Un modello del coniglio di espressione del Transgene durevole nella vena giugulare di innesti di interposizione dell'arteria carotica comune
Summary
Questo metodo descrive il posizionamento degli innesti della vena di interposizione in conigli, la trasduzione degli innesti e il raggiungimento dell’espressione del transgene durevole. Questo permette l’indagine su ruoli fisiologici e patologici di transgeni e loro prodotti proteici nelle vene innestate e il test di terapie geniche per la malattia dell’innesto della vena.
Abstract
Chirurgia di bypass dell’innesto della vena è un trattamento per la malattia occlusiva arteriosa; Tuttavia, il successo a lungo termine è limitata dalla guasto dell’innesto a causa di trombosi, iperplasia intimale ed aterosclerosi. L’obiettivo di questo articolo è quello di illustrare un metodo per posizionare gli innesti bilaterali interposizione venosa in un coniglio, poi trasducendo gli innesti con un vettore di trasferimento del gene che raggiunge l’espressione del transgene durevole. Il metodo consente l’indagine dei ruoli biologici di geni e loro prodotti proteici nell’omeostasi dell’innesto della vena normale. Inoltre permette il testing di transgeni per le attività che potrebbero impedire il guasto dell’innesto di vena, ad es., se l’espressione di un transgene impedisce la crescita di neointimale, riduce l’infiammazione vascolare o riduce l’aterosclerosi in conigli alimentati con una dieta ad alta percentuale di grassi. Durante un intervento chirurgico di sopravvivenza iniziale, i segmenti di destra e di sinistra della vena giugulare esterna sono asportati e messi bilateralmente come invertita innesti di interposizione dell’arteria carotica comune di fine–lato. Durante un secondo intervento di sopravvivenza, effettuato 28 giorni più successivamente, ciascuno degli innesti è isolato dalla circolazione con clip vascolari e i lumen sono pieni (tramite un’arteriotomia) con una soluzione contenente un vettore (HDAd) adenovirale helper-dipendente. Dopo 20 min di incubazione, la soluzione di vettore è aspirata, arteriotomia viene riparato e flusso viene ripristinato. Le vene si raccolgono a intervalli di tempo dettate da singoli protocolli sperimentali. Il ritardo di 28 giorni tra il posizionamento dell’innesto e la trasduzione è necessario garantire l’adeguamento dell’innesto della vena per la circolazione arteriosa. Questo adattamento evita rapida perdita di espressione del transgene che si verifica negli innesti di vena trasformati prima o immediatamente dopo l’innesto. Il metodo è unico nella sua capacità di raggiungere l’espressione del transgene durevole, stabile nelle vene innestate. Rispetto ad altri modelli di innesto di grande vena animali, conigli hanno vantaggi di basso costo e facile movimentazione. Rispetto ai modelli dell’innesto della vena del roditore, conigli sono più grandi e più facile da manipolare vasi sanguigni che forniscono abbondante tessuto per l’analisi.
Introduction
L’aterosclerosi è una malattia infiammatoria cronica in cui accumulo di lipidi e di infiammazione nella parete del vaso sanguigno portano a restringimento del lume vascolare, attacchi cardiaci, ictus e perdita di arti1,2. Interventi percutanei (ad es., angioplastica e stenting) e terapia medica (ad es., agenti di statine e antipiastriniche) sono trattamenti utili per aterosclerosi; Tuttavia, essi sono spesso inefficaci nel trattamento della malattia ostruttiva severa sia nelle circolazioni coronariche e periferiche. L’innesto di esclusione, utilizzando segmenti di vena autogena, rimane una procedura comune per il trattamento di pazienti con malattia vascolare coronaria e periferica severa e diffusa3,4. Tuttavia, vena innesti collocati in entrambi la coronaria e periferiche circolazioni hanno tassi di pervietà a lungo termine poveri. Nella circolazione coronaria, circa il 10-20% della vena innesti sono occlusi a 1 anno e 50% sono occluse da 10 anni5,6. Nella circolazione periferica, tassi di guasto dell’innesto della vena sono 30-50% a 5 anni7.
La terapia genica è un approccio attraente per la prevenzione di guasto dell’innesto della vena perché può fornire un prodotto del gene terapeutico proprio presso il sito della malattia. Di conseguenza, numerosi studi preclinici hanno testato la vena dell’innesto gene terapia8,9. Tuttavia, essenzialmente tutti questi studi hanno esaminato l’efficacia al tempo punti (2-12 settimane)10,11,12,13,14,iniziali15, 16 , 17. siamo a conoscenza di alcuna prova che gli interventi di terapia genica possono fornire durevole protezione (anni) contro tardo guasto dell’innesto della vena che in genere deriva da neointimale iperplasia e aterosclerosi4. Abbiamo sviluppato un metodo che permette l’espressione del transgene durevole nelle vene innestate e quindi permette la sperimentazione di interventi di terapia genica in ritardo così come primi momenti. Per ottenere l’espressione del transgene durevole, il metodo incorpora HDAd vettori e una strategia di trasduzione in ritardo. Giuseppe vettori forniscono l’espressione del transgene prolungata mancanza di geni virali, impedendo il riconoscimento (e rifiuto) di cellule trasdotte dal sistema immunitario18,19,20, 21. Delayed trasduzione (effettuata 28 giorni dopo il posizionamento dell’innesto) previene la perdita di cellule trasdotte durante il processo di arterializzazione che si verifica all’inizio dopo l’ innesto22.
Altri metodi che ottenere l’espressione del transgene terapeutico nella parete dell’innesto della vena si affidano la trasduzione dell’innesto della vena al momento dell’innesto posizionamento10,11,12,15,16 ,17. Quando misurati in serie, utilizzando questo approccio l’espressione del transgene diminuisce rapidamente dopo la trasduzione22,23. Di conseguenza, gli studi che utilizzano questo approccio non hanno esaminato l’efficacia oltre le 12 settimane dopo l’innesto della vena, con più non ha valutato l’efficacia oltre 4 settimane. Al contrario, il nostro metodo raggiunge innesto della vena l’espressione del transgene che persiste stabile per almeno 24 settimane e basato su studi simili effettuati in arterie-probabile continua molto più lungo22,24. Siamo consapevoli di nessun altro vena gene terapia intervento di innesto che raggiunge l’espressione del transgene stabile di questa durata.
Abbiamo usato un modello del coniglio per sviluppare il nostro metodo. Altri hanno utilizzato roditori, conigli, o più grandi animali per testare la vena dell’innesto gene terapia10,11,12,15,16,17,25, 26. Rispetto ai modelli di roditori, conigli sono più costosi e sono soggetti a requisiti normativi più severi. Tuttavia, rispetto ad animali più grandi (ad es., maiali e cani), i conigli sono molto meno costosi da acquistare e casa e molto più facile da gestire. Inoltre, vasi di coniglio assomigliano umani vasi fisiologicamente27, sono sufficientemente grandi, che possono essere utilizzati per testare gli interventi percutanei28,29, e forniscono sufficiente tessuto che più endpoint (ad es., istologia, proteine, RNA) può essere esaminato tramite un singolo vaso sanguigno esemplare22,30. Inoltre, quando i conigli con gli innesti della vena sono alimentati con una dieta ricca di grassi, sviluppano vena innesto aterosclerosi31,32, che è una causa comune dell’arteria coronaria bypass vena innesto guasto4,5 . Questi innesti di vena di coniglio aterosclerotica possono servire come substrato per gli interventi di terapia genica consegnati con questo metodo di test. Il protocollo fornito può aiutare gli investigatori a padroneggiare le competenze tecniche necessarie per ottenere l’espressione del transgene durevole negli innesti di vena di coniglio.
Protocol
Representative Results
Discussion
Punti critici in questo protocollo comprendono la gestione dell’anestesia, anticoagulazione manipolazione chirurgica della vena arteria/innestato e misure emodinamiche della vena innestata. Corretta gestione dell’anestesia è critico in questo modello di chirurgia multipla di sopravvivenza che include due operazioni relativamente lunghe (in genere 3-3.5 h per l’innesto bilaterale della vena e 1.5-2.5 h per trasduzione dell’innesto bilaterale). Abbiamo amministrato l’anestesia con una punta conica e con intubazione endotr…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Materials
| Disposables | |||
| 3mL syringe with 24G needle | Becton Dickinson | 309571 | 2x for vein graft surgery; 2x for gene transfer surgery |
| 1 mL syringe with 27G needle | Becton Dickinson | 309623 | 2x for vein graft surgery, 5x for gene transfer surgery |
| 19G needle | Becton Dickinson | 305187 | Gene transfer surgery |
| 20 mL syringe, luer lock | Nipro Medical Corp | JD+20L | |
| Catheters, 24Ga x 3/4” | Terumo Medical Products | SROX2419V | |
| 21G needle | Becton Dickinson | 305165 | Gene transfer surgery and for 20 mL syringe of saline |
| Gauze 4” x 4” | Dynarex | 3242 | ~10-15 per surgery |
| 3-0 silk suture | Covidien Ltd. | S-244 | |
| 5-0 silk suture | Covidien Ltd. | S-182 | |
| 7-0 polypropylene suture | CP Medical | 8703P | Vein graft surgery |
| 7-0 polypropylene suture | CP Medical | 8648P | Gene transfer surgery |
| 5-0 polyglycolic acid suture | CP Medical | 421A | |
| 3-0 polyglycolic acid suture | CP Medical | 398A | |
| Alcohol swabs | Covidien Ltd. | 6818 | For the placement of I.V. line |
| Catheter plug | Vetoquinol | 411498 | |
| Ketamine HCl, 100 mg/mL | Vedco Inc. | 5098916106 | |
| Xylazine, 100 mg/mL | Akorn Inc. | 4821 | |
| Lidocaine, 20 mg/mL | Pfizer | 409427702 | |
| Marcaine 0.5% | Pfizer | 409161050 | |
| Beuthanasia D-Special | Intervet Inc. | NDC 00061047305 | Harvest surgery only |
| Buprenorphine HCl, 0.3 mg/mL | Patterson Veterinary | 12496075705 | |
| Saline IV bag, 0.9% sodium chloride | Baxter | 2B1309 | |
| Heparin (5000 U/mL) | APP Pharmaceuticals | NDC 63323-047-10 | |
| Papaverine (3.5 mg/ml) | American Reagent Inc. | NDC 0517-4002-25 | Diluted from 30mg/mL stock; Use 1 mL maximum |
| Fentanyl patch, 25 mcg/h | Apotex Corp. | NDC 60505-7006-2 | |
| Isoflurane | Multiple vendors | Catalog number not available | |
| Viral vector | Gene transfer surgery only | ||
| Surgical Instruments | |||
| Metzenbaum needle holder 7" straight | Roboz | RS-7900 | |
| Operating scissors 6.5" straight blunt/blunt | Roboz | RS-6828 | |
| Needle holder /w suture scissors | Miltex | 8-14-IMC | |
| Castroviejo scissors | Roboz | RS-5658 | |
| Castroviejo needle holder, 5.75" straight with lock | Roboz | RS-6412 | |
| Stevens scissors 4.25" curved blunt/blunt | Roboz | RS-5943 | |
| Alm retractor 4" 4X4 5mm blunt prongs | Roboz | RS-6514 | 2x |
| Backhaus towel clamp 3.5" | Roboz | 4x | |
| Micro clip setting forceps 4.75" | Roboz | RS-6496 | |
| Micro vascular clips, 11 mm | Roboz | ||
| Surg-I-Loop | Scanlan International | 1001-81M | 5 cm length |
| Bonaccolto forceps, 4” (10 cm) long longitudinal serrations, cross serrated tip, 1.2mm tip width | Roboz | RS-5210 | |
| Dumont #3 forceps Inox tip size .17 × .10 mm | Roboz | RS-5042 | |
| Graefe forceps, 4” (10 cm) long serrated straight, 0.8 mm tip | Roboz | RS-5280 | |
| Halstead mosquito forceps, 5" straight, 1.3 mm tips | Roboz | RS-7110 | 2x |
| Halstead mosquito forceps, 5" curved, 1.3mm tips | Roboz | RS-7111 | |
| Jacobson mosquito forceps 5" curved extra delicate, 0.9 mm tips | Roboz | RS-7117 | |
| Kantrowitz forceps, 7.25" 90 degree delicate, 1.7 mm tips | Roboz | RS-7305 | |
| Tissue forceps 5", 1X2 teeth, 2 mm tip width | Roboz | RS-8162 | |
| Allis-Baby forceps, 12 cm, 4×5 teeth, 3 mm tip width | Fine Science Tools | 11092-12 | 2x |
| Adson forceps, 12 cm, serrated, straight | Fine Science Tools | 11006-12 | |
| Veterinary electrosurgery handpiece and electrode | MACAN Manufacturing | HPAC-1; R-F11 | |
| Surgical Suite Equipment | |||
| Circulating warm water blanket and pump | Multiple vendors | Catalog number not available | |
| Bair hugger warming unit | 3M | Model 505 | |
| IV infusion pump | Heska | Vet IV 2.2 | |
| Isoflurane vaporizer and scavenger | Multiple vendors | Catalog number not available | |
| Veterinary multi-parameter monitor | Surgivet | Surgivet Advisor | |
| Veterinary electrosurgery unit | MACAN Manufacturing | MV-9 | |
| Surgical microscope | D.F. Vasconcellos | M900 | 25X magnification for vein graft surgery; 16X magnification for gene transfer surgery |
Referenzen
- Libby, P., Bornfeldt, K. E., Tall, A. R. Atherosclerosis: Successes, Surprises, and Future Challenges. Circ Res. 118, 531-534 (2016).
- Fowkes, F. G., et al. Comparison of global estimates of prevalence and risk factors for peripheral artery disease in 2000 and 2010: a systematic review and analysis. Lancet. 382, 1329-1340 (2013).
- Mohr, F. W., et al. Coronary artery bypass graft surgery versus percutaneous coronary intervention in patients with three-vessel disease and left main coronary disease: 5-year follow-up of the randomised, clinical SYNTAX trial. Lancet. 381, 629-638 (2013).
- de Vries, M. R., Simons, K. H., Jukema, J. W., Braun, J., Quax, P. H. Vein graft failure: from pathophysiology to clinical outcomes. Nat Rev Cardiol. 13 (8), 451-470 (2016).
- Harskamp, R. E., Lopes, R. D., Baisden, C. E., de Winter, R. J., Alexander, J. H. Saphenous vein graft failure after coronary artery bypass surgery: pathophysiology, management, and future directions. Ann Surg. 257, 824-833 (2013).
- Sabik, J. F. Understanding saphenous vein graft patency. Circulation. 124 (3), 273-275 (2011).
- Owens, C. D., Ho, K. J., Conte, M. S. Lower extremity vein graft failure: a translational approach. Vasc Med. 13, 63-74 (2008).
- Robertson, K. E., McDonald, R. A., Oldroyd, K. G., Nicklin, S. A., Baker, A. H. Prevention of coronary in-stent restenosis and vein graft failure: does vascular gene therapy have a role. Pharmacol Ther. 136, 23-34 (2012).
- Yla-Herttuala, S., Baker, A. H. Cardiovascular Gene Therapy: Past, Present, and Future. Mol Ther. 25, 1095-1106 (2017).
- Schwartz, L. B., et al. Adenoviral-mediated gene transfer of a constitutively active form of the retinoblastoma gene product attenuates neointimal thickening in experimental vein grafts. J Vasc Surg. (5), 874-881 (1999).
- Eefting, D., et al. Local lentiviral short hairpin RNA silencing of CCR2 inhibits vein graft thickening in hypercholesterolemic apolipoprotein E3-Leiden mice. J Vasc Surg. 50, 152-160 (2009).
- Handa, M., et al. Adventitial delivery of platelet-derived endothelial cell growth factor gene prevented intimal hyperplasia of vein graft. J Vasc Surg. 48 (6), 1566-1574 (2008).
- Kloppenburg, G. T., Grauls, G. E., Bruggeman, C. A., Stassen, F. R. Adenoviral activin A expression prevents vein graft intimal hyperplasia in a rat model. Interact Cardiov Th. 8, 31-34 (2009).
- Eefting, D., et al. A novel urokinase receptor-targeted inhibitor for plasmin and matrix metalloproteinases suppresses vein graft disease. Cardiovasc Res. 88, 367-375 (2010).
- Eichstaedt, H. C., et al. Gene transfer of COX-1 improves lumen size and blood flow in carotid bypass grafts. J Surg Res. 161, 162-167 (2010).
- Kritz, A. B., et al. In vivo modulation of Nogo-B attenuates neointima formation. Mol Ther. 16 (11), 1798-1804 (2008).
- Peroulis, M., et al. The role of ex-vivo gene therapy of vein grafts with Egr-1 decoy in the suppression of intimal hyperplasia. Eur J Vasc Endovasc. 40, 216-223 (2010).
- Kochanek, S., et al. A new adenoviral vector: Replacement of all viral coding sequences with 28 kb of DNA independently expressing both full-length dystrophin and b-galactosidase. Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 5731-5736 (1996).
- Parks, R. J., et al. A helper-dependent adenovirus vector system: Removal of helper virus by Cre-mediated excision of the viral packaging signal. P Natl Acad Sci USA. 93, 13565-13570 (1996).
- Chen, H. -. H., et al. Persistence in muscle of an adenoviral vector that lacks all viral genes. P Natl Acad Sci USA. 94, 1645-1650 (1997).
- Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector. Circulation. 110, 1484-1491 (2004).
- Du, L., Zhang, J., Clowes, A. W., Dichek, D. A. Efficient gene transfer and durable transgene expression in grafted rabbit veins. Hum Gene Ther. 26, 47-58 (2015).
- Channon, K. M., et al. Efficient adenoviral gene transfer to early venous bypass grafts: comparison with native vessels. Cardiovasc Res. 35, 505-513 (1997).
- Flynn, R., et al. Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis. Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).
- George, S. J., et al. Sustained Reduction of Vein Graft Neointima Formation by Ex Vivo TIMP-3 Gene Therapy. Circulation. 124, 135-142 (2011).
- Chiu-Pinheiro, C. K., et al. Gene transfer to coronary artery bypass conduits. Ann Thorac Surg. 74, 1161-1166 (2002).
- Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).
- Ribichini, F., et al. Effects of oral prednisone after stenting in a rabbit model of established atherosclerosis. J Am Coll Cardiol. 50, 176-185 (2007).
- Langheinrich, A. C., et al. Quantification of in-stent restenosis parameters in rabbits by Micro-CT. Rofo. 177 (4), 501-506 (2005).
- Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis. Arterioscler Thromb. 37, 316-327 (2017).
- Zwolak, R. M., Kirkman, T. R., Clowes, A. W. Atherosclerosis in rabbit vein grafts. Arteriosclerosis. 9, 374-379 (1989).
- Qiang, B., et al. Statin therapy prevents expansive remodeling in venous bypass grafts. Atherosclerosis. 223, 106-113 (2012).
- Casa, L. D. C., Ku, D. N. Thrombus Formation at High Shear Rates. Annu Rev Biomed Eng. 19, 415-433 (2017).
- Chen, C., Coyle, K. A., Hughes, J. D., Lumsden, A. B., Ku, D. N. Reduced blood flow accelerates intimal hyperplasia in endarterectomized canine arteries. Cardiovasc Surg. 5 (2), 161-168 (1997).
- Binns, R. L., Ku, D. N., Stewart, M. T., Ansley, J. P., Coyle, K. A. Optimal graft diameter: effect of wall shear stress on vascular healing. J Vasc Surg. 10, 326-337 (1989).
- Oka, K., Mullins, C. E., Kushwaha, R. S., Leen, A. M., Chan, L. Gene therapy for rhesus monkeys heterozygous for LDL receptor deficiency by balloon catheter hepatic delivery of helper-dependent adenoviral vector. Gene Ther. 22, 87-95 (2015).
- Miyake, T., et al. Prevention of neointimal formation after angioplasty using nuclear factor-kappaB decoy oligodeoxynucleotide-coated balloon catheter in rabbit model. Circ Cardiovasc Interv. 7, 787-796 (2014).
- Chorny, M., et al. Site-specific gene delivery to stented arteries using magnetically guided zinc oleate-based nanoparticles loaded with adenoviral vectors. FASEB J. 27, 2198-2206 (2013).
- Hoshino, K., et al. Three catheter-based strategies for cardiac delivery of therapeutic gelatin microspheres. Gene Ther. 13, 1320-1327 (2006).
- Nouri, F., Sadeghpour, H., Heidari, R., Dehshahri, A. Preparation, characterization, and transfection efficiency of low molecular weight polyethylenimine-based nanoparticles for delivery of the plasmid encoding CD200 gene. Int J Nanomed. , 5557-5569 (2017).
- Jia, S. F., et al. Eradication of osteosarcoma lung metastases following intranasal interleukin-12 gene therapy using a nonviral polyethylenimine vector. Cancer Gene Ther. , 260-266 (2002).
- Morishita, R., et al. Intimal hyperplasia after vascular injury is inhibited by antisense cdk 2 kinase oligonucleotides. J Clin Invest. 93, 1458-1464 (1994).
