Summary

난 모세포의 미세 주입을 통한 유전자 조작 마우스의 생성

Published: June 15, 2017
doi:

Summary

마우스 oocytes의 microinjection는 일반적인 transgenesis ( 즉, transgenes의 무작위 통합) 및 CRISPR 매개 유전자 타겟팅 모두에 일반적으로 사용됩니다. 이 프로토콜은 품질 관리 및 유전자 타이핑 전략에 중점을두고 마이크로 인젝션의 최신 개발 상황을 검토합니다.

Abstract

유전자 조작 마우스의 사용은 생체 내 및 병리학 적 생체 내 과정 모두에 대한 연구에 크게 기여했다. 수정 된 난 모세포 내로의 DNA 발현 구조물의 전 핵 주입은 과발현을위한 형질 전환 쥐를 생성하는 가장 보편적 인 기술로 남아있다. 유전자 표적화를위한 CRISPR 기술이 도입됨에 따라 수정 된 난 모세포에 전핵을 주입하여 knockout과 knockin 마우스를 생성 할 수있게되었다. 이 연구는 유전자 타겟팅을위한 사출 용 DNA의 준비와 CRISPR 가이드의 생성을 기술하고 있으며 특히 품질 관리에 중점을두고 있습니다. 잠재적 인 창시자를 확인하는 데 필요한 유전형 분석 절차가 중요합니다. CRISPR의 "멀티플렉싱"기능을 활용하는 혁신적인 유전자형 전략이 여기에 제시됩니다. 수술 절차도 요약되어 있습니다. 함께, 프로토콜의 단계는 세대의 생성을 허용합니다면역학, 신경 과학, 암, 생리학, 발달 및 기타를 포함한 수많은 연구 분야에서 마우스 식민지를 확립하는 데 사용됩니다.

Introduction

척추 동물과 무척추 동물의 동물 모델은 알츠하이머 병과 같은 인간의 병태 생리학을 검사하는 도구가되어왔다. 그들은 질병 치료제를 찾고 궁극적으로 완치를위한 새로운 치료 전략을 개발할 수있는 귀중한 도구이기도합니다. 각 모델에는 본질적인 한계가 있지만, 전신 모델로 동물을 사용하는 것은 생물 의학 연구에 필수적입니다. 이것은 신진 대사와 복잡한 생리 환경이 조직 배양에서 완전히 모의 될 수 없기 때문입니다.

지금까지 마우스는 유전자 조작에 사용되는 가장 일반적인 포유류 종으로 남아 있기 때문에 몇 가지 장점이 있습니다. 질병과 관련된 생리적 과정과 유전자는 생쥐와 인간 사이에서 매우 잘 보존되어 있습니다. 마우스는 인간 게놈보다 일년 전에 (2002 년) 전체 유전체 염기 서열을 갖는 최초의 포유 동물이었다.나 (2003). 이 풍부한 유전자 정보 외에, 번식 능력이 좋고 발달주기가 빠르며 (수정으로부터 이유식까지 6 주) 적당한 크기입니다. 뚜렷한 외투 색상 (교차 전략에 필요)과 같은 생리적 인 지표와 결합 된 이러한 모든 장점은 마우스를 유전자 조작을위한 매력적인 모델로 만들었습니다. 주목할 만하게, 현대 유전학의 아주 이른 나이에서는, Gregor Mendel는 식물 3으로 움직이기 전에 쥐에 종사 시작했다.

유전자 전달 기술은 바이러스 성 전달을 이용하여 처음 생성 된 30 년 전의 첫 번째 형질 전환 마우스의 생성을 가져왔다. 그러나 연구자들은 곧 마우스 전이의 주요 과제 중 하나가 외인성 DNA의 운명을 제어 할 수 없다는 것을 깨달았습니다. 마우스 난 모세포로 형질 전환 유전자를 바이러스로 전달하면 게놈에 무작위로 여러 복제물이 통합되기 때문에,후속 형질 전환 계통을 확립하는 것이 제한적이었다.

이러한 한계 중 하나는 Gordon et al. microinjection 5 , 6 에 의한 최초의 형질 전환 마우스 라인을 생성했다. 이것은 재조합 DNA 기술의 시대를 열었고 마이크로 인젝션 세션의 결과에 영향을 미치는 매개 변수가 널리 연구되었습니다 7 . 마이크로 인젝션 (microinjection)은 형질 도입 유전자의 통합 부위에 대한 제어를 허용하지 않지만 (결과적으로 각 창 마우스에 대한 특이적인 발현 수준을 유도 함), 전 핵 마이크로 인젝션의 주요 이점은 컨 테이너 (concatemer)의 형성이다 ( , 게놈 통합 이전에 시리즈로 링크 됨) 5 . 이러한 특성은 수년 동안 관심있는 유전자를 과발현하는 수천 개의 트랜스 제닉 마우스 라인을 수립하는데 사용되었습니다. 그 이후로 유전자 변형,유기체 게놈의 인공 수정은 질병 발생시 단일 유전자의 역할을 확인하는 데 광범위하게 사용되었습니다.

마리오 카 페치 (Mario Capecchi)가 생쥐의 단일 유전자를 성공적으로 파괴하여 유전자 표적화 시대를 열었을 때 마우스 게놈을 조작하는 데있어 중요한 성과를 달성했습니다. 그러나 ES 세포 배양의 어려움, 약간의 가변성의 키메라 (chimerism) 정도, 과정의 길이 ( 즉, 마우스를 얻는 데 최소 12-18 개월)를 비롯하여 ES 세포 기반 유전자 표적화에서 주요 단점이 빠르게 나타났다. .

최근에, ZFN, TALEN 및 CISPR / Cas9와 같은 신기술의 진보가 대체 방법으로 등장했다. 마이크에서 유전자 타겟팅 과정을 가속화한다.e 9 , 10 . 이 endonucleases는 microinjection에 의해 마우스 난 모세포에 쉽게 주입 될 수 있으며, 6 주 이내에 유전자 표적 마우스를 생성 할 수 있습니다.

게놈 편집을위한 CRISPR 사용에 관한 첫 번째 보고서 이후이 박테리아 적응 면역 시스템은 ZFN과 TALEN을 대체했으며 그 이유는 합성의 용이함과 동시에 여러 유전자좌를 표적으로하는 능력 ( "멀티플렉싱 "). CRISPR은 생쥐 12 번에서 유전자 타겟팅에 처음 사용되었으며 이후 식물에서 사람 13,14 로 무수한 종에 적용되었습니다. 현재까지 CRISPR 게놈 편집에 저항하는 단일 종에 대한보고는 없다.

유전자 변형 생쥐의 생성의 두 가지 주요 제한 단계는 난 모세포의 주입과 재 이식이 난 모세포를 가짜 임신 한 암컷으로 이 기술은 우리와 15 에 의해 기술되었지만 최근의 쥐 발생학 및 유전자 전달 기술의 기술적 향상은 유 전적으로 변형 된 쥐를 생성하는 과정에 혁명을 일으켰습니다. 이러한 개선 사항은 여기에 설명됩니다.

Protocol

모든 절차는 뉴 사우스 웨일즈 동물 보호 및 윤리위원회의 승인을 받았습니다. 1. Transgene의 준비 (Random Integration) 분석 아가 로스 겔 전기 영동. 제조자의 권고 사항을 따르는 thermocycler에서 적절한 효소 (1 시간 배양) 또는 빠른 분해 효소 (15 ~ 30 분 배양)를 사용하여 도입 유전자를 제거하기 위해 플라스미드를 분해하십시오 ( 그림 2A<…

Representative Results

아래에서, 무작위 통합 및 CRISPR 매개 유전자 타겟팅의 경우 microinjection에 대한 워크 플로우가 설명됩니다 ( 그림 1 ). 그림 1 : 유전자 조작 마우스의 일반적인 워크 플로. 무작위 적으로 통합하기 위해 정화 된 형질 도입 유?…

Discussion

프로토콜 내 중요 단계

유전자 변형 마우스의 생성은 기술적으로 어려운 것으로 알려져 있습니다. 그러나 여기에 제시된 프로토콜은 기록적인 시간에 기술을 마스터하고 문제를 해결할 수 있도록 최적화되고 단순화 된 방법입니다. 이 기술을 성공적으로 완료하려면 두 단계가 필요합니다. 첫째, 염화 마그네슘 (MgCl 2 )없이 선형 DNA 템플릿 (sgRNA 합성 용)의 합성이 가능?…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자들은 지속적인 지원을 위해 동물 시설 (BRC) 직원에게 감사를드립니다. 이 작품은 국가 건강 및 의학 연구 협의회 (National Health and Medical Research Council)와 호주 연구위원회 (Australian Research Council)의 지원을 받았다.

Materials

Micropipette 0.1-2.5 ul Eppendorf 4920000016
Micropipette 2-20 ul Eppendorf 4920000040
Micropipette 20-200 ul Eppendorf 4920000067
Micropipette 100-1000 ul Eppendorf 4920000083
Molecular weight marker  Bioline BIO-33025 HyperLadder 1kb
Molecular weight marker  Bioline BIO-33056 HyperLadder 100 bp
Agarose Bioline BIO-41025
EDTA buffer Sigma-Aldrich 93296 10x – Dilute to 1x
Ethidium bromide Thermo Fisher Scientific 15585011
SYBR Safe gel stain Invitrogen S33102
Gel extraction kit Qiagen 28706
PCR purification kit (Qiaquick) Qiagen 28106
Vacuum system (Manifold) Promega A7231
Nuclease-free microinjection buffer  Millipore MR-095-10F
Ultrafree-MC microcentrifuge filter  Millipore UFC30GV00
Cas9 mRNA Sigma-Aldrich CAS9MRNA
CRISPR expressing plasmid (px330) Addgene 42230
Nuclease free water Sigma-Aldrich W4502
Phusion polymerase New England Biolabs M0530L
T7 Quick High Yield RNA kit New England Biolabs E2050S
RNA purification spin columns (NucAway) Thermo Fisher Scientific AM10070
ssOligos Sigma-Aldrich OLIGO STANDARD
Donor plasmid Thermo Fisher Scientific GeneArt
Hyaluronidase Sigma-Aldrich H3884
KSOMaa embryo culture medium Zenith Biotech  ZEKS-100
Mineral oil Zenith Biotech  ZSCO-100
M2 Medium Sigma-Aldrich M7167
Cytochalasin B Sigma-Aldrich C6762
Mouthpiece Sigma-Aldrich A5177
Glass microcapillaries Sutter Instrument BF100-78-10
Proteinase K Applichem A3830.0100
Dumont #5 forceps Fine Science Tools  91150-20
Iris scissors Fine Science Tools  91460-11
Vessel clamp Fine Science Tools  18374-43
Wound clips  Fine Science Tools  12040-01
Clips applier  Fine Science Tools  12018-12
Micro-scissors  Fine Science Tools  15000-03
Cauterizer Fine Science Tools  18000-00
Non-absorbable surgical sutures (Ethilon 3-0) Ethicon 1691H
5% CO2 incubator MG Scientific Galaxy 14S
Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific Nanodrop 2000c
Thermocycler Eppendorf 6321 000.515
Electrophoresis set up BioRad 1640300
UV Transilluminator BioRad 1708110EDU
Thermocycler Eppendorf 6334000069
Stereoscopic microscope Olympus SZX7
Inverted microscope Olympus IX71
2x Micromanipulators Eppendorf 5188000.012
Oocytes manipulator Eppendorf 5176000.025
Microinjector (Femtojet) Eppendorf 5247000.013
Mice C57BL/6J strain Australian BioResources C57BL/6JAusb 

Referenzen

  1. Ittner, L. M. Dendritic function of tau mediates amyloid-beta toxicity in Alzheimer’s disease mouse models. Cell. 142 (3), 387-397 (2010).
  2. Ittner, A. Site-specific phosphorylation of tau inhibits amyloid-beta toxicity in Alzheimer’s mice. Science. 354 (6314), 904-908 (2016).
  3. Marantz Henig, R. . The Monk in the Garden. , (2000).
  4. Jaenisch, R., Mintz, B. Simian virus 40 DNA sequences in DNA of healthy adult mice derived from preimplantation blastocysts injected with viral DNA. Proc Natl Acad Sci U S A. 71 (4), 1250-1254 (1974).
  5. Gordon, J. W., Ruddle, F. H. Integration and stable germ line transmission of genes injected into mouse pronuclei. Science. 214 (4526), 1244-1246 (1981).
  6. Gordon, J. W., Scangos, G. A., Plotkin, D. J., Barbosa, J. A., Ruddle, F. H. Genetic transformation of mouse embryos by microinjection of purified DNA. Proc Natl Acad Sci U S A. 77 (12), 7380-7384 (1980).
  7. Brinster, R. L., Chen, H. Y., Trumbauer, M. E., Yagle, M. K., Palmiter, R. D. Factors affecting the efficiency of introducing foreign DNA into mice by microinjecting eggs. Proc Natl Acad Sci U S A. 82 (13), 4438-4442 (1985).
  8. Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nat Rev Genet. 6 (6), 507-512 (2005).
  9. Carbery, I. D. Targeted genome modification in mice using zinc-finger nucleases. Genetik. 186 (2), 451-459 (2010).
  10. Sung, Y. H. Knockout mice created by TALEN-mediated gene targeting. Nat Biotechnol. 31 (1), 23-24 (2013).
  11. Jinek, M. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  12. Wang, H. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 153 (4), 910-918 (2013).
  13. Kang, X. Introducing precise genetic modifications into human 3PN embryos by CRISPR/Cas-mediated genome editing. J Assist Reprod Genet. 33 (5), 581-588 (2016).
  14. Liang, P. CRISPR/Cas9-mediated gene editing in human tripronuclear zygotes. Protein Cell. 6 (5), 363-372 (2015).
  15. Ittner, L. M., Götz, J. Pronuclear injection for the production of transgenic mice. Nat Protoc. 2 (5), 1206-1215 (2007).
  16. Yang, H., Wang, H., Jaenisch, R. Generating genetically modified mice using CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Nat Protoc. 9 (8), 1956-1968 (2014).
  17. . Resuspension Calculator Available from: https://sg.idtdna.com/calc/resuspension/ (2017)
  18. Auerbach, A. B. Strain-dependent differences in the efficiency of transgenic mouse production. Transgenic Res. 12 (1), 59-69 (2003).
  19. Merriman, J. A., Jennings, P. C., McLaughlin, E. A., Jones, K. T. Effect of aging on superovulation efficiency, aneuploidy rates, and sister chromatid cohesion in mice aged up to 15 months. Biol Reprod. 86 (2), 49 (2012).
  20. Nakagawa, Y., et al. Ultra-superovulation for the CRISPR-Cas9-mediated production of gene-knockout, single-amino-acid-substituted, and floxed mice. Biol Open. 5 (8), 1142-1148 (2016).
  21. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538 (2012).
  22. Whitten, W. K. Modification of the oestrous cycle of the mouse by external stimuli associated with the male. J Endocrinol. 13 (4), 399-404 (1956).
  23. Ye, S., Dhillon, S., Ke, X., Collins, A. R., Day, I. N. An efficient procedure for genotyping single nucleotide polymorphisms. Nucleic Acids Res. 29 (17), E88 (2001).
  24. Yoshimi, K., et al. ssODN-mediated knock-in with CRISPR-Cas for large genomic regions in zygotes. Nat Commun. 7, 10431 (2016).
  25. Suzuki, K., et al. In vivo genome editing via CRISPR/Cas9 mediated homology-independent targeted integration. Nature. , (2016).
  26. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nat Genet. 21, 70-71 (1999).
  27. Liu, X., et al. A targeted mutation at the known collagenase cleavage site in mouse type I collagen impairs tissue remodeling. J Cell Biol. 130 (1), 227-237 (1995).
  28. Ke, Y. D. Short-term suppression of A315T mutant human TDP-43 expression improves functional deficits in a novel inducible transgenic mouse model of FTLD-TDP and ALS. Acta Neuropathol. 130 (5), 661-678 (2015).
  29. Auerbach, A. B. Production of functional transgenic mice by DNA pronuclear microinjection. Acta Biochim Pol. 51 (1), 9-31 (2004).
  30. Iyer, V., et al. Off-target mutations are rare in Cas9-modified mice. Nat Methods. 12 (6), 479 (2015).
  31. Zhou, Y. High-throughput screening of a CRISPR/Cas9 library for functional genomics in human cells. Nature. 509 (7501), 487-491 (2014).
  32. Brinster, R. L., Chen, H. Y., Trumbauer, M. E., Avarbock, M. R. Translation of globin messenger RNA by the mouse ovum. Nature. 283 (5746), 499-501 (1980).
  33. Pinkert, C. A., Irwin, M. H., Johnson, L. W., Moffatt, R. J. Mitochondria transfer into mouse ova by microinjection. Transgenic Res. 6 (6), 379-383 (1997).
  34. Biggers, J. D., Summers, M. C. Choosing a culture medium: making informed choices. Fertil Steril. 90 (3), 473-483 (2008).
  35. Nakagata, N. Embryo transfer through the wall of the fallopian tube in mice. Jikken Dobutsu. 41 (3), 387-388 (1992).
  36. Truett, G. E. Preparation of PCR-quality mouse genomic DNA with hot sodium hydroxide and tris (HotSHOT). Biotechniques. 29 (1), 52-54 (2000).
  37. Richardson, C. D., Ray, G., DeWitt, M. A., Curie, G. L., Corn, J. E. Enhancing homology-directed genome editing by catalytically active and inactive CRISPR-Cas9 using asymmetric donor DNA. Nat Biotechnol. 34 (3), 339-344 (2016).
  38. Delerue, F., Ittner, L. M. Genome Editing in Mice Using CRISPR/Cas9: Achievements and Prospects. Clon. Transgen. 4, (2015).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Delerue, F., Ittner, L. M. Generation of Genetically Modified Mice through the Microinjection of Oocytes. J. Vis. Exp. (124), e55765, doi:10.3791/55765 (2017).

View Video