Summary

Un protocole d’extraction de l’ADN des moustiques à base de perles magnétiques pour le séquençage de nouvelle génération

Published: April 15, 2021
doi:

Summary

Décrit ici est un protocole d’extraction d’ADN utilisant des perles magnétiques pour produire des extractions d’ADN de haute qualité à partir de moustiques. Ces extractions conviennent à une approche de séquençage de nouvelle génération en aval.

Abstract

Un protocole d’extraction de l’ADN récemment publié à l’aide de billes magnétiques et d’un instrument automatisé d’extraction de l’ADN suggère qu’il est possible d’extraire de l’ADN de haute qualité et en quantité d’un moustique individuel bien préservé suffisant pour le séquençage du génome entier en aval. Cependant, le recours à un instrument automatisé coûteux d’extraction de l’ADN peut être prohibitif pour de nombreux laboratoires. Ici, l’étude fournit un protocole d’extraction d’ADN à base de perles magnétiques économique, qui convient à un débit faible à moyen. Le protocole décrit ici a été testé avec succès à l’aide d’échantillons individuels de moustiques Aedes aegypti. La réduction des coûts associés à l’extraction de l’ADN de haute qualité augmentera l’application du séquençage à haut débit aux laboratoires et aux études aux ressources limitées.

Introduction

Le développement récent d’un protocole d’extraction d’ADN amélioré1 a permis de nombreuses études en aval à fort impact impliquant le séquençage du génome entier2,3,4,5,6. Ce protocole d’extraction d’ADN à base de perles magnétiques fournit un rendement fiable en ADN à partir d’échantillons individuels de moustiques, ce qui réduit le coût et le temps associés à l’acquisition d’un nombre suffisant d’échantillons provenant de collections sur le terrain.

Les progrès récents de la génomique des populations et des paysages sont directement corrélés à la diminution des coûts du séquençage du génome entier. Bien que l’ancien protocole d’extraction de l’ADN1 augmente l’efficacité associée au séquençage à haut débit, les petits laboratoires ou études sans fonds peuvent choisir de ne pas utiliser ces nouveaux outils puissants de génomique du paysage et des populations en raison des coûts de mise en œuvre du protocole (p. ex. les coûts des instruments spécialisés).

Ici, un protocole d’extraction d’ADN modifié est présenté qui utilise une étape d’extraction de perles magnétique similaire à celle de Neiman et al.1 pour obtenir de l’ADN de haute pureté, mais ne repose pas sur des instruments coûteux pour la lyse tissulaire et l’extraction de l’ADN. Ce protocole convient aux expériences nécessitant >10 ng d’ADN de haute qualité.

Protocol

1. Entreposage général des échantillons et préparations avant l’extraction de l’ADN Hydrater l’échantillon dans de l’eau de qualité PCR de 100 μL pendant 1 h (ou pendant la nuit) à 4 °C si l’échantillon a été conservé dans de l’alcool de >70 % pour adoucir le tissu. 2. Perturbation de l’échantillon Réglez un incubateur ou un bloc chauffant secouant à 56 °C. Faire de la protéinase K (PK) tampon/mélange d’enzymes. 2 μL de pr…

Representative Results

Le rendement moyen en ADN par tissu de tête/thorax de moustique était de 4,121 ng/μL (N = 92, écart-type de 3,513) mesuré à l’aide d’un fluoromètre lorsqu’il était élué à l’aide de 100 μL de tampon d’élution. Ceci est suffisant pour les besoins d’entrée d’ADN génomique de 10 à 30 ng nécessaires à la construction de la bibliothèque de génomesentiers 1,7. La quantité d’ADN peut varier entre 0,3 et 29,7 ng/μL selon la taille cor…

Discussion

Le protocole décrit ici peut être adapté à d’autres espèces d’insectes. La version originale du protocole introduit dans Nieman et al.1 a été testée sur plusieurs espèces, y compris Aedes aegypti, Ae. busckii, Ae. taeniorhynchus, Anopheles arabiensis, An. coluzzii, An. coustani, An. darlingi, An. funestus, An. gambiae, An. quadriannulatus, An. rufipes, Culex pipiens, Cx. quinquefasciatus, Cx. theileri, Drosophila suzukii, Chrysomela aeneicollis Tuta absoluta, et Keiferia …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous reconnaissons le soutien financier du Pacific Southwest Regional Center of Excellence for Vector-Borne Diseases financé par les Centers for Disease Control and Prevention des États-Unis (Accord de coopération 1U01CK000516), de la subvention des CDC NU50CK000420-04-04, de l’Usda National Institute of Food and Agriculture (projet Hatch 1025565), de la bourse UF/IFAS Florida Medical Entomology Laboratory à Tse-Yu Chen, de la subvention NSF CAMTech IUCRC Phase II (AWD05009_MOD0030) et du Florida Department of Health (Contrat CODQJ). Les constatations et les conclusions du présent article sont celles de l’auteur ou des auteurs et ne représentent pas nécessairement le point de vue du U.S. Fish and Wildlife Service.

Materials

AE Buffer Qiagen 19077 Elution buffer
AL Buffer Qiagen 19075 Lysis buffer
AW1 Buffer Qiagen 19081 Washing buffer 1
AW2 Buffer Qiagen 19072 Washing buffer 2
MagAttract Suspension G Qiagen 1026901 magnetic bead
Magnetic bead separator Epigentek Q10002-1
Nanodrop ThermoFisher ND-2000 microvolume spectrophotometer
PK Buffer ThermoFisher 4489111 Proteinase K buffer
Proteinase K ThermoFisher A25561
Qubit Invitrogen Q33238 fluorometer

Referenzen

  1. Nieman, C. C., Yamasaki, Y., Collier, T. C., Lee, Y. A DNA extraction protocol for improved DNA yield from individual mosquitoes. F1000Research. 4, 1314 (2015).
  2. Lee, Y., et al. Genome-wide divergence among invasive populations of Aedes aegypti in California. BMC Genomics. 20 (1), 204 (2019).
  3. Schmidt, H., et al. Abundance of conserved CRISPR-Cas9 target sites within the highly polymorphic genomes of Anopheles and Aedes mosquitoes. Nature Communications. 11 (1), 1425 (2020).
  4. Schmidt, H., et al. Transcontinental dispersal of Anopheles gambiae occurred from West African origin via serial founder events. Communications Biology. 2, 473 (2019).
  5. Norris, L. C., et al. Adaptive introgression in an African malaria mosquito coincident with the increased usage of insecticide-treated bed nets. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (3), 815-820 (2015).
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  9. Campos, M., et al. Complete mitogenome sequence of Anopheles coustani from São Tomé island. Mitochondrial DNA. Part B, Resources. 5 (3), 3376-3378 (2020).
  10. Cornel, A. J., et al. Complete mitogenome sequences of Aedes (Howardina) busckii and Aedes (Ochlerotatus) taeniorhynchus from the Caribbean Island of Saba. Mitochondrial DNA. Part B, Resources. 5 (2), 1163-1164 (2020).
  11. Lucena-Aguilar, G., et al. DNA source selection for downstream applications based on dna quality indicators analysis. Biopreservation and Biobanking. 14 (4), 264-270 (2016).
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Diesen Artikel zitieren
Chen, T., Vorsino, A. E., Kosinski, K. J., Romero-Weaver, A. L., Buckner, E. A., Chiu, J. C., Lee, Y. A Magnetic-Bead-Based Mosquito DNA Extraction Protocol for Next-Generation Sequencing. J. Vis. Exp. (170), e62354, doi:10.3791/62354 (2021).

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