Summary

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Published: January 19, 2022
doi:

Summary

Hier beschreiben wir eine einfache und reproduzierbare Methode, die bei Mäusen durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie durch Mikromanipulation einen Myokardinfarkt oder eine myokardiale Ischämie-Reperfusionsverletzung induzieren kann.

Abstract

Der akute Myokardinfarkt ist eine häufige Herz-Kreislauf-Erkrankung mit hoher Mortalität. Eine myokardiale Reperfusionsverletzung kann den positiven Auswirkungen des Herzreflows entgegenwirken und eine sekundäre Myokardschädigung induzieren. Ein einfaches und reproduzierbares Modell des Myokardinfarkts und der myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung ist ein gutes Werkzeug für Forscher. Hier wird eine anpassbare Methode zur Erstellung eines Myokardinfarktmodells (MI) und MIRI durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) durch Mikromanipulation beschrieben. Die genaue und reproduzierbare Ligaturpositionierung des LAD trägt dazu bei, konsistente Ergebnisse bei Herzverletzungen zu erzielen. ST-Segment-Änderungen können helfen, die Modellgenauigkeit zu identifizieren. Der Serumspiegel von kardialem Troponin T (cTnT) wird verwendet, um die Myokardverletzung zu beurteilen, Herzultraschall wird verwendet, um die myokardiale systolische Funktion zu beurteilen, und Evans-Blue/Triphenyltetrazoliumchlorid-Färbung wird verwendet, um die Infarktgröße zu messen. Im Allgemeinen verkürzt dieses Protokoll die Dauer des Eingriffs, gewährleistet eine kontrollierbare Infarktgröße und verbessert das Überleben der Maus.

Introduction

Der akute Myokardinfarkt (AMI) ist eine weltweit häufige Herz-Kreislauf-Erkrankung und mit hoher Sterblichkeit verbunden1. Fortschritte in der Technologie machen eine frühzeitige und wirksame Revaskularisierung für AMI-Patienten möglich. Nach diesen Behandlungen kann es bei einigen Patienten zu einer myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung (MIRI) kommen2. Daher ist es von großer Bedeutung, die Wirkmechanismen zu verstehen und MI/MIRI zu verbessern. Mäuse werden aufgrund ihrer geringen Kosten, ihrer kurzen Brutzeit und ihrer einfachen genetischen Veränderungen häufig als Modelle verwendet3. Wissenschaftler haben verschiedene Methoden entwickelt, um MIRI und MI bei Tierenzu modellieren 4,5,6,7,8,9. Diese Strategie fördert die Forschung, aber die unterschiedlichen Kriterien und Methoden erschweren die Interpretation der Ergebnisse zwischen den Forschungsteams.

Bei Mäusen wurde der Myokardinfarkt durch Isoproterenol10, Kryoverletzung 11,12 oder Kauterisation13 induziert. Ein Myokardinfarkt kann leicht durch Isoproterenol induziert werden, aber der pathophysiologische Prozess unterscheidet sich von dem des klinischen Myokardinfarkts. Kryoverletzungs-induzierter Myokardinfarkt hat eine schlechte Konsistenz, löst übermäßige Myokardschäden um die linke anteriore absteigende Koronararterie (LAD) aus und kann leicht Arrhythmien hervorrufen. Der durch Kauterisation induzierte Myokardinfarkt unterscheidet sich deutlich vom natürlichen Prozess des Myokardinfarkts, und die Entzündungsreaktion im brennenden Bereich ist intensiver; Darüber hinaus weist der chirurgische Ansatz technische Schwierigkeiten auf. Darüber hinaus gibt es einige Laboratorien14, die ein MI-Modell bei Minischweinen entwickeln, bei denen Ballonblockierung oder Embolisation oder Thrombose durch interventionelle Technik verwendet wird. Alle diese Methoden können direkt zu einem Verschluss der Herzkranzgefäße führen, aber die Notwendigkeit von Koronarangiographiegeräten und vor allem der zu dünnen Herzkranzgefäße der Maus macht diese Operationen nicht praktikabel. Bei MIRI waren die Unterschiede zwischen den verschiedenen Modellen recht gering, wie z. B. die Verwendung von Atemschutzmasken/Mikromanipulation oder nicht 5,6.

Hier wird eine einfache und zuverlässige Methode beschrieben, die MI induzieren kann, und das MIRI-Modell, das von den zuvor veröffentlichten Methoden 4,5,6,7,8,9,15 adaptiert wurde. Mit dieser Methode können pathophysiologische Prozesse durch direkte Blockade des LAD durch Ligatur simuliert werden. Darüber hinaus kann dieses Modell durch die Entlastung der Ligatur auch eine Reperfusionsschädigung simulieren. In diesem Protokoll wird ein Präpariermikroskop für die LAD-Visualisierung verwendet. Dann kann der Forscher die LAD leicht identifizieren. In der Folge führt eine genaue Ligatur des LAD zu einem reproduzierbaren und vorhersagbaren Blutverschluss und einer ventrikulären Ischämie. Darüber hinaus können elektrokardiographische (EKG) Veränderungen verwendet werden, um Ischämie und Reperfusion zusätzlich zu den unter dem Mikroskop beobachteten Farbänderungen des LAD zu bestätigen. Diese Strategie führt zu einer kürzeren Verfahrensdauer, einem geringeren Risiko für chirurgische Komplikationen und weniger benötigten Versuchsmäusen. Die Methoden für den Troponin-T-Test, den Herzultraschall und die Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung werden ebenfalls beschrieben. Insgesamt ist dieses Protokoll sowohl für Studien des MI/MIR-Mechanismus als auch für die Arzneimittelforschung nützlich.

Protocol

Tierstudien wurden vom Animal Care and Utilization Committee der Huazhong University of Science and Technology (Wuhan, China) genehmigt. HINWEIS: Männliche C57BL/6J-Mäuse (8-10 Wochen) werden als Modelle verwendet. Mäuse haben freien Zugang zu Futter und Wasser und werden unter spezifischen, pathogenfreien Bedingungen gezüchtet. Der Raum wird unter kontrollierter Temperatur (22 °C ± 2 °C) und Luftfeuchtigkeit (45%-65%) gehalten. Mäuse werden in der Tierpflegeeinrichtung der Tongji Medi…

Representative Results

Der experimentelle Arbeitsablauf ist in Abbildung 1A dargestellt. Der Forscher kann die Zeitknoten entsprechend dem Versuchsdesign bei Studienbeginn planen. Die Dauer der LAD-Ligatur richtet sich nach dem Forschungszweck. Bei Myokardinfarkt kann die Forschung den Reperfusionsschritt ignorieren. Herzultraschall ist in verschiedenen Stadien der Studie verfügbar, da er nicht-invasiv ist, während die Evans-Blue/TTC-Färbung nur durchgeführt werden kann, wenn die Maus getötet wird. Für Forsc…

Discussion

In den letzten Jahren hat sich die Erstellung von Modellen für MI und MIRI in der klinischen und wissenschaftlichen Forschung rasant entwickelt20,21. Es gibt jedoch noch einige Fragen, wie z. B. die Mechanismen der Maßnahmen und wie MI/MIRI verbessert werden können, die geklärt werden müssen. Hier wird ein modifiziertes Protokoll zur Etablierung eines murinen Modells von MI und MIRI beschrieben. Einige wichtige Punkte müssen sorgfältig abgewogen werden.</p…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (82070317, 81700390 an Jibin Lin, 8210021880 an Bingjie Lv und 82000428 an Boyuan Wang) und dem National Key R&D Program of China ( 2017YFA0208000 an Shaolin He) unterstützt.

Materials

0.9 % sodium chloride solution Kelun Industry Group,China
4% paraformaldehyde fixing solution Servicebio,China G1101
4-0 silk suture Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China C412
8-0 suture Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China H801
Buprenorphine IsoReag,China IR-11190
Camera Canon,Japan EOS 80D
Depilatory cream Veet,French
Elecsys Troponin T hs STAT Roche,Germany
Electrochemical luminescence immunoanalyzer Roche,Germany Elecsys 2010
Evans blue Sigma,America E2129
Eye scissors Shanghai Medical Instruments,China JC2303
Haemostatic forceps Shanghai Medical Instruments,China J31020
High frequency in vivo imaging systems Visualsonics,Canada Vevo2100
Ibuprofen PerFeMiKer,China CLS-12921
Intravenous catheter Introcan,Germany 4254090B
Ketamine Sigma-Aldrich,America  K2753
Medical alcohol Huichang ,China
Microneedle holders Shanghai Medical Instruments,China WA2040
Microscopic shears Shanghai Medical Instruments,China WA1040
Microsurgical forceps Shanghai Medical Instruments,China WA3020
Mouse electrocardiograph Techman,China BL-420F
Needle holders Shanghai Medical Instruments,China JC3202
operating floor Chico,China ZK-HJPT
PE-10 tube Huamei,China
Pentobarbital Merck,America 1030001
Rodent Ventilator Shanghai Alcott Biotech,China ALC-V8S-P
Stereo microscope Aomei Industry,China SZM0745-STL3-T3
Surgical thermostatic heating pad Globalebio, China GE0-20W
Triphenyltetrazolium chloride Servicebio,China G1017
Xylazine Huamaike Biochemicals and Life Science Research Prouducts,China 323004

References

  1. Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
  2. Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  3. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).
  4. Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896 (2012).
  5. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329 (2014).
  6. Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).
  7. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206 (2014).
  8. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353 (2017).
  9. Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591 (2019).
  10. Li, X., et al. Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway. Molecules. 23 (12), 3322 (2018).
  11. Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
  12. Wang, D., et al. A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958 (2019).
  13. Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization. Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).
  14. Tao, B., et al. Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique. EJNMMI Research. 6 (1), 59 (2016).
  15. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  16. Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814 (2016).
  17. Gnyawali, S. C., et al. High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781 (2010).
  18. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100 (2010).
  19. Shibata, R., et al. Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms. Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).
  20. Anderson, J. L., Morrow, D. A. Acute myocardial infarction. New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).
  21. Frank, A., et al. Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).
  22. Mares, R. G., et al. Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).
  23. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  24. Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection. Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).
  25. Sorop, O., et al. Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction. Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).
  26. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  27. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
  28. Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists. Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).
check_url/cn/63257?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Lv, B., Zhou, J., He, S., Zheng, Y., Yang, W., Liu, S., Liu, C., Wang, B., Li, D., Lin, J. Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice. J. Vis. Exp. (179), e63257, doi:10.3791/63257 (2022).

View Video