descritti tre modelli di topi immunodeficienti umanizzati per studiare la dinamica dell’infezione da HIV. Il primo si basa sull’iniezione intraepatica di CD34 cellule staminali ematopoietiche nei topi neonati, che consente la ricostituzione di diverse cellule confinate nel sangue e nel linfoide, seguita da infezione con un ceppo HIV di riferimento. Questo modello consente il monitoraggio fino a 36 settimane dopo l’infezione ed è quindi chiamato il modello cronico. Il secondo e il terzo modello sono indicati come modelli acuti e di riattivazione, in cui le cellule mononucleari del sangue periferico vengono iniettate intraperitonealmente nei topi adulti. Nel modello acuto, le cellule di un donatore sano vengono innestate attraverso il percorso intraperitoneale, seguito da infezione con un ceppo HIV di riferimento. Infine, nel modello di riattivazione, le cellule di un donatore infetto dall’HIV sottoposto a terapia antiretrovirale vengono innestate attraverso il percorso intraperitoneale. In questo caso, un ambiente privo di farmaci nel mouse consente la riattivazione del virus e un aumento del carico virale. I protocolli qui forniti descrivono l’approccio sperimentale convenzionale per i modelli murini umanizzati e immunodeficienti dell’infezione da HIV.

Introduction

Il modello murino umorizzato NOD/SCID/interleukin (IL)-2 receptor-chainnull (qui di seguito indicato come huNS-chainnull) è stato ampiamente utilizzato per studiare la patogenesi delle infezioni, l’autoimmunità e il cancro, così come per gli studi preclinici di farmaci e terapie basate su cellule umane1,2. Questi topi sono basati su un background non obeso diabetico (NOD), con la mutazione scid e mutazione mirata al locus a catena del recettore IL-2 (comune catena z per IL-2, IL-4, IL-7, IL-9, IL-15 e IL-21), che provocano una grave compromissione nello sviluppo delle cellule T-, B-, naturali e (NK killer)1. Così, essi sostengono l’innesto di tessuto umano, il CD34 umano cellule staminali ematopoietiche (HSC) e le cellule mononucleari periferiche umane (PBMC)3,4,5. Inoltre, l’espressione transgenica di fattori ematopoietici umani, come il fattore delle cellule staminali (SCF), il fattore di stimolazione della colonia di granulociti/macrofasi (GM-CSF) e IL-3 promuove l’innesto delle popolazioni mieloidi umane6,7,8.

Per gli studi sull’HIV, sono stati descritti diversi modelli di toponull huNS a catena, che differiscono nel ceppo del topo, nel tipo di cellule umane utilizzate, nel tipo di tessuti per l’innesto e nell’origine delle cellule (cioè sane vs. donatore infetto dall’HIV)9,10. Il ceppo originale, tuttavia, è ampiamente utilizzato a causa degli alti livelli di innesto di cellule umane e della replicazione virale a seguito di infezione con un ceppo HIV di riferimento11,12,13. Ceppi di topi immunodeficienti simili con espressione transgenica di fattori ematopoietici umani (ad es. NOG-EXL o NSG-SGM3) o con impianti di fegato e timo umano (topogonico osseo-fegato-fegato [BLT]) sono utili per valutare il ruolo delle popolazioni mieloidi nella risposta immunitaria anti-HIV, gli effetti dell’HIV su questi tessuti e la loro partecipazione come serbatoi virali14,15. Inoltre, alcuni ceppi con espressione transgenica di molecole di antigene leucocito umano (HLA), così come topi BLT, possono essere utilizzati per studiare la risposta delle cellule T all’infezione da HIV16,17.

In generale, in questi topi, l’umanizzazione dipende dall’origine cellulare, dal percorso di consegna (intraperitonetale, intraepatico, endovenoso, intracardiaco) e dall’età del topo al momento dell’innesto18,19,20. Per quanto riguarda l’origine cellulare, l’uomo CD34 HSC derivato dal sangue cordonale, dal fegato fetale o dal sangue periferico mobilitato può essere iniettato nei neonati o nei giovani topi3,21. Inoltre, i topinulli adulti a catena possono essere umanizzati con l’iniezione di PBMC (qui, indicati come hu-PBL-NS-catena zz), permettendo la circolazione temporale di queste cellule nel sangue, organi linfoidi secondari e tessuti infiammati22,23,24.

Descritto qui è un protocollo dettagliato per la creazione di modelli di toponull huNS -catena per lo studio dell’infezione da HIV. Il primo è il modello cronico, in cui i CD34umani – HSC derivati dal sangue cordonale da un donatore sano vengono iniettati nei topi neonati, seguito da infezione con un ceppo HIV di riferimento dopo 14 settimane di ricostituzione del sistema immunitario umano. Questo modello permette il monitoraggio dei topi fino a 36 settimane dopo l’infezione. Il secondo modello è un modello acuto, in cui i PbMC derivati da un donatore sano vengono iniettati in topinull adulti NS , seguiti da infezione con un ceppo HIV di riferimento dopo 3 settimane di espansione delle cellule T umane nel topo. Infine, il terzo modello è il modello di riattivazione, in cui i PMC derivati da un donatore infetto dall’HIV sottoposto a terapia antiretrovirale soppressiva (ART) vengono iniettati nei topinulli adulti NS – catena. In questo caso, un ambiente privo di farmaci consente la riattivazione virale e l’aumento del carico virale. Questi due ultimi modelli consentono il monitoraggio fino a 9 settimane dopo l’innesto.

Nel complesso, questi tre modelli sono utili per studi virologici, studi preclinici su nuovi farmaci e valutazione degli effetti dell’infezione da HIV sulla risposta immunitaria globale. È inoltre importante considerare che l’uso di topi umanizzati affetti da HIV richiede la revisione e l’approvazione da parte del Comitato di Biosicurezza Istituzionale (IBC) e dal Comitato istituzionale per la cura e l’uso degli animali (IACUC) prima di qualsiasi esperimento. Ciò garantisce che lo studio segua tutte le normative istituzionali interne ed esterne per l’uso di materiale biologico pericoloso e la manipolazione umana di animali sperimentali.

Protocol

In questo lavoro, tutte le procedure e la cura degli animali sono state eseguite secondo protocolli esaminati e approvati dall’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) presso la University of Maryland School of Medicine (numeri di protocollo 1018017, 1018018 e 0318009). 1. Human CD34- Innesto HSC di topi neonati Utilizzare sempre attrezzature di protezione personale usa e getta (PPE), tra cui scrub sterili, guanti, scarpe dedicate, copriscarpe, maschera, occhial…

Representative Results

Come descritto in precedenza, a 14 settimane dopo l’iniezione HSC (modello cronico) o a 3 settimane dopo l’iniezione pb-POMC (modelli acuti e di riattivazione), i topi vengono dissanguati per lo screening del livello di innesto di cellule umane mediante citometria di flusso. Nella figura 1Aè riportata una strategia rappresentativa di gating per la valutazione di 1) CD45 umano- la ricostituzione delle cellule e 2) di CD4e le celluleT. Tipicam…

Discussion

Importanti progressi sono stati raggiunti nello sviluppo di ceppi di topi immunodeficienti per l’umanizzazione, con una serie di diverse opzioni che possono essere utilizzate in base all’interesse della ricerca1. Fornito qui è un protocollo generale per l’umanizzazione dei topinulli NS -catena-catena e ceppi geneticamente simili da impiegare in tre diversi modelli per studiare l’infezione da HIV. Nel primo approccio sperimentale, i topi appena nati irradiati vengono iniettati con CD34 …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato dai fondi interni della divisione clinica IHV a JC .

Materials

0. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3735.S.X
1. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3745.S.X
10 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0010
15 ml conical tubes Stellar scientific T15-600
25 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0025
5 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0005
50 ml conical tubes Stellar scientific T50-600
ACK lysis buffer Quality biological 118-156-101
Alcohol prep pads Fisher scientific 06-669-62 Sterile
Anti-Human CD3 clone UCHT1 Biolegend 300439 APC conjugated
Anti-Human CD4 clone OKT4 Biolegend 317420 AF488 conjugated
Anti-Human CD45 clone 2D1 Biolegend 368522 BV421 conjugated
Anti-Human CD8 clone SK1 Biolegend 344710 PerCP-Cy5.5 conjugated
Biosafaty cabinet level 2 If posible connected to an exauste chimeny when handling Isoflurane
Bonnet Fisher scientific 17-100-900 Single use cap for basic protection
Cavicide Metrex 13-1000 Surface desinfectant
CD34+ cells Lonza 2C-101 As many vials available from a single donor
Centrifuge Beckman 65-6KR
Clear jar Amazon 77977
Cotton gauze pad Fisher scientific 22-415-468 Sterile
Disposable lab coats Fisher scientific 19-472-422
EDTA micro tubes Greiner bio-one 450480
Face Mask Fisher scientific 17-100-897
FACS lysing solution BD 340202
FBS premium HI Atlanta biologicals S1115OH
Ficoll GE health one 17-1440-02
Flow cytometer We used FACS Aria II
Flow cytometry tubes Falcon 352054 5 ml polystyrene and round bottom
HIV BaL Prepared in our uQUANT core facility
Human PBMCs HIV positive and negative volunteers
Infrared warming pad Venet scientific DCT-25 Temporary therapeutic warming pad for small animals
Isentress (Raltegravir) Merck NSC 0006-0227061 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Integrase inhibitor
Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Mark I irradiator Equipment belonging to university of Maryland
Micro pipettes
Microcentrifuge Eppendorf
Mouse ear tags National Band & Tag company 1005-1L1
Natelson blood collection tubes Fisher scientific 02-668-10
NOG-EXL Taconic HSCFTL-13395-F
NSG mice Jackson 5557 Time pregnant females for CD34 engraftment and Juveniles for PBMCs engraftment
NSG-SGM3 Jackson 13062
Paraformaldehyde 16% Electron microscopy sciences 15710
PBS 1X pH 7.4 Gibco 100-10-023
Petri dishes Fisher scientific 08-757-28
Quantistudio qPCR machine Thermo QS3
Reagent reservoirs Costar 4870
RPMI media 1640 1X Gibco 11875-093
Shoe covers Fisher scientific 17-100-911
Sterile disposable Gloves Microflex SUF-524
SuperScript II First-Strand Synthesis SuperMix Invitrogen 10080-400 cDNA synthesis
Syringes 28-G x 1/2 BD 329-461
Syringes 29-G x 1/2 BD 324-702
Truvada (Emtricitabine and Tenofovir Gilead NDC 61958-0701-1 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Nicleoside analog-transcriptase inhibitor
Trypan blue Sigma T8154 Cell count and viability
Vick Vaporub School health 43214 Ointment based on menthol and eucalyptus
Water molecular biology grade Quality biological 351-029-131

References

  1. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, 118-130 (2007).
  2. Koboziev, I., et al. Use of humanized mice to study the pathogenesis of autoimmune and inflammatory diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (7), 1652-1673 (2015).
  3. Ito, M., et al. NOD/SCID/γcnull mouse: An excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  4. Ishikawa, F., et al. Development of functional human blood and immune systems in NOD/SCID/IL2 receptor {gamma} chain(null) mice. Blood. 106 (5), 1565-1573 (2005).
  5. Kim, K. C., et al. A Simple Mouse Model for the Study of Human Immunodeficiency Virus. AIDS research and human retroviruses. 32 (2), 194-202 (2016).
  6. Wunderlich, M., et al. AML xenograft efficiency is significantly improved in NOD/SCID-IL2RG mice constitutively expressing human SCF, GM-CSF and IL-3. Leukemia. 24 (10), 1785-1788 (2010).
  7. Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγnull humanized mice. Blood. 117 (11), 3076-3086 (2011).
  8. Coughlan, A. M., et al. Myeloid Engraftment in Humanized Mice: Impact of Granulocyte-Colony Stimulating Factor Treatment and Transgenic Mouse Strain. Stem cells and development. 25 (7), 530-541 (2016).
  9. Kumar, P., et al. T Cell-Specific siRNA Delivery Suppresses HIV-1 Infection in Humanized Mice. Cell. 134 (4), 577-586 (2008).
  10. Victor Garcia, J. Humanized mice for HIV and AIDS research. Current Opinion in Virology. 19, 56-64 (2016).
  11. Araínga, M., Su, H., Poluektova, L. Y., Gorantla, S., Gendelman, H. E. HIV-1 cellular and tissue replication patterns in infected humanized mice. Scientific Reports. 6, 1-12 (2016).
  12. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational ART. Journal of Virology. 92 (7), 2118 (2018).
  13. Medina-Moreno, S., et al. Targeting of CDK9 with indirubin 3’-monoxime safely and durably reduces HIV viremia in chronically infected humanized mice. PLoS ONE. 12 (8), 1-13 (2017).
  14. Honeycutt, J. B., et al. Macrophages sustain HIV replication in vivo independently of T cells. The Journal of Clinical Investigation. 126 (4), 1353-1366 (2016).
  15. Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. HIV Replication in Humanized IL-3/GM-CSF-Transgenic NOG Mice. Pathogens. 8 (33), 1-16 (2019).
  16. Akkina, R., et al. Improvements and Limitations of Humanized Mouse Models for HIV Research: NIH/NIAID “Meet the Experts” 2015 Workshop Summary. AIDS Research and Human Retroviruses. 32 (2), 109-119 (2015).
  17. Dudek, T. E., Allen, T. M. HIV-Specific CD8+ T-Cell Immunity in Humanized Bone Marrow-Liver-Thymus Mice. The Journal of Infectious Diseases. 208, 150-154 (2013).
  18. Skelton, J. K., Ortega-Prieto, A. M., Dorner, M. A Hitchhiker’s guide to humanized mice: new pathways to studying viral infections. Immunology. 154, 50-61 (2018).
  19. Pearson, T., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Creation of “humanized” mice to study human immunity. Current Protocols in Immunology. , (2008).
  20. Hasgur, S., Aryee, K. E., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. Generation of Immunodeficient Mice Bearing Human Immune Systems by the Engraftment of Hematopoietic Stem Cells. Methods in molecular biology. 1438, 67-78 (2016).
  21. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  22. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), 303-314 (2008).
  23. King, M. A., et al. Human peripheral blood leucocyte non-obese diabetic-severe combined immunodeficiency interleukin-2 receptor gamma chain gene mouse model of xenogeneic graft-versus-host-like disease and the role of host major histocompatibility complex. Clinical and Experimental Immunology. 157 (1), 104-118 (2009).
  24. Covassin, L., et al. Human peripheral blood CD4 T cell-engrafted non-obese diabetic-scid IL2rgamma(null) H2-Ab1 (tm1Gru) Tg (human leucocyte antigen D-related 4) mice: a mouse model of human allogeneic graft-versus-host disease. Clinical and experimental immunology. 166 (2), 269-280 (2011).
  25. Heredia, A., et al. Targeting of mTOR catalytic site inhibits multiple steps of the HIV-1 lifecycle and suppresses HIV-1 viremia in humanized mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (30), 9412-9417 (2015).
  26. Nair, A., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  27. Miller, P. H., et al. Analysis of parameters that affect human hematopoietic cell outputs in mutant c-kit-immunodeficient mice. Experimental Hematology. 48, 41-49 (2017).
  28. Murphy, W. J., et al. Induction of T cell differentiation and lymphomagenesis in the thymus of mice with severe combined immune deficiency (SCID). Journal of Immunology. 153 (3), 1004-1014 (1994).
  29. Poluektova, L. Y., et al. Humanized Mice as Models for Human Disease. Humanized Mice for HIV Research. , 15-24 (2015).
  30. Nakata, H., et al. Potent anti-R5 human immunodeficiency virus type 1 effects of a CCR5 antagonist, AK602/ONO4128/GW873140, in a novel human peripheral blood mononuclear cell nonobese diabetic-SCID, interleukin-2 receptor gamma-chain-knocked-out AIDS mouse model. Journal of Virology. 79 (4), 2087-2096 (2005).
  31. Terahara, K., et al. Fluorescent Reporter Signals, EGFP, and DsRed, Encoded in HIV-1 Facilitate the Detection of Productively Infected Cells and Cell-Associated Viral Replication Levels. Frontiers in Microbiology. 2, 280 (2012).
  32. Nicolini, F. E., Cashman, J. D., Hogge, D. E., Humphries, R. K., Eaves, C. J. NOD/SCID mice engineered to express human IL-3, GM-CSF and Steel factor constitutively mobilize engrafted human progenitors and compromise human stem cell regeneration. Leukemia. 18 (2), 341-347 (2004).
  33. Cyster, J. G., et al. Follicular stromal cells and lymphocyte homing to follicles. Immunological Reviews. 176, 181-193 (2000).
  34. Seung, E., Tager, A. M. Humoral Immunity in Humanized Mice: A Work in Progress. Journal of Infectious Diseases. 208, 155-159 (2013).
  35. Wahl, A., Victor Garcia, J. The use of BLT humanized mice to investigate the immune reconstitution of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 410, 28-33 (2014).
  36. Suzuki, M., et al. Induction of human humoral immune responses in a novel HLA-DR-expressing transgenic NOD/Shi-scid/γc null mouse. International Immunology. 24 (4), 243-252 (2012).
  37. Ali, N., et al. Xenogeneic Graft-versus-Host-Disease in NOD-scid IL-2Rγnull Mice Display a T-Effector Memory Phenotype. PLoS ONE. 7 (8), 1-10 (2012).
  38. Brehm, M. A., Wiles, M. V., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Generation of improved humanized mouse models for human infectious diseases. Journal of Immunological Methods. 410, 3-17 (2014).
  39. Hakre, S., Chavez, L., Shirakawa, K., Verdin, E. HIV latency: experimental systems and molecular models. FEMS Microbiology Reviews. 36 (3), 706-716 (2012).
  40. Wu, F., et al. TRIM5α Restriction Affects Clinical Outcome and Disease Progression in Simian Immunodeficiency Virus-Infected Rhesus Macaques. Journal of Virology. 89 (4), 2233 (2015).
check_url/cn/60315?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Heredia, A., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. Chronic, Acute, and Reactivated HIV Infection in Humanized Immunodeficient Mouse Models. J. Vis. Exp. (154), e60315, doi:10.3791/60315 (2019).

View Video