קיבעון של Caenorhabditis elegans לנתח להובלה תאיים בנוירונים
Summary
Caenorhabditis elegans (C. elegans) הוא מודל טוב ללמוד תחבורה עצב, תאיים. . הנה, אני מתארת פרוטוקול ויוו הקלטה וניתוח התחבורה עצב, intraflagellar C. elegans.
Abstract
עצב תחבורה ותעבורה intraflagellar: (אי) חיוניים עבור מורפוגנזה האקסון ואת cilia ותפקוד. קינזין superfamily חלבונים דינאין המנועים המולקולריים המסדירים anterograde ותעבורה רטרוגרדית, בהתאמה בקרב אנשי עסקים ותיירים כאחד. מנועים אלה להשתמש microtubule רשתות מסילות. Caenorhabditis elegans (C. elegans) הוא אורגניזם מודל חזק ללמוד תחבורה עצב ו: אי ויוו. כאן, אתאר פרוטוקול להתבונן תחבורה עצב,: אי חי C. elegans. ניתן לאבחן מטען מועבר על-ידי תיוג חלבונים מטענים באמצעות חלבונים פלורסנט כגון חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP). C. elegans הוא שקוף, יכול לבוא לידי ביטוי מתויג GFP מטען החלבונים תאים מסוימים תחת תאים ספציפיים היזמים. תולעים חיים ניתן לתקן באמצעות גרגרי על 10% agarose ג’ל מבלי להרוג או מאלחש את התולעים. בתנאים אלה, תנועת המטען יכול להיות ישירות שנצפו אקסונים ו cilia החיים C. elegans ללא ניתוח. בשיטה זו ניתן ליישם את ההתבוננות בכל מולקולה מטען תאים על-ידי שינוי החלבונים היעד ו/או את התאים שהם באים לידי ביטוי. חלבונים הבסיסיות ביותר כגון המנועים המולקולריים, מתאם חלבונים המעורבים: אי ולהזמנת עצב נשמרים C. elegans. בהשוואה לאורגניזמים אחרים מודל, מוטציות יכול להיות שהושג ומתוחזק בקלות רבה יותר C. elegans. שילוב של שיטה זו עם מוטציות C. elegans שונים יכול להבהיר את המנגנונים המולקולריים תחבורה עצב,: אי.
Introduction
תא חי הדמיה הוא כלי חיוני עבור ניתוח התחבורה תאיים. בביולוגיה דופאמינרגיים, ניתוחים של תחבורה עצב תאים חיים הדמיה חיוניים להבנת תפקוד ואת מורפוגנזה עצביים1. פגמים תחבורה עצב ביסוד הפרעות ניווניות מספר2. קינזין superfamily חלבונים ו דינאין נושאים תעבורה עצב anterogradely והן retrogradely, בהתאמה1,2.
Cilia הם עוד תא הסלולר שבה microtubule רשת ומכונות לסחר בבני אדם הם מפותח מאוד3. מכונות סינתזת חלבון הוא לא מקומי ב- cilia, מה שאומר חלבונים ciliary חייב להיות מועבר מן הציטופלסמה אל העצות cilia. קינזין cilia ספציפיים דינאין, קראו קינזין-2 ו- cytoplasmic דינאין-2, בהתאמה, להעביר את הרכיבים של cilia4, תופעה הנקראת intraflagellar תחבורה: (אי)5. ירידת ערך של: אי גורמת קשת של מחלות שנקרא ciliopathies6. לפיכך, ניתוח של המנגנון: אי על ידי הדמיה תא חי נדרש להבין מנגנונים בסיסיים של היווצרות ciliary ו פתוגנזה.
Caenorhabditis elegans (C. elegans) הוא מודל טוב ללמוד תחבורה עצב ו: אי-7,–8,–9. להתבונן: אי, Chlamydomonas כבר בשימוש נרחב כמו אורגניזם מודל5,6. כמו Chlamydomonas הוא אורגניזם חד־תאיות, קשרי הגומלין בין: אי עם ההזדקנות, תפקוד התנהגות יהיה קשה לנתח. בנוסף, טכניקות גנטיים חיוניים כגון CRISPR/Cas9 לא הוחלו על Chlamydomonas. מודל עילאיים, כגון עכברים דרוזופילה, הפרעה תחבורה עצב,: אי לעיתים קרובות גורמת פנוטיפים קטלני משום תחבורה עצב,: אי חיוניים עבור מורפוגנזה והומאוסטזיס של חיות 10, 11. במקרה של עכברים, תרבית תאים, תרביות תאים בדרך כלל צורך להתבונן תחבורה עצב,: אי, אשר דורש מיומנויות רבות זמן רב12,13. בנוסף, הרבה חשוב בהקשר פיזיולוגיים עלול ללכת לאיבוד בתוך תאים בתרבית, שורות תאים. . כי מערכת העצבים אינה חיונית להישרדותו של התולעים, C. elegans מוטציות תחבורה עצב או: אי אילו הם שיבשו אינן קרובות קטלני7,9,14. תחבורה עצב,: אי ישירות נראים ויוו ללא ניתוח כי C. elegans הוא שקוף, ולכן קל להתבונן סמני מתויג GFP.
ישנם מספר פרוטוקולים לשתק C. elegans, כגון באמצעות מכשיר microfluidic15, רפידות agarose עם הרדמה16, או גרגרי17. ההכללה של הרדמה עלול לעכב את האירועים סחר נוירונים15. חיסרון ברור של שיטת microfluidic-התקן היא הכנת התקן microfluidic אינה תמיד קלה. במקום זאת, קיבעון על-ידי agarose כריות וגרגרי היא דרך נוחה וקלה לביצוע זמן לשגות הדמיית C. elegans. כאן, אתאר את פרוטוקול בסיסי זה כדי לשתק C. elegans והמחש תחבורה עצב,: אי ויוו ב C. elegans. בהשוואה לשיטות אחרות, השיטה המתוארת כאן אינו מצריך ציוד מיוחד, הרבה יותר זול וקל לביצוע.
Protocol
Representative Results
Discussion
הגבלה לגבי שיטות קיימות
השיטה המתוארת כאן ממוטבת להתבונן מהר אירועים כגון: אי ולהזמנת עצב. לפיכך, קיבעון יותר תקבל עדיפות גבוהה יותר זמן הדגירה. ואילו היינו מסוגלים להבחין באירועים סחר לפחות 20 דקות ללא ההפרעות משמעותית, שיטה זו ייתכן שלא יתאים תמיד להתבונן איטי אירועים הדורשים ?…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
המחבר עמוקות תודה ד ר Asako סוגימוטו (אוניברסיטת Tohoku) לדיון מועיל שלה. wyIs251 היה מתנה נדיבה של ד ר קאנג שן (אוניברסיטת סטנפורד). mnIs17 סופק על ידי CGC, אשר ממומן על ידי משרד NIH תוכניות תשתית מחקר (P40 OD010440). עבודה זו נתמכה על ידי גרנט JSPS KAKENHI #17 H 05010 ו- #16 H 06536, תחנת Sankyo קרן, קרן מדעי המוח וקרן נאיטו.
Materials
| Slideglass (76 x 26 mm) | Matsunami | S1111 | |
| Coverglass (22 x 40 mm) | Matsunami | C024401 | |
| Agarose | Wako | 318-01195 | |
| Polystylene microbeads 0.1 micron | Polysciences | #00876 | |
| Heat block | TAITEC | 0063288-000 | CTU-mini |
| Microscope | Olympus | IX-71 | widefield microscope |
| Spinning disk Scanner | Yokogawa | CSU-X1 | spinning disc confocal scanner |
| Digital CCD camera | Hamamatsu Photonics | C10600-10B | ORCA-R2 degital CCD camera |
| Objective lens (x100, NA1.4) | Olympus | UPLSAPO 100XO | |
| Pasteur pipette (5 inch) | IWAKI | IK-PAS-5P | |
| Glass tube (1.5 cm diameter x 10.5 cm) | IWAKI | 9820TST15-105NP | |
| TV9211: wyIs251 | Laboratory of Kang Shen | N/A | |
| OTL11: mnIs17 | Ref. 27, 29 | N/A | SP2101 was backcrossed with wild type for 6 times |
| Stereo microscope | Carl Zeiss | 435064-9000-000 | STEMI 508 |
| Mirror transillumination unit | Carl Zeiss | 435425-9010-000 | |
| platinum wire (0.2 mm) | Nilaco Corporation | m78483501 | |
| 60 mm plastic dish | Falcon | #351007 | |
| Fiji | N/A | N/A | https://fiji.sc/ |
| nematode growth medium (NGM) | 1.7% (w/v) agarose, 50mM NaCl, 0.25% (w/v) Peptone, 1 mM CaCl2, 5 mg/mL Cholesterol, 25 mM KH2PO4, 1 mM MgSO4 |
Referenzen
- Hirokawa, N., Niwa, S., Tanaka, Y. Molecular motors in neurons: transport mechanisms and roles in brain function, development, and disease. Neuron. 68 (4), 610-638 (2010).
- Holzbaur, E. L., Scherer, S. S. Microtubules, axonal transport, and neuropathy. N Engl J Med. 365 (24), 2330-2332 (2011).
- Kamiya, R. Functional diversity of axonemal dyneins as studied in Chlamydomonas mutants. Int Rev Cytol. 219, 115-155 (2002).
- Scholey, J. M. Intraflagellar transport motors in cilia: moving along the cell’s antenna. J Cell Biol. 180 (1), 23-29 (2008).
- Rosenbaum, J. L., Witman, G. B. Intraflagellar transport. Nat Rev Mol Cell Biol. 3 (11), 813-825 (2002).
- Ishikawa, H., Marshall, W. F. Ciliogenesis: building the cell’s antenna. Nat Rev Mol Cell Biol. 12 (4), 222-234 (2011).
- Niwa, S., et al. Autoinhibition of a Neuronal Kinesin UNC-104/KIF1A Regulates the Size and Density of Synapses. Cell Rep. 16 (8), 2129-2141 (2016).
- Snow, J. J., et al. Two anterograde intraflagellar transport motors cooperate to build sensory cilia on C. elegans neurons. Nat Cell Biol. 6 (11), 1109-1113 (2004).
- Ou, G., Blacque, O. E., Snow, J. J., Leroux, M. R., Scholey, J. M. Functional coordination of intraflagellar transport motors. Nature. 436 (7050), 583-587 (2005).
- Zhou, R., Niwa, S., Homma, N., Takei, Y., Hirokawa, N. KIF26A is an unconventional kinesin and regulates GDNF-Ret signaling in enteric neuronal development. Cell. 139 (4), 802-813 (2009).
- Zhao, C., et al. Charcot-Marie-Tooth disease type 2A caused by mutation in a microtubule motor KIF1Bbeta. Cell. 105 (5), 587-597 (2001).
- Niwa, S., Tanaka, Y., Hirokawa, N. KIF1Bbeta- and KIF1A-mediated axonal transport of presynaptic regulator Rab3 occurs in a GTP-dependent manner through DENN/MADD. Nat Cell Biol. 10 (11), 1269-1279 (2008).
- Zhou, R., Niwa, S., Guillaud, L., Tong, Y., Hirokawa, N. A molecular motor, KIF13A, controls anxiety by transporting the serotonin type 1A receptor. Cell Rep. 3 (2), 509-519 (2013).
- Klassen, M. P., et al. An Arf-like small G protein, ARL-8, promotes the axonal transport of presynaptic cargoes by suppressing vesicle aggregation. Neuron. 66 (5), 710-723 (2010).
- Mondal, S., Ahlawat, S., Koushika, S. P. Simple microfluidic devices for in vivo imaging of C. elegans, Drosophila and zebrafish. J Vis Exp. (67), (2012).
- Chai, Y., et al. Live imaging of cellular dynamics during Caenorhabditis elegans postembryonic development. Nat Protoc. 7 (12), 2090-2102 (2012).
- Kim, E., Sun, L., Gabel, C. V., Fang-Yen, C. Long-term imaging of Caenorhabditis elegans using nanoparticle-mediated immobilization. PLoS One. 8 (1), 53419 (2013).
- Berkowitz, L. A., Knight, A. L., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. Generation of stable transgenic C. elegans using microinjection. J Vis Exp. (18), (2008).
- Collet, J., Spike, C. A., Lundquist, E. A., Shaw, J. E., Herman, R. K. Analysis of osm-6, a gene that affects sensory cilium structure and sensory neuron function in Caenorhabditis elegans. Genetik. 148 (1), 187-200 (1998).
- Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetik. 77 (1), 71-94 (1974).
- Niwa, S. The nephronophthisis-related gene ift-139 is required for ciliogenesis in Caenorhabditis elegans. Sci Rep. 6, 31544 (2016).
- Maeder, C. I., San-Miguel, A., Wu, E. Y., Lu, H., Shen, K. In vivo neuron-wide analysis of synaptic vesicle precursor trafficking. Traffic. 15 (3), 273-291 (2014).
- Wu, Y. E., Huo, L., Maeder, C. I., Feng, W., Shen, K. The balance between capture and dissociation of presynaptic proteins controls the spatial distribution of synapses. Neuron. 78 (6), 994-1011 (2013).
- Dwyer, N. D., Adler, C. E., Crump, J. G., L’Etoile, N. D., Bargmann, C. I. Polarized dendritic transport and the AP-1 mu1 clathrin adaptor UNC-101 localize odorant receptors to olfactory cilia. Neuron. 31 (2), 277-287 (2001).
- Fang-Yen, C., Gabel, C. V., Samuel, A. D., Bargmann, C. I., Avery, L. Laser microsurgery in Caenorhabditis elegans. Methods Cell Biol. 107, 177-206 (2012).
- Kumar, J., et al. The Caenorhabditis elegans Kinesin-3 motor UNC-104/KIF1A is degraded upon loss of specific binding to cargo. PLoS Genet. 6 (11), 1001200 (2010).
- Zheng, Q., et al. The vesicle protein SAM-4 regulates the processivity of synaptic vesicle transport. PLoS Genet. 10 (10), 1004644 (2014).
- Blacque, O. E., et al. The WD repeat-containing protein IFTA-1 is required for retrograde intraflagellar transport. Mol Biol Cell. 17 (12), 5053-5062 (2006).
- Evans, J. E., et al. Functional modulation of IFT kinesins extends the sensory repertoire of ciliated neurons in Caenorhabditis elegans. J Cell Biol. 172 (5), 663-669 (2006).
- Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. A guide to choosing fluorescent proteins. Nat Methods. 2 (12), 905-909 (2005).
- Bindels, D. S., et al. mScarlet: a bright monomeric red fluorescent protein for cellular imaging. Nat Methods. 14 (1), 53-56 (2017).
- Prevo, B., Mangeol, P., Oswald, F., Scholey, J. M., Peterman, E. J. Functional differentiation of cooperating kinesin-2 motors orchestrates cargo import and transport in C. elegans cilia. Nat Cell Biol. 17 (12), 1536-1545 (2015).
- Robison, P., et al. Detyrosinated microtubules buckle and bear load in contracting cardiomyocytes. Science. 352 (6284), 0659 (2016).
- Hayashi, S., Okada, Y. Ultrafast superresolution fluorescence imaging with spinning disk confocal microscope optics. Mol Biol Cell. 26 (9), 1743-1751 (2015).
