Summary

RNA解析およびマクロファージ表現型解析に適したヒト内臓脂肪組織からの生存脂肪細胞および間質血管画分の単離

Published: October 27, 2020
doi:

Summary

このプロトコルは脂肪細胞から良質のRNAを得る方法論および流れのcytometryによって分析のための多数の膜区切られたマーカーの汚損によってSVFマクロファージの表現型化を含む単一のプロセスの人間の内臓の脂肪からの生存可能な脂肪細胞そして間質の管の部分SVFのセルの隔離に有効なコラゲナーゼの消化力方法を提供する。

Abstract

内臓脂肪組織(VAT)は、主に成熟脂肪細胞と間質血管分(SVF)細胞で構成される活発な代謝器官であり、代謝、ホルモン、および免疫プロセスを制御するさまざまな生理活性分子を放出します。現在のところ、これらのプロセスが脂肪組織内でどのように制御されているかは不明です。したがって、脂肪組織の病態生理学に対する各細胞集団の寄与を評価する方法の開発は非常に重要です。このプロトコルでは、単離手順を説明し、コラゲナーゼ酵素消化技術を使用して、単一のプロセスでヒトVAT生検から生存可能な成熟脂肪細胞およびSVFを効率的に分離するために必要なトラブルシューティングガイドラインを提供します。さらに、プロトコルはまたマクロファージのサブセットを識別し、これらのセル集団間の相互作用を解剖する調査を行うことを可能にする遺伝子発現の調査のための成熟した脂肪細胞のRNAの隔離を行うために最大限に活用される。簡単に言うと、VAT生検を洗浄し、機械的に細かく刻み、消化して単一細胞懸濁液を生成します。遠心分離後、成熟脂肪細胞は浮遊選鉱によりSVFペレットから単離されます。RNA抽出プロトコルは、下流の発現アッセイのために脂肪細胞からの総RNA(miRNAを含む)の高収率を保証します。同時に、SVF細胞を使用して、フローサイトメトリー解析を通じてマクロファージサブセット(炎症誘発性および抗炎症性表現型)を特徴付けます。

Introduction

白色脂肪組織は、脂肪細胞や脂肪細胞だけでなく、マクロファージ、制御性T細胞(Treg)としての免疫細胞、好酸球、前駆脂肪細胞、線維芽細胞からなる不均一な細胞集団を含む間質血管分画(SVF)と呼ばれる非脂肪細胞分画で構成されており、血管組織や結合組織に囲まれています1,2。.現在、脂肪組織(AT)は、アディポカイン、サイトカイン、マイクロRNAを介して代謝と炎症に関連する生理学的プロセスを調節する器官と見なされており、さまざまな細胞によって組織に生成および放出され、自己分泌、パラクリン、および内分泌の影響を受けます3,4。ヒトでは、白色脂肪組織は皮下脂肪組織(SAT)と内臓脂肪組織(VAT)で構成され、それらの間には重要な解剖学的、分子的、細胞的、および生理学的違いがあります2,5。SATはヒトのATの最大80%を占めていますが、VATは腹腔内、主に腸間膜と大網にあり、代謝的により活発です6。さらに、VATはメディエーターを分泌する内分泌器官であり、体重、インスリン感受性、脂質代謝、炎症に大きな影響を与えます。その結果、VATの蓄積は、腹部肥満や、2型糖尿病、メタボリックシンドローム、高血圧、心血管疾患リスクなどの肥満関連疾患につながり、肥満関連死亡率のより良い予測因子となります6,7,8,9

恒常性維持状態では、脂肪細胞、マクロファージ、およびその他の免疫細胞が協力して、抗炎症メディエーターの分泌を介してVAT代謝を維持します10。しかし、VATを過度に拡大すると、活性化T細胞、NK細胞、マクロファージの動員が促進されます。実際、除脂肪VATでは、マクロファージの比率は5%ですが、肥満ではこの比率が最大50%まで上昇し、マクロファージが抗炎症性から炎症誘発性の表現型に二極化し、慢性炎症環境を生成します10,11

肥満のパンデミックの結果として、脂肪細胞生物学、エピジェネティクス、炎症、内分泌特性、細胞外小胞などの新興領域など、さまざまなVAT研究トピックを扱う驚くべき数の報告が発生しています8,10,12,13。しかし、VAT環境は脂肪細胞と常在マクロファージまたは到着マクロファージとの間のクロストークによって定義されますが、ほとんどの研究は1つの細胞集団のみに焦点を当てており、VATにおけるこれらの細胞の相互作用とその病態生理学的影響に関する情報はほとんどありません11,14。さらに、ATにおける脂肪細胞とマクロファージの相互作用に対処する貴重な研究は、in vivoプライミング条件を欠いた細胞株を使用して行われました11,14,15。VATにおけるこれらの細胞の相互作用または特定の寄与を解剖する適切な戦略では、VAT代謝を調節するin vivo特性を可能な限り類似したin vitroアッセイを実施するために、同じ脂肪生検から両方の細胞タイプを単離する必要があります。

ATを破壊する機械的力に基づく非酵素的解離法は、最小限の操作を保証しますが、酵素法と比較して細胞回収効率が低く、細胞生存率が低く、より多くの組織が必要になるため、SVF細胞を研究することを目的としている場合は使用できません16,17。.コラゲナーゼを用いた酵素消化は、WAT18などの線維組織のコラーゲンや細胞外マトリックスタンパク質を適切に消化できる穏やかな方法であり、トリプシンが効果がない、または損傷を与える場合によく使用される19。プロトコルはコラゲナーゼの酵素の消化力の技術を使用して単一のプロセスの人間のVATのバイオプシーから実行可能な成長した脂肪細胞そしてSVFのセルの有効な隔離のための基本的なトラブルシューティングの指針を、与える下流の表現の適用のためのmicroRNAsを含む成長した脂肪細胞からの総RNAの高収率(量、純度および完全性)を、保障するために情報を提供する。同時に、プロトコルは、フローサイトメトリー20によるさらなる分析のために、複数の膜結合マーカーの染色を通じてSVF細胞からのマクロファージサブセットを識別するように最適化されています。

Protocol

このプロトコルは、Instituto Nacional de Perinatologia (212250-3210-21002-06-15) の IRB によって承認されました。参加は任意であり、登録されたすべての女性がインフォームドコンセントフォームに署名しました。 1. 内臓脂肪組織採取 分娩のない正期産の単胎妊娠の健康な成人女性から帝王切開中の部分的大網切除術を通じてVAT生検を取得します。 子宮閉鎖と止血の後…

Representative Results

このプロトコルは部分的なomentectomyの後で健康な妊婦から得られるVATのバイオプシーから、単一のプロセスで、実行可能な成熟した脂肪細胞およびSVFのセルを隔離するために差動遠心分離に続くコラゲナーゼの消化力を使用して酵素方法を記述する。この場合、RNA抽出には脂肪細胞を、マクロファージ表現型にはSVFを使用します。 RNA抽出プロトコルにより、成熟脂肪細胞…

Discussion

VATは、代謝調節と炎症に重要な役割を果たします。肥満に伴う慢性炎症における脂肪細胞と免疫細胞の役割への関心の高まりにより、ATに存在するSVF細胞と脂肪細胞を分離するためのさまざまな技術が開発されています。しかし、ほとんどの技術では、脂肪細胞とSVF細胞の相互作用に関する研究に不可欠な、同じVAT生検から下流のアプリケーションに有効なこれら2つの異なる細胞セットを1回…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

本研究は、Instituto Nacional de Perinatologia(助成金番号:3300-11402-01-575-17および212250-3210-21002-06-15)およびCONACyT, Fondo Sectorial de Investigacion en Salud y Seguridad Social(FOSISS)(認可番号2015-3-2-61661)の支援を受けて行われました。

Materials

0.2 mL PCR tubes Axygen PCR-02-C RNase, DNase free and nonpyrogenic
1.5 mL microcentrifuge tubes Axygen MCT-150-C RNase, DNase free and nonpyrogenic
10 mL serological pipettes Corning CLS4101-50EA Individually plastic wrapped
10 µL universal pipet tip Axygen T-300-L-R RNase, DNase free and nonpyrogenic
10 µL universal pipet tip Axygen T-300-R-S RNase, DNase free and nonpyrogenic
1000 µL universal pipet tip Axygen T-1000-B-R RNase, DNase free and nonpyrogenic
2.0 mL microcentrifuge tube Axygen MCT-200-C RNase, DNase free and nonpyrogenic
200 µL universal pipet tip Axygen T-200-Y-R RNase, DNase free and nonpyrogenic
2100 Bioanalyzer Instrument Agilent G2939BA
2101 Bioanalyzer PC Agilent G2953CA 2100 Expert Software pre-installed in PC
5 ml Round Bottom Polystyrene Test Tube Corning 352003  Snap cap, sterile
50 mL centrifuge tubes Corning CLS430828-100EA Polipropilene, conical bottom and sterile
Acid-guanidinium-phenol based reagent Zymo Research R2050-1-200 TRI Reagent or similar
Agilent RNA 6000 Nano Kit Agilent 5067-1511
Agilent Small RNA Kit Agilent 5067-1548
APC/Cy7 anti-human CD14 Antibody BioLegend 325620 0.4 mg/106 cells, present on monocytes/macrophages, clone HCD14
Baker 250 ml, non sterile
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A3912-100G Heat shock fraction, pH 5.2, ≥96%
Chip priming station Agilent 5065-9951
Collagenase type II Gibco 17101-015 Powder
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270-100G Powder
Direct-zol RNA Miniprep Zymo Research R2051 Supplied with 50 mL TRI reagen
Dissecting forceps Steel, serrated jaws and round ends
Dissection tray Stainless steel
Ethyl alcohol Sigma-Aldrich E7023-500ML 200 proof, for molecular biology
FACS Flow Sheath Fluid BD Biosciences 342003
FACS Lysing Solution BD Biosciences 349202
FACSAria III Flow Cytometer/Cell Sorter BD Biosciences 648282
FASCDiva Software BD Biosciences 642868 Software v6.0 pre-installed
Hemacytometer Sigma Z359629-1EA
Manual cell counter
Mayo dissecting scisors Stainless steel
Microcentrifuge Adjustable temperature
Nanodrop spectrophotometer Thermo Scientific ND2000LAPTOP
Orbital shaker Adjustable temperature and speed
P10 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642040 1 to 10 μL
P1000 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642090 100 to 1000 μL
P2 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642010 0.2 to 2 μL
P200 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642080 20 to 200 μL
PCR tube storage rack Axygen R96PCRFSP
PE/Cy5 anti-human HLA-DR Antibody BioLegend 307608 0.0625 mg/106 cells, present on macrophages, clone L243
PE/Cy7 anti-human CD45 Antibody BioLegend 304016 0.1 mg/106 cells, present on leukocytes, clone H130
Phosphate buffered saline Sigma-Aldrich P3813-10PAK Powder, pH 7.4, for preparing 1 L solutions
Pipette controller
Red Blood Cells Lysis Buffer Roche 11 814 389 001 For preferential lysis of red blood cells from human whole blood
Refrigerated centrifuge Whit adapter for 50 mL conical tubes
Sterile Specimen container
Transfer pipette Thermo Scientific-Samco 204-1S Sterile
Trypan Blue Gibco 15250-061 0.4% Solution
Tube racks For different tube sizes
Vortex Mini Shaker Cientifica SENNA BV101

References

  1. Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. Adipose-derived stromal vascular fraction cells: update on clinical utility and efficacy. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression. 25 (2), 145-152 (2015).
  2. Ibrahim, M. M. Subcutaneous and visceral adipose tissue: structural and functional differences. Obesity Reviews. 11 (1), 11-18 (2010).
  3. Barchetta, I., Cimini, F. A., Ciccarelli, G., Baroni, M. G., Cavallo, M. G. Sick fat: the good and the bad of old and new circulating markers of adipose tissue inflammation. Journal of Endocrinological Investigation. 42 (11), 1257-1272 (2019).
  4. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nature Reviews Endocrinology. 15 (9), 507-524 (2019).
  5. Ronquillo, M. D., et al. Different gene expression profiles in subcutaneous and visceral adipose tissues from Mexican patients with obesity. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 616-626 (2019).
  6. Mittal, B. Subcutaneous adipose tissue and visceral adipose tissue. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 571-573 (2019).
  7. West-Eberhard, M. J. Nutrition, the visceral immune system, and the evolutionary origins of pathogenic obesity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (3), 723-731 (2019).
  8. Kaminski, D. A., Randall, T. D. Adaptive immunity and adipose tissue biology. Trends in Immunology. 31 (10), 384-390 (2010).
  9. Elffers, T. W., et al. Body fat distribution, in particular visceral fat, is associated with cardiometabolic risk factors in obese women. PLoS One. 12 (9), 0185403 (2017).
  10. Macdougall, C. E., et al. Visceral adipose tissue immune homeostasis is regulated by the crosstalk between adipocytes and dendritic cell subsets. Cell Metabolism. 27 (3), 588-601 (2018).
  11. Sarvari, A. K., et al. Interaction of differentiated human adipocytes with macrophages leads to trogocytosis and selective IL-6 secretion. Cell Death & Disease. 6 (1), 1613 (2015).
  12. Gao, X., Salomon, C., Freeman, D. J. Extracellular vesicles from adipose tissue-A potential role in obesity and type 2 diabetes. Frontiers in Endocrinology. 8 (1), 202 (2017).
  13. Crujeiras, A. B., et al. Genome-wide DNA methylation pattern in visceral adipose tissue differentiates insulin-resistant from insulin-sensitive obese subjects. Translational Research. 178 (1), 13-24 (2016).
  14. Surmi, B. K., Hasty, A. H. Macrophage infiltration into adipose tissue: initiation, propagation and remodeling. Future Lipidology. 3 (5), 545-556 (2008).
  15. Suganami, T., Nishida, J., Ogawa, Y. A paracrine loop between adipocytes and macrophages aggravates inflammatory changes: role of free fatty acids and tumor necrosis factor alpha. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 25 (10), 2062-2068 (2005).
  16. Bellei, B., Migliano, E., Tedesco, M., Caputo, S., Picardo, M. Maximizing non-enzymatic methods for harvesting adipose-derived stem from lipoaspirate: technical considerations and clinical implications for regenerative surgery. Scientific Reports. 7 (1), 10015 (2017).
  17. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7 (1), 88 (2019).
  18. Seaman, S. A., Tannan, S. C., Cao, Y., Peirce, S. M., Lin, K. Y. Differential effects of processing time and duration of collagenase digestion on human and murine fat grafts. Plastic and Reconstructive Surgery. 136 (2), 189-199 (2015).
  19. Duarte, A. S., Correia, A., Esteves, A. C. Bacterial collagenases – A review. Critical Reviews in Microbiology. 42 (1), 106-126 (2016).
  20. Bravo-Flores, E., et al. Macrophage populations in visceral adipose tissue from pregnant women: potential role of obesity in maternal inflammation. International Journal of Molecular Sciences. 19 (4), 1074 (2018).
  21. Conde-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: review of upcoming techniques. Plastic and Reconstructive Surgery – Global Open. 4 (9), 1017 (2016).
  22. Oberbauer, E., et al. Enzymatic and non-enzymatic isolation systems for adipose tissue-derived cells: current state of the art. Cell Regeneration. 4 (7), 1-14 (2015).
  23. van Dongen, J. A., et al. Comparison of intraoperative procedures for isolation of clinical grade stromal vascular fraction for regenerative purposes: a systematic review. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 261-274 (2018).
  24. Winnier, G. E., et al. Isolation of adipose tissue derived regenerative cells from human subcutaneous tissue with or without the use of an enzymatic reagent. PLoS One. 14 (9), 0221457 (2019).
  25. Gentile, P., Piccinno, M. S., Calabrese, C. Characteristics and potentiality of human adipose-derived stem cells (hASCs) obtained from enzymatic digestion of fat graft. Cells. 8 (3), 282 (2019).
  26. Hagman, D. K., et al. Characterizing and quantifying leukocyte populations in human adipose tissue: impact of enzymatic tissue processing. Journal of Immunological Methods. 386 (1-2), 50-59 (2012).
  27. Lockhart, R., Hakakian, C., Aronowitz, J. Tissue dissociation enzymes for adipose stromal vascular fraction cell isolation: a review. Journal of Stem Cell Research & Therapy. 5 (12), 1000321 (2015).
  28. Condé-Green, A., et al. Comparison between stromal vascular cells’ isolation with enzymatic digestion and mechanical processing of aspirated adipose tissue. Plastic and Reconstructive Surgery. 134 (4), 54 (2014).
  29. Markarian, C. F., et al. Isolation of adipose-derived stem cells: a comparison among different methods. Biotechnology Letters. 36 (4), 693-702 (2014).
  30. Aguena, M., et al. Optimization of parameters for a more efficient use of adipose-derived stem cells in regenerative medicine therapies. Stem cells international. 2012 (1), 303610 (2012).
  31. Yang, X. F., et al. High efficient isolation and systematic identification of human adipose-derived mesenchymal stem cells. Journal of Biomedical Science. 18 (1), 59 (2011).
  32. Conde-Green, A., et al. Effects of centrifugation on cell composition and viability of aspirated adipose tissue processed for transplantation. Aesthetic Surgery Journal. 30 (2), 249-255 (2010).
  33. Hoareau, L., et al. Effect of centrifugation and washing on adipose graft viability: a new method to improve graft efficiency. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 66 (5), 712-719 (2013).
  34. Xie, Y., et al. The effect of centrifugation on viability of fat grafts: an evaluation with the glucose transport test. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (3), 482-487 (2010).
  35. Bourin, P., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherapy. 15 (6), 641-648 (2013).
  36. Kanneganti, T. D., Dixit, V. D. Immunological complications of obesity. Nature Immunology. 13 (8), 707-712 (2012).
  37. Lee, M. J., Wu, Y., Fried, S. K. Adipose tissue heterogeneity: implication of depot differences in adipose tissue for obesity complications. Molecular Aspects of Medicine. 34 (1), 1-11 (2013).
  38. Raajendiran, A., Tsiloulis, T., Watt, M. J. Adipose tissue development and the molecular regulation of lipid metabolism. Essays in Biochemistry. 60 (5), 437-450 (2016).
  39. Rostam, H. M., et al. The impact of surface chemistry modification on macrophage polarisation. Immunobiology. 221 (11), 1237-1246 (2016).
  40. Chamberlain, L. M., Holt-Casper, D., Gonzalez-Juarrero, M., Grainger, D. W. Extended culture of macrophages from different sources and maturation results in a common M2 phenotype. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (9), 2864-2874 (2015).
  41. Williams, M. R., Cauvi, D. M., Rivera, I., Hawisher, D., De Maio, A. Changes in macrophage function modulated by the lipid environment. Innate Immunity. 22 (3), 141-151 (2016).
  42. Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. 2012 (1), 812693 (2012).
  43. Bajek, A., et al. Does the liposuction method influence the phenotypic characteristic of human adipose-derived stem cells. Bioscience Reports. 35 (3), 00212 (2015).
  44. van Harmelen, V., et al. Effect of BMI and age on adipose tissue cellularity and differentiation capacity in women. International Journal of Obesity and Related Metabolic Disorders. 27 (8), 889-895 (2003).
  45. Hemmrich, K., Denecke, B., Paul, N. E., Hoffmeister, D., Pallua, N. RNA isolation from adipose tissue: an optimized procedure for high RNA yield and integrity. Laboratory Medicine. 41 (2), 104-106 (2010).
  46. Mendez, V., et al. A rapid protocol for purification of total RNA for tissues collected from pigs at a slaughterhouse. Genetics and Molecular Research. 10 (4), 3251-3255 (2011).
  47. Pena, R. N., Canovas, A., Estany, J. Technical note: Efficient protocol for isolation of total ribonucleic acid from lyophilized fat and muscle pig samples. Journal of Animal Science. 88 (2), 442-445 (2010).
  48. Pratt, S. L., Burns, T. A., Owens, M. D., Duckett, S. K. Isolation of total RNA and detection procedures for miRNA present in bovine-cultured adipocytes and adipose tissues. Methods in Molecular Biology. 936 (1), 181-194 (2013).
  49. Cirera, S. Highly efficient method for isolation of total RNA from adipose tissue. BMC Research Notes. 6 (1), 472 (2013).
  50. Rio, D. C., Ares, M., Hannon, G. J., Nilsen, T. W. Purification of RNA using TRIzol (TRI reagent). Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (6), (2010).
  51. Cho, K. W., Morris, D. L., Lumeng, C. N. Flow cytometry analyses of adipose tissue macrophages. Methods in Enzymology. 537 (1), 297-314 (2014).
  52. Berry, R., Rodeheffer, M. S. Characterization of the adipocyte cellular lineage in vivo. Nature Cell Biology. 15 (3), 302-308 (2013).
  53. Jang, Y., et al. Characterization of adipose tissue-derived stromal vascular fraction for clinical application to cartilage regeneration. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Animal. 51 (2), 142-150 (2015).
  54. Nicoletti, G. F., De Francesco, F., D’Andrea, F., Ferraro, G. A. Methods and procedures in adipose stem cells: state of the art and perspective for translation medicine. Journal of Cellular Physiology. 230 (3), 489-495 (2015).
  55. Palumbo, P., et al. Methods of isolation, characterization and expansion of human adipose-derived stem cells (ASCs): an overview. International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), 1897 (2018).
  56. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  57. Silva, K. R., et al. Characterization of stromal vascular fraction and adipose stem cells from subcutaneous, preperitoneal and visceral morbidly obese human adipose tissue depots. PLoS One. 12 (3), 0174115 (2017).
  58. Wankhade, U. D., Shen, M., Kolhe, R., Fulzele, S. Advances in adipose-derived stem cells isolation, characterization, and application in regenerative tissue engineering. Stem Cells International. 2016 (1), 3206807 (2016).
  59. Zavan, B., et al. Persistence of CD34 stem marker in human lipoma: searching for cancer stem cells. International Journal of Biological Sciences. 11 (10), 1127-1139 (2015).
  60. Dey, A., Allen, J., Hankey-Giblin, P. A. Ontogeny and polarization of macrophages in inflammation: blood monocytes versus tissue macrophages. Frontiers in Immunology. 5 (1), 683 (2014).
  61. Liddiard, K., Taylor, P. R. Understanding local macrophage phenotypes in disease: shape-shifting macrophages. Nature Medicine. 21 (2), 119-120 (2015).
  62. Prieur, X., et al. Differential lipid partitioning between adipocytes and tissue macrophages modulates macrophage lipotoxicity and M2/M1 polarization in obese mice. Diabetes. 60 (3), 797-809 (2011).
  63. Wang, H., et al. CD68(+)HLA-DR(+) M1-like macrophages promote motility of HCC cells via NF-kappaB/FAK pathway. Cancer Letters. 345 (1), 91-99 (2014).
  64. Yamamoto, Y., et al. Decreased human leukocyte antigen-DR expression in the lipid raft by peritoneal macrophages from women with endometriosis. Fertility and Sterility. 89 (1), 52-59 (2008).
  65. Italiani, P., Boraschi, D. From monocytes to M1/M2 macrophages: phenotypical vs. functional differentiation. Frontiers in Immunology. 5 (1), 514 (2014).
  66. Perdiguero, E. G., Geissmann, F. The development and maintenance of resident macrophages. Nature Immunology. 17 (1), 2-8 (2016).
check_url/cn/61884?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Estrada-Gutierrez, G., Bravo-Flores, E., Ortega-Castillo, V., Flores-Rueda, V., Mancilla-Herrera, I., Espino Y Sosa, S., Sánchez-Martínez, M., Perichart-Perera, O., Solis-Paredes, M. Isolation of Viable Adipocytes and Stromal Vascular Fraction from Human Visceral Adipose Tissue Suitable for RNA Analysis and Macrophage Phenotyping. J. Vis. Exp. (164), e61884, doi:10.3791/61884 (2020).

View Video